Summary
ここで説明するフォトトロンボミックストロークモデルは、感光性染料の投与後にレーザー照明を用いて永久的な微小血管閉塞を誘導することによって無傷の頭蓋骨を通してストロークが生成される。
Abstract
脳卒中は先進国における死亡および成人障害の主な原因である。新しい治療戦略の広範な調査にもかかわらず、脳卒中患者のための限られた治療選択肢が残っている。したがって、脳卒中後の炎症、血管新生、神経可塑性、再生などの病態生理学的経路に関するより多くの研究が必要である。イン ビトロ モデルが脳の複雑さを再現できないことから、実験ストロークモデルは、これらのメカニズムの新しい薬物標的の分析とその後の評価に不可欠です。さらに、いわゆるレプリケーションの危機を克服するためには、すべての手順の詳細な標準化されたモデルが緊急に必要とされます。ImmunoStroke研究コンソーシアムにおける取り組みとして、ローズベンガルの腹腔内注射を用いた標準化されたフォトトロンボティックマウスモデルと、561nmレーザーによる無傷の頭蓋骨の照明について説明する。このモデルは、侵襲的な手術なしで脳の任意の皮質領域に割り当てるマウスの脳卒中のパフォーマンスを可能にします。したがって、脳の様々な領域での脳卒中の研究を可能にする。本ビデオでは、組織学的分析と共にフォトトロンボティックモデルにおける脳卒中誘導の外科的方法が示されている。
Introduction
21世紀 の先進国における虚血性脳卒中は依然として死亡の主な原因であり、成人障害を取得し、2017年には世界で約270万人が死亡した1。科学界の膨大な努力があっても、利用可能な治療法はほとんどありません。さらに、このような高い除外基準では、これらの既に限られた選択肢は多くの患者にアクセスできないので、脳卒中後の機能的回復を改善するための新しい治療法が緊急に必要になります。
脳の複雑な相互作用を再現する インビトロ モデルの能力を考慮すると、動物モデルは前臨床脳卒中研究に不可欠です。マウスは脳卒中研究分野で最も頻繁に使用される動物モデルです。これらのマウスモデルの大部分は、ヒト脳卒中病変の大部分がMCA領域2に位置しているため、中大脳動脈(MCA)内の血流を遮断することによって梗塞を誘発することを目的としている。これらのモデルは、より良い人間の脳卒中病変を再現するが、それらは高梗塞体積変動を伴う痙攣手術を伴う。
1977年3月にローゼンブラムとエル・サブバンがフォトトロンボミックモデルを提案して以来、後にワトソンら4匹のラットにこのモデルを適用して、虚血性脳卒中研究5,6で広く使用されるようになった。フォトトロンボミックストロークモデルは、以前に血流に注入された光感受性色素の光活性化の結果として、局所的かつ定義された皮質梗塞を誘導する。これは、光にさらされた領域の血管の局所血栓症を引き起こす。簡単に言えば、注入された感光性色素からの光への暴露時に、内皮細胞膜の局所的な酸化傷害が誘発され、血小板凝集および血栓形成につながり、続いて脳血流の局所的な破壊を引き起こした7。
この技術の主な利点は、その実行のシンプルさと病変を所望の領域に向ける可能性にあります。他の実験的な脳卒中モデルとは異なり、病変が無傷の頭蓋骨の照明によって誘発されるため、光血栓性脳卒中モデルを実行するには、軽度の外科的専門知識が必要である。また、十分に区切られた境界(図2Aおよび図5B)および特定の脳領域に病変を誘導する柔軟性は、虚血性または無傷皮質領域8内の細胞応答の研究を容易にすることができる。これらの理由から、このアプローチは、皮質可塑性の細胞および分子機構の研究に適している。
過去数十年の間に、研究グループ間の再現性の欠如に対する懸念の高まりは、いわゆる複製危機9を作り上げてきた。2015年10年に初の前臨床無作為化対照多施設試験研究の調整後、前臨床研究11、12、13を改善するためのツールが提案され、独立した実験室からの前臨床試験間の再現性が低下する原因の1つは、実験ストロークモデルおよび結果パラメータ14の十分な標準化の欠如であったことが確認された。そこで、脳卒中回復の機構原理の根底にある脳免疫相互作用を理解することを目的とした連携である「ImmunoStrokeコンソーシアム(https://immunostroke.de/)」が設立された際には、各研究グループの実験ストロークモデルの標準化が不可欠であった。
ここで説明した、上記の研究コンソーシアムで使用されるフォトトロンボティックモデルの誘導のための標準化された手順である。簡単に言えば、動物は麻酔薬を受け、腹腔内にローズベンガル注射(10μL/g)を受け、ブレグマから3mm残された無傷の頭蓋骨を、561nmレーザーで20分間すぐに照射した(図1)。さらに、このモデルでの脳卒中の結果を分析するための関連する組織学的および行動的方法が報告される。すべての方法は実験室で開発され、使用される標準的な操作手順に基づいている。
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Protocol
このビデオで報告された実験は、実験動物の使用に関する国家ガイドラインに従って行われ、プロトコルはドイツ政府委員会(ドイツのドイツ、ミュンヘン、ドイツ)によって承認されました。この研究で使用されたマウスは、生後10〜12週の雄C57Bl/6Jマウスで、チャールズ・リバー・ドイツによって派遣された。動物は制御された温度(22 °C±2°C)下に収容され、12時間の明暗サイクル期間とペレット化された食品および水のアドリビタムへのアクセスが行われました。
1. 材料・器具の準備
- ローズベンガルを0.9%生理液に溶解し、10mg/mLの最終濃度に到達します。ヒートブランケットを接続して操作領域を暖かく保ち、麻酔中のマウス体温を37°Cに保ちます。
- はさみ、鉗子、綿片、デプサンテノール眼軟膏、縫合材を準備します。水分補給された操作領域を維持するために、(針なし)塩水溶液でシリンジを準備します。麻酔ガス(100%O2+イソフルラン)を準備します。
2. 動物の準備
- 手術前に30分に鎮痛薬を注入する(4mg/kgカルプロフェンと0.1mg/kgブプレノルフィン)。
- 注射するローズベンガルの用量を調整するためにマウスの体重を記録します(10 μL/g、100 μg/g)。
- イソフルランの流量が4%の誘導室にマウスを置き、身体とビブリッサエの自発的な動きが止まるまで麻酔します。
- マウスを立体的なフレームに移し、鼻を入れた状態で麻酔マスクに入れる。動物を固定し、イオブルラン濃度を4%で1分間維持します。その後、イオブルラン濃度を2%に減らして維持する。
- 直腸プローブを静かに挿入して、外科的処置全体の温度を監視します。マウスの体温を37°Cに保つには、関連するフィードバック制御加熱パッドをセットします。
- 両方の目にデブサンテノール眼軟膏を塗布し、消毒剤で皮膚と周囲の毛皮をきれいにします。
3. フォトトロンボシスモデル
- 2.0〜2.5センチの縦切開を行い、頭蓋骨を露出させるために引き込む。創傷の合併症を避けるために、1回の切り傷で頭蓋骨の露出を行います。
- 綿で骨膜を優しく取り除き、冠状縫合糸を特定します。
- 保護メガネを着用し、561 nmレーザーのスイッチを入れ、ブレグマ+3 mmを左にマークします。
- レーザーのスイッチを切り、上記の印の座標に直径4mmの穴を貼ったステッカーを貼ります。
- 腹腔内にベンガルローズ(10μL/g)をマウスに注入します。頭蓋骨から4〜5cmのレーザービームを置き、561 nmレーザーのスイッチを入れ、頭蓋骨を20分間照らします。
- 頭蓋骨に0.9%の生理食塩水を2滴塗布して水分補給し、創傷を縫合し、37°Cの回復室に動物を置いて麻酔から回復する。1時間後、マウスを温度制御された部屋のケージに戻します。
- 手術後3日間、12時間ごとに鎮痛薬を注入する(4mg/kgカルプロフェンおよび0.1mg/kgブプレノルフィン)。
4. シャム操作
- 手順 4.1.1 および 4.1.2 で説明されているように、Sham 操作の 2 つの異なる手順を実行します。
- 上記の操作と同じ手順をすべて実行します。レーザーのスイッチを入れずにローズベンガルを注入します。麻酔下で20分後、動物がケージに戻される前に、回復室に1時間滞在することを許可します。
- レーザーをオンにして、上記の操作と同じ手順をすべて実行します。ローズベンガルを注入しないでください。レーザー照明の20分後、動物が彼らのケージに戻される前に、麻酔から回復するために1時間回復室に滞在することができます。
5. レーザースペックル
- 加熱された毛布を接続して操作領域を暖かく保ち、麻酔中のマウス体温を37°Cに保ちます。
- イソフルランの流量が4%の誘導室にマウスを入れて、身体とビブリッサの自発的な動きが止まるまで麻酔し、マウスを立体性フレームに移します。
- マウスを鼻を入れた状態で麻酔マスクに入れる。動物を固定し、イオブルラン濃度を4%で1分間維持し、T鶏は2%で減らして維持します。
- 直腸プローブを静かに挿入して、外科的処置全体の温度を監視します。関連するフィードバック制御加熱パッドを設定して、マウスの体温を37°Cに維持し、両方の目にデプサンテノール眼軟膏を適用します。消毒剤で皮膚と周囲の毛皮をきれいにしてください。
- 2.0〜2.5センチの縦切開を行い、頭蓋骨を露出させるために引き込む。創傷の合併症を避けるために、1回の切り傷で頭蓋骨の露出を行います。
- レーザースペックルの下にステロタクティブフレームを置き、高さを調整して鮮明な画像を得ます。レーザースペックル灌流イメージング(LSI)カメラを頭蓋ウィンドウに焦点を当てます。前述の15のように、高解像度レーザースペックルイメージング(LSI)カメラシステムを設定します。
- 785 nmの波長と80 mWレーザーを用いて、1cm×1cmの視野から1cmの動作距離で1cmの動作距離で21枚の画像/sのレーザーを使用して、1cm x 1cmの視野からデータを取得します。
- イメージング後、頭蓋骨に0.9%の生理食塩水を2滴塗布して水分補給し、創傷を縫合し、37°Cの回復室に動物を入れて麻酔から1時間回復する。1時間後、マウスを温度制御された部屋のケージに戻します。
6. ニューロスコア
注:神経学的欠陥分析のために、1997年にエッケンシュタインらによって発表された修飾された神経学的スケールは15を使用する。
- 一般的な動物をスコア付けする (表 1) と焦点の赤字 (表 2) 。この複合スケールは、0 (赤字なし) から 46 (重度の障害) の範囲です。
- 毎日同じ時間にニューロスコアを実行し、中性の匂いを保つために外科服を使用しています。
- テストの前に開いたケージで部屋の30分間マウスを習慣化し、30 sの各項目を観察することができます。
7. 灌流
- PBS-ヘパリン(2 U/mL)を含む20 mLシリンジを準備し、ベンチの上に1m置いて重力駆動の灌流を容易/確実にします。
- 腹腔内100μLのケタミンとキシラジン(それぞれ120/16mg/kg体重)を注入します。5分間待ち、自発的な身体運動とビブリッサエの停止を裏付ける。
- 動物を圧着位置に固定し、腹部の体表面を100%エタノールで消毒します。腹部に3センチの長い切開を行います。ダイヤフラムと肋骨を切って心臓を完全に視覚化します。
- 右心房に小さな切開を行い、左心室に輸液カニューレを挿入し、20 mL PBS-ヘパリンを使用します。
- 灌流した後、動物の首を切り落とし、脳を取り除き、ドライアイスを使って凍結し、さらに使用するまで-80°Cで保存します。
8. 梗塞容積測定
- クライオセクション:120μmごとに20μmの厚いセクションにクライオスタットで脳を連続的にカットし、スライドにマウントします。スライドは、さらに処理されるまで-80°Cで保管してください。
- クレシルバイオレット(CV)染色
- 染色液を調製するには、500mLのH2Oで0.5gのCVアセテートを混ぜ、熱(60°C)を結晶が溶解するまで加熱します。溶液を冷却し、暗いボトルに保存することができます。使用する前に60°Cに再加熱し、フィルター(ペーパーフィルター)します。
- スライドを室温で30分間乾燥させます。95%エタノールに15分間、続いて1分間70%エタノール、その後50%エタノールで1分間入れる。
- スライドを蒸留水に2分間入れ、蒸留水をリフレッシュし、スライドを再び水に入れます。次いで、スライドを60°Cで10分間予熱染色液に入れる。 スライドを蒸留水で2回1分間洗います。
- スライドを95%エタノールに2分間入れる。その後、5分間100%エタノールに入れ、100%エタノールをリフレッシュし、100%エタノールに再び2分間置きます。その後、スライドを取り付け媒体で覆います。
- 分析:スライドをスキャンし、スワンソン法16 によって間接梗塞体積を分析して浮腫を補正する:虚血領域=(虚血領域)(((二側半球)-(対角半球))。
9. チューンル染色 (インシチュ アポトーシス検出キット)
- スライドを乾燥し、PBSで4%パラホルムアルデヒド(ph 7.4)で10〜20分間の後固定、PBSで10〜20分間洗浄し、予冷エタノールでの後固定:酢酸2:1〜-20°Cで5分間。
- PBSで洗浄し、平衡バッファー(RTで最大60分まで10 s)を適用し、働力TdT酵素(加湿チャンバで37°Cで1時間)を適用します。
- 作業強度停止/洗浄酵素(RTで10分)を適用し、PBSで洗浄し、温めた(RT)作用力抗ジゴキシゲニン共役(暗闇の中でRTで30分)を適用する
- PBSで洗浄し、RTで5分間DAPIでインキュベートし、フッ素マウントメディアでスライドをマウントします。
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Representative Results
ここで説明するモデルは、ローズベンガル注入によるフォトトロンボミックストロークモデルと20分間の無傷の頭蓋骨照明で、一定の561 nm波長と25mWの出力電力で繊維で行われます。完全なフォト血栓手術は30分続くが、動物は低麻酔下に保たれ、脳の損傷は中等度である。ケージに移してから約10分、すべての動物が目を覚まし、ケージの中を自由に動き、ゴミを入れ親と相互作用していました。
梗塞容積測定は、脳卒中誘導後24時間のクレシルバイオレット染色された連続コロナ脳部を用いて行った(図2A)。平均梗塞容積は29.3mm3で、1つの脳半球の23%を占めていた。さらに、このストロークモデルの変動性は、標準偏差が約3.5%と非常に低い(図2B)。病変領域は皮質下構造の愛情なしに運動皮質を包含する。
光血栓症は、複合神経スコア17(図3)によって示される中等度の、長期の感覚運動障害を引き起こした。一般的および焦点的な赤字は、手術後24時間、3日および7日後に測定した。一般的なニューロスコアは、毛皮、耳、目、姿勢、および自発的な活動の評価を含む5つの項目を有し、最大スコアは18(表1)である。焦点ニューロスコアは、身体対称性、歩行、登山、旋回行動、前肢対称性、強制サイクリング、およびウィスカー応答の評価を含む7つの項目を含み、最大スコアは28(表2)である。脳卒中動物は、シャム作動動物と比較して手術後24時間の複合神経スコアに有意な変化を示した。これらの違いは持続したが、脳卒中マウスは時間の経過とともに改善した(図3)。
観察時間中の死亡率は、動物の1〜2%ではめったに起こらない。この報告書では、調査対象の10匹の動物はいずれも除外する必要がず、それらのすべてが7日間の観察期間を生き延びた。マウスの体重と温度変化は、手術後24時間、3日、および7日後に監視した(図4A、B)。データは、ローズベンガル+イルミネーション群でのみ手術後24時間体重と温度が減少したが、手術後3日間でシャム作動動物のレベルに回復したことを示した。
虚血性変化の誘導を確認するために、手術後24時間、動物はレーザーイメージング試験を受けた。レーザースペックルコントラストイメージングは、1分間の間の皮質の輸血を測定し、各動物に対して平均色分けされた画像を得た。これは、ローズベンガルまたはレーザー照明だけでは病変を生じないことを示し、ローズベンガルとレーザー照明の同時適用は、狭いオリジミックゾーンに囲まれた直径4mmの丸い低浸透領域を生成する(図5A)。さらに、手術後の梗塞容積24時間の評価のためのクレシルバイオレットおよびチューネル染色は、ローズベンガルまたはレーザー照明手術のいずれにも組織損傷を明らかにしなかった。一方、ローズベンガル+レーザー照明は、よく区分された病変を発生させた(図5B)。
表1: 一般的なニューロスコア.測定された5つの一般的な赤字のそれぞれについて、動物は重症度に応じて0〜4ポイントの間で受け取ることができる。5つの領域のスコアは、0-18の範囲の合計一般的なスコアを提供するために合計されます。 このテーブルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
表2: 焦点神経スコア.測定された7つの一般的な赤字のそれぞれについて、動物は重症度に応じて0〜4ポイントの間で受け取ることができます。5つの領域のスコアは、0-28の範囲の合計一般的なスコアを提供するために合計されます。 このテーブルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
図1:フォトトロンボシス(PT) ブレグマから3mmのフォトトロンボティック領域を示す図。緑色のドットはレーザーの位置を示します。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図2:PT後の体積梗塞解析と梗塞結果24時間後(A)代表的なクレシルバイオレット染色された冠状脳、PT.破線後24時間で120μm毎の切片が病変領域を区分する。(B)PT後24時間の10頭脳(各ドットが1個の脳を表す)の梗塞容積解析。赤い水平線は平均値(29.32 mm3)を表し、誤差範囲は標準偏差(3.45 mm3)を示します。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図3:PT後の機能障害の神経スコア 複合ニューロスコア前、24時間、3日、および7日後PT.BL=前PT、RB =ローズベンガル。n = グループあたり 5。*p < 0.05. この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:PT後の体重および温度分析(A)体重及び(B)温度は、24時間でシャム作動群と比較してPT動物でわずかに低下し、PT.BL=PT前の3日後に回復した。n = グループあたり 5 個< 0.05 です。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図5:PT後の病変確認(A)レーザースペックルイメージング(B)クレシルバイオレット(上部パネル)とチューンル染色(下部パネル)は、ローズベンガルとその後のレーザー照明の投与後にのみ病変を確認した。RB = ローズベンガル。スケールバー= 上部パネルBで1,000 μm、スケールバー = 下パネルBで20 μm。
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Discussion
提示されたプロトコルは、ローズベンガルの以前の腹腔内注射で、561 nmレーザーで無傷の頭蓋骨を照らすことによってフォトトロンボシスの実験的なストロークモデルを記述する。最近まで、このモデルの使用は低く、着実に増加しています。
このモデルにおける脳卒中誘導時の死亡率は存在しない。麻酔合併症または排除基準を満たした後の犠牲のために、手術中に5%未満の全体的な死亡率が生じる。このモデルの低いばらつきとその再現性を保証するために、次の除外基準が推奨されます: 1) 30分より長い操作時間;2)縫合糸の感染;3)咬傷;4)PT後24時間で梗塞や予め非対称性がない。
広く使用されている実験的なストロークモデルは、MCAの過渡閉塞であり、シリコンコーティングされた先端がMCAの起源を妨げるまで頸動脈内に導入される縫合フィラメントを用いる。このモデルはフィラメントを除去して再灌流を可能にし、ヒト臨床シナリオを模倣し、そこでは塞栓18,19の自発または治療(rtPA)リシス後に脳血流の回復がある。しかし、最終梗塞のばらつきが高く、死亡率が高い10の複雑な手術を伴う。対照的に、心前膜動脈のMCA遠位の永久閉塞は、動脈20,21の凝固によって達成され得るが、これは新皮質22において局所的に定義された病変を誘導する。このモデルは死亡率が低いが、後でそれを凝化するためにMCAの上に頭蓋骨の経大化によって動物に侵襲的な外科を要求する。その結果、生体内脳卒中の成功と公平な研究には高い外科的スキルが必要です。
他の脳虚血モデルと比較して、このビデオで行われるフォトトロンボミックモデルは、複雑な手術や脳頭蓋切除術を伴う他のモデルとは異なり、動物の頭蓋切除術や大手術を行わないという利点があります。さらに、モデルの簡単な実行は、低時間のトレーニングで多くの人が手術にアクセスできるようにします。低死亡率、中程度の梗塞容積、および特定の脳領域に病変を誘導する柔軟性を有し、脳再生および脳卒中研究24、25、26、27に対するこの実験的パラダイムの利点を強調する。
明らかな利点にもかかわらず、このストロークモデルのいくつかの制限を考慮する必要があります。麻酔薬が神経保護および脳卒中の結果に与える影響はすでによく知られている28であるため、動物への麻酔薬の長期暴露は考慮に入れる重要な要因である可能性があります。この外科的処置の期間は約30分かかるが、動物はレーザー照明の20分の間に動物の最低の操作のために低い麻酔の集中の下ですることができる。このモデルは中程度の脳損傷を誘発するので、軽度の行動障害のみが検出可能である。したがって、熟練した到達試験29 およびNeuroscore17のような高感度および定性的な試験パラメータを有するより高度な試験システムは、ここで説明するように、このモデルにおける長期的な機能的結果を検出するのにより適している可能性がある。最後に、照射された血管への血小板の恒久的な凝集のために、再灌流は得られず、これは、自発的な血栓融解または治療30による脳卒中患者の相当な割合で観察される特徴である。
同様のフォトトロンボティックストロークモデルは、2013年にLabat-gestとTomasiによって発表され、561nmの緑色レーザー8の代わりにコールドライトランプを使用してPTプロトコルを記述した。レーザー光源と冷たい光源の両方を使用して、ローズベンガルの励起を誘導することができます。冷たい光ランプよりもレーザーベースの光源の利点は、レーザーが生体内の容器特異的凝固31のために個々の表面動脈を標的にするために使用することができるということです。特定の細動脈を標的としていないが、562nmのローズベンガル吸収ピークのため、脳照明と光トロンボシス誘導に561nmの緑色レーザーを使用した。照明中のレーザー強度を確保するために、コボルトモニタソフトウェア-6.1.0.0を使用してレーザーを校正しました。さらに、本研究では、10μL/g(100μg/g)のローズベンガル投与量は光トロンボシスを誘発するのに十分であったが、前のプロトコルはより高い用量(150μg/g)8を報告した。さらに、このプロトコルは、レーザー自体が組織損傷を生じないことを証明するために、脳卒中の結果(Neuroscore)および追加のシャムコントロールグループ(レーザー照明)を分析するための行動方法を提供するので、ローズベンガル+レーザー照明の組み合わせだけが脳病変を誘発する。
全体的に、この非侵襲的な簡単な外科的処置は最低の死亡率による長期観察の可能性と共に脳に脳卒中の病変の高い再現性そして指向性を可能にする。このフォトトロンボティックストロークモデルは、基礎および翻訳脳卒中研究のための貴重な実験パラダイムとして区別されます。
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Disclosures
著者らは開示する競合する利益を持っていません。
Acknowledgments
免疫ストロークコンソーシアム(FOR 2879、免疫細胞から脳卒中回復まで)のすべてのコラボレーションパートナーに、提案と議論に感謝します。この研究は、ドイツのドイツ・フォルシュングスゲマイインシャフト(DFG、ドイツ研究財団)が、ミュンヘン・クラスター・フォー・システム・ニューロロジー(EXC 2145 SyNergy - ID 390857198)の枠組みの下でドイツのエクセレンス戦略に資金を提供し、助成金LI-2534/7-1、LI-2534/7-1およびLL-112/1-1.1の助成金を受けました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 561 nm wavelenght laser | Solna | Cobolt HS-03 | |
| Acetic Acid | Sigma Life Science | 695092 | |
| Anesthesia system for isoflurane | Drager | ||
| ApopTag Peroxidase In Situ Apoptosis Detection Kit | Millipore | S7100 | |
| Bepanthen pomade | Bayer | 1578681 | |
| C57Bl/6J mice | Charles River | 000664 | |
| Collimeter | Thorlabs | F240APC-A | |
| Cotons | NOBA Verbondmitel Danz | 974116 | |
| Cresyl violet | Sigma Life Science | C5042-10G | |
| Cryostat | Thermo Scientific CryoStarNX70 | ||
| Ethanol 70% | CLN Chemikalien Laborbedorf | 521005 | |
| Ethanol 96% | CLN Chemikalien Laborbedorf | 522078 | |
| Ethanol 99% | CLN Chemikalien Laborbedorf | ETO-5000-99-1 | |
| Filter paper | Macherey-Nagel | 432018 | |
| Fine Scissors | FST | 15000-00 | |
| Forceps | FST | 11616-15 | |
| Heating blanket | FHC DC Temperature Controller | 40-90-8D | |
| Isoflurane | Abbot | B506 | |
| Isopentane | Fluka | 59070 | |
| Ketamine | Inresa Arzneimittel GmbH | ||
| Laser Speckle | Perimed | PeriCam PSI HR | |
| Mayor Scissors | FST | 1410-15 | |
| Phosphate Buffered Saline PH: 7.4 | Apotheke Innestadt Uni Munchen | P32799 | |
| Protective glasses | Laser 2000 | NIR-ZS2-38 | |
| Rose Bengal | Sigma Aldrich | 198250-5G | |
| Roti-Histokit mounting medium | Roth | 6638.1 | |
| Saline solution | Braun | 131321 | |
| Stereomikroskop | Zeiss | Stemi DV4 | |
| Stereotactic frame | Stoelting | 51500U | |
| Superfrost Plus Slides | Thermo Scientific | J1800AMNZ | |
| Xylacine | Albrecht |
References
- GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
- Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
- Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
- Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
- Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
- Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
- Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
- Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370 (2013).
- McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679 (2014).
- Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
- Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
- Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
- Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
- Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
- Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423 (2011).
- Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
- Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
- Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
- Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729 (2014).
- Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
- Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106 (2018).
- Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
- Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
- Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
- Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
- Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
- Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).
