Summary
מודלים שונים של אומת עורק המוח האמצעי (MCAo) משמשים במחקר שבץ ניסיוני. כאן, מודל שבץ ניסיוני של MCAo חולף דרך העורק הראשי החיצוני (ECA) מתואר, שמטרתו לחקות שבץ אנושי, שבו פקקת המוח מוסרת עקב תמוגה קריש ספונטני או טיפול.
Abstract
שבץ מוחי הוא הגורם השלישי בשכיחותו לתמותה והגורם המוביל לנכות בוגרת שנרכשה במדינות המפותחות. עד כה, אפשרויות טיפוליות מוגבלות לחלק קטן של חולי שבץ בשעות הראשונות לאחר השבץ. אסטרטגיות טיפוליות חדשניות נחקרות בהרחבה, במיוחד כדי להאריך את חלון הזמן הטיפולי. חקירות נוכחיות אלה כוללות את המחקר של מסלולים פתופיציולוגיים חשובים לאחר שבץ, כגון דלקת לאחר שבץ, אנגיוגנזה, פלסטיות עצבית, והתחדשות. בעשור האחרון גובר החשש מפני שכפול לקוי של תוצאות ניסוי וממצאים מדעיים בקרב קבוצות מחקר עצמאיות. כדי להתגבר על מה שמכונה "משבר השכפול", יש צורך דחוף במודלים סטנדרטיים מפורטים לכל ההליכים. כמאמץ בתוך קונסורציום המחקר "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/), מוצע מודל עכבר סטנדרטי של נעילת עורק המוח האמצעי החולף (MCAo). מודל זה מאפשר שחזור מלא של זרימת הדם עם הסרת חוט, המדמה את תמוגת קריש הדם הטיפולית או הספונטנית המתרחשת בחלק גדול של שבץ אנושי. ההליך הכירורגי של מודל שבץ "חוט" זה וכלים לניתוח הפונקציונלי שלו מוצגים בסרטון המצורף.
Introduction
שבץ מוחי הוא אחד הגורמים השכיחים ביותר למוות ונכות ברחבי העולם. למרות שיש בעיקר שתי צורות שונות של שבץ, איסכמי ודימומי, 80-85% מכלל מקרי השבץ הם איסכמיים1. נכון לעכשיו, רק שני טיפולים זמינים עבור חולים עם שבץ איסכמי: טיפול תרופתי עם מפעיל פלסמינוגן רקמה רקומביננטי (rtPA) או פקקת מכנית. עם זאת, בשל חלון הזמן הטיפולי הצר וקריטריוני אי הכללה מרובים, רק מספר נבחר של חולים יכולים ליהנות מאפשרויות טיפול ספציפיות אלה. במהלך שני העשורים האחרונים, מחקר שבץ פרה-אקליני ותרגום התמקד בחקר גישות נוירו-הגנתיות. עם זאת, כל התרכובות שהגיעו לניסויים קליניים לא הראו עד כה שיפורים עבור המטופל2.
מכיוון שמודלים במבחנה אינם יכולים לשחזר במדויק את כל האינטראקציות במוח ומנגנונים פתולוגיים של שבץ, מודלים של בעלי חיים חיוניים למחקר שבץ פרה-אקליני. עם זאת, חיקוי כל ההיבטים של שבץ איסכמי אנושי במודל של חיה אחת אינו ריאלי, שכן שבץ איסכמי הוא מחלה מורכבת והטרוגנית מאוד. מסיבה זו, מודלים שונים של שבץ איסכמי פותחו לאורך זמן במינים שונים. פוטוטרומבוזיס של עורקים מוחיים או חסם דיסטלי קבוע של העורק המוחי האמצעי (MCA) הם מודלים נפוצים הגורמים נגעים קטנים ומוגדרים באופן מקומי בנאוקורטקס3,4. מלבד אלה, מודל השבץ הנפוץ ביותר הוא כנראה מה שנקרא "מודל חוט", שבו מושגת אוסם חולף של MCA. מודל זה מורכב מהקדמה חולפת של חוט תפירה למקור ה- MCA, מה שמוביל לירידה פתאומית של זרימת הדם במוח ולאוטם הגדול הבא של אזורי מוח תת-קורטיקליים וקליפתיים5. למרות שרוב דגמי השבץ מחקים את החסימות של MCA 6, "מודל הסיב" מאפשר תיחום מדויק של הזמן האיסכמי. רפרפוזיה על ידי הסרת חוט מחקה את התרחיש הקליני האנושי של שחזור זרימת הדם המוחי לאחר ספונטני או טיפולי (rtPA או פקקת מכנית) תמיסת קריש. עד כה תוארו שינויים שונים של "מודל חוט" זה. בגישה הנפוצה ביותר, שתואר לראשונה על ידי לונגה ואח'. בשנת 19895,חוט מצופה סיליקון מוצג דרך העורק הראשי המשותף (CCA) למקורו של MCA7. למרות שזו גישה נפוצה, מודל זה אינו מאפשר שיקום מלא של זרימת הדם במהלך reperfusion, כמו CCA הוא קשור לצמיתות לאחר הסרת חוט.
בעשור האחרון, מספר גדל והולך של קבוצות מחקר התעניינו בדוגמנות שבץ בעכברים באמצעות "מודל חוט" זה. עם זאת, השונות ניכרת של מודל זה וחוסר התקינה של ההליכים הם חלק מהסיבות לשונות גבוהה ולשחזור לקוי של תוצאות הניסוי והממצאים המדעיים שדווחו עד כה2,8. גורם פוטנציאלי ל"משבר השכפול" הנוכחי, בהתייחסו להתרבות הנמוכה בקרב מעבדות המחקר, הוא נפחי אוטם השבץ הלא-דומים בין קבוצות מחקר המשתמשות באותה מתודולוגיה ניסיונית9. למעשה, לאחר ביצוע הראשון אקראי אקראי מבוקר ניסוי מחקרmulticenter 10, הצלחנו לאשר כי חוסר סטנדרטיזציה מספקת של מודל שבץ ניסיוני זה ואת הפרמטרים התוצאה הבאים היו הסיבות העיקריות לכישלון רבייה במחקרים פרה קליניים בין מעבדות עצמאיות11 . הבדלים דרסטיים אלה בגדלים האוטם הנובעים מכך, למרות השימוש באותו מודל שבץ, מהווים בצדק לא רק איום על מחקר מאשר, אלא גם על שיתופי פעולה מדעיים בשל היעדר מודלים חזקים וניתן לשחזור.
לאור אתגרים אלה, אנו שואפים לפתח ולתאר בפירוט את ההליך למודל MCAo ארעי סטנדרטי המשמש למאמצי המחקר השיתופיים בתוך קונסורציום המחקר "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/). קונסורציום זה נועד להבין את האינטראקציות בין המוח לחיסון שבבסיס העקרונות המכניסטיים של התאוששות שבץ. בנוסף, מוצגות שיטות היסתולוגיות ופונקציונליות הקשורות לניתוח תוצאות שבץ. כל השיטות מבוססות על נהלי הפעלה סטנדרטיים שנקבעו המשמשים בכל מעבדות המחקר של קונסורציום ImmunoStroke.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
הניסויים שדווחו בסרטון זה נערכו בעקבות ההנחיות הלאומיות לשימוש בבעלי חיים ניסיוניים, והפרוטוקולים אושרו על ידי הוועדות הממשלתיות הגרמניות (Regierung von Oberbayern, מינכן, גרמניה). עכברי C57Bl/6J זכרים בני עשרה שבועות שימשו ושוכנו בטמפרטורה מבוקרת (22 ± 2 מעלות צלזיוס), עם תקופת מחזור של 12 שעות בהירות-כהה וגישה למזון גלולה ומים עד ליביטום.
1. הכנת החומר והמכשירים
- חבר את שמיכת החום כדי לשמור על הטמפרטורה של אזור הניתוח ואת טמפרטורת גוף העכבר במהלך הרדמה ב 37 °C (50 °F).
- אוטומטית מספריים ומלקחיים, להכין 70% פתרון אתנול ולשמור על משחת עיניים dexpanthenol זמין, כמה חתיכות כותנה, 5-0 מצופה פוליאסטר תפר מוכן לשימוש. הכן מזרק 1 מ"ל עם תמיסת מלח 0.9% (ללא מחט) כדי לשמור על אתר ההסתה של החיה hydrated. הכן את גז ההרדמה (100% O2 + איזופלוריין).
- הכן מחזיק עבור גשושית דופלר לייזר על ידי חיתוך הקצה של קצה צינור 10 μL (3-5 מ"מ אורך).
הערה: כל המכשירים מעוקרים באמצעות מחטא חרוזים חם. משטחים מחוטאים גם לפני ואחרי הניתוח עם תרסיס חיטוי מיקרוביאלי. לפני הניתוח, האזורים המקיפים את הראש והחזה של עכברים מחוטאים בתרסיס חיטוי פצעים.
2. הכנת דופלר הלייזר
- הזרקת מפרך לבער 30 דקות לפני הניתוח (4 מ"ג/ק"ג קרפפן ו-0,1 מ"ג/ק"ג בופרנורפין, תוך-פריטון).
- להרגיז את העכבר על ידי הצבתו בתא האינדוקציה עם קצב זרימת איזופלוראן של 4% עד להפסקת תנועת הגוף הספונטנית והוויבריס.
- מניחים את העכבר במצב נוטה באזור הניתוח עם האף שלו במסכת ההרדמה. לשמור על ריכוז איזופלוראן ב 4% במשך דקה נוספת, ולאחר מכן להפחית אותו ולשמור אותו ב 2%.
- הגדר את כרית החימום המשויכת לשליטת משוב לשמירה על טמפרטורת גוף העכבר ב-37 °C (70 °F), והכנס בעדינות את הבדיקה רקטלית כדי לפקח על הטמפרטורה לאורך כל ההליכים הכירורגיים.
- יש למרוח משחת עיניים של דקסנתנול על שתי העיניים.
- לחטא את העור והשיער המקיפים את העין והאוזן השמאלית עם 70% אתנול.
- חותכים את הקרקפת בין האוזן השמאלית לעין (באורך 1 ס"מ) כדי לחשוף את עצם הגולגולת.
- לחתוך ולפרוש את שריר הזמן כדי לדמיין את MCA מתחת לגולגולת.
- תקן עם הדבק את החלק החיצוני של הקצה מחזיק את לייזר דופלר בדיקה / סיבים על גבי MCA שמאל עם דבק. לאחר מכן, להדביק את העור כדי לסגור את הפצע סביב מחזיק הקצה. יש למרוח 2-3 טיפות של דבק מתקשה כדי להאיץ את התהליך. ודא כי סיבי דופלר לייזר אינו מודבק וניתן להסיר בקלות מבעל הקצה בכל עת.
3. מודל MCAo חולף (אוסיפה)
- הפוך את העכבר לתנוחה על-ביתית. שים את החוטם לתוך חרוט ההרדמה ולתקן את כפות עם קלטת.
- לחטא את העור והשיער המקיפים את החזה ולבצע חבטה בקו האמצע באורך 2 ס"מ בצוואר.
- השתמש במלקחיים כדי למשוך את העור ואת הבלוטות submandibular לגזרים. השתמש מפסקים להחזיק את שריר sternomastoid, לחשוף את השדה הכירורגי ולמצוא את העורק הראשי המשותף השמאלי (CCA). לנתח את CCA ללא רקמת חיבור והעצבים שמסביב (מבלי לפגוע בעצב vagal) ולבצע קשירה חולפת לפני bifurcation.
- לנתח את העורק הראשי החיצוני (ECA) ולקשור קשר קבוע בחלק הנראה ביותר דיסטלי. מניחים תפר נוסף מתחת ל- ECA, קרוב לביפורציה, והכנו קשר רופף לשימוש מאוחר יותר.
- לנתח את העורק הראשי הפנימי (ICA) ולהניח קליפ מיקרו וסקולרי על זה, 5 מ"מ מעל bifurcation. הקפד לא לפגוע בעצב הוואגל.
- חותכים חור קטן לתוך ECA בין קשירה הדוקה ורופפת; תיזהר לא לחתוך את כל ECA.
- הציגו את חוט ההסתה וקדמותו לכיוון ה- CCA. הדק את הקשירה הרופפת ב- ECA סביב הלומן כדי לאבטח בקרוב את חוט התנוחה במצב זה ולהימנע מדימום בעת הסרת קליפ המיקרו-וסקולרי.
- הסר את קליפ microvascular ולהכניס את חוט דרך ICA עד המקור של MCA הוא הגיע על ידי זיהוי ירידה חדה (>80%) בזרימת הדם המוחי כפי שנמדד על ידי דופלר לייזר. תקן את חוט במצב זה על ידי הידוק נוסף של הקשר סביב ECA.
הערה: כאשר חוט הולך לכיוון המתאים, הוא מתקדם בצורה חלקה, ואין לצפות בהתנגדות. - הקלט ערכי דופלר לייזר לפני ואחרי הכנסת חוט.
- הסר את המפסק ולהעביר את השריר sternomastoid ואת בלוטות submandibular לפני תפירת הפצע. הסר את גשושית דופלר לייזר, ומניחים את החיה בתא התאוששות ב 37 °C (1 שעה (עד להסרת חוט).
4. דגם MCAo חולף (רפרפוזיה)
- להרגיז את העכבר על ידי הצבתו בתא האינדוקציה עם קצב זרימת איזופלוראן של 4% עד להפסקת תנועת הגוף הספונטנית והוויבריס.
- יש למרוח משחת עיניים של דקסנתנול על שתי העיניים.
- מניחים את העכבר במצב נוטה באזור הפעולה עם חוטמו במסכת ההרדמה. לשמור על ריכוז איזופלוראן ב 4% במשך דקה נוספת, ולאחר מכן להפחית אותו ולשמור אותו ב 2%. תקן את כפותיה של החיה עם סרט הדבקה.
- הכנס את גשושית דופלר הלייזר למחזיק הגשוש.
- הסר את התפר הפצע, להשתמש במלקחיים כדי למשוך את העור ואת בלוטות submandibular לגזרים. השתמש במפסקים כדי למשוך בעדינות את שריר החזה ולחשוף את השדה הכירורגי.
- שחררו את תיל ה-ECA המהדק את הסיב, ומושכים בעדינות את חוט ההנעה. הימנע מפגיעה בציפוי גומי הסיליקון של חוט במהלך ההסרה.
- קשרו היטב את תיל ECA.
- אשר את העלייה בזרימת הדם המוחית במכשיר דופלר הלייזר (>80% מהערך ההתחלתי לפני reperfusion).
- הקלט ערכי דופלר לייזר לפני ואחרי הסרת חוט.
- פתח את קשירת החולף לפני ההסמכה מה- CCA.
- הסר את המפסק, ולהעביר את השריר סטרנומסטטואיד ואת בלוטות submandibular לפני תפירת הפצע. מניחים את החיה בתא התאוששות ב 37 °C (50 °F) עבור 1 שעה כדי להתאושש מהרדמה.
- לאחר ההחלמה, החזירו את העכברים לכלובים שלהם בחדר מבוקר טמפרטורה.
- שמור על בעלי החיים על ידי הוספת כדורי מזון רטוב הידרוג'ל בצלחות פטרי קטנות על רצפת הכלוב עד היום 3 לאחר הניתוח.
- הזריקו שמן כל 12 שעות ל-3 ד' לאחר הניתוח (4 מ"ג/ק"ג קרפפן ו-0.1 מ"ג/ק"ג בופרנורפין).
5. מבצע מזויף
- בצע את כל ההליכים כמתואר לעיל, כולל קשירת העורקים והכנסת חוט (שלבים 1-3.7).
- הסר את חוט מיד לאחר הכנסתו. לאחר מכן, מניחים את החיה בתא ההתאוששות למשך שעה.
- מניחים את החיה באזור הניתוח שוב, ולהסיר את קשירת ארעית של CCA כדי להבטיח שיקום זרימת דם מוחית מלאה.
- לתל את הפצע, ולהניח את החיה בתא התאוששות ב 37 °C (50 °F) עבור 1 שעה להתאושש הרדמה. לאחר ההחלמה, החזירו את העכברים לכלובים שלהם בחדר מבוקר טמפרטורה.
- שמור על בעלי החיים על ידי הוספת כדורי מזון רטוב הידרוג'ל בצלחות פטרי קטנות על רצפת הכלוב עד היום 3 לאחר הניתוח.
- הזריקו שמן כל 12 שעות ל-3 ד' לאחר הניתוח (4 מ"ג/ק"ג קרפפן ו-0.1 מ"ג/ק"ג בופרנורפין).
6. נוירוסקופ
- בצע את Neuroscore תמיד באותו זמן של היום, ולהשתמש בבגדים כירורגיים כדי לשמור על "ריח נייטרלי" בין מנתחים בודדים.
- תן לעכברים לנוח במשך 30 דקות בחדר עם כלוב "פתוח" לפני הבדיקה.
- שים לב לכל פריט בטבלה 1 ובטבלה 2 במשך 30 s.
7. זלוף תוך-לבבי
- הכן מזרק 20 מ"ל המכיל תמיסת מלח חוצץ פוספט (PBS)-הפרין (2 U/mL) והנח אותו 1 מ 'מעל הספסל כדי להקל על זלוף מונחה כבידה. (אופציונלי: לבצע זלוף תוך-לבבי עם 4% paraformaldehyde (PFA) באמצעות מזרק 20 מ"ל המכיל 4% PFA ב- PBS, pH 7.4).
- הזריקו אינtrperitoneally 100 μL של קטמין וקסילאצין (120 ו 16 מ"ג / קילוגרם משקל גוף, בהתאמה). המתן 5 דקות ואשר את הפסקת תנועת הגוף הספונטנית והוויבריס.
- תקן את החיה בתנוחת עלון, ולחטא את פני השטח של גוף הבטן עם 70% אתנול.
- הפוך 3 ס"מ ארוך ין לתוך הבטן; חותכים את הסרעפת, הצלעות ודק האשכים כדי לדמיין את הלב לחלוטין.
- לעשות קיסם קטן באטריום הימני, ולהכניס את צינורית זלוף לתוך החדר השמאלי.
- לטבול עם 20 מ"ל של PBS-הפרין.
- לאחר זלוף, לערוף את ראש החיה ולהסיר את המוח.
- להקפיא את המוח על אבקת קרח יבש ולאחסן ב -80 °C (80 °F) עד לשימוש נוסף.
8. נפח אוטם
- עבור cryosectioning, להשתמש cryostat לחתוך את המוח לחלקים בעובי 20 מיקרומטר כל 400 מיקרומטר. מקם את המקטעים בשקופיות ואחסן את השקופיות ב- −80 °C (70 °F) עד לשימוש.
- כתם סגול קרסיל (קורות)
- הכן את פתרון הכתמים על ידי ערבוב וחימום (60 °C) 0.5 גרם של אצטט CV ב 500 מ"ל של H2O עד הגבישים נמסים. לאחר שהתמיסה התקררה, יש לאחסן אותו בבקבוק כהה. מחממים ל-60 מעלות ומסננים לפני כל שימוש.
- תן לשקופיות להתייבש בטמפרטורת החדר במשך 30 דקות. לטבול אותם 95% אתנול במשך 15 דקות, ב 70% אתנול במשך 1 דקות, ולאחר מכן ב 50% אתנול במשך 1 דקות.
- לטבול את המגלשות במים מזוקקים במשך 2 דקות; לרענן את המים המזוקקים ולהניח את המגלשות במים במשך 1 דקות. לאחר מכן, לטבול את השקופיות בתמיסת כתמים מחומם מראש במשך 10 דקות ב 60 °C (70 °F). לשטוף את המגלשות פעמיים במים מזוקקים במשך 1 דקות.
- לטבול את השקופיות ב 95% אתנול במשך 2 דקות. מניחים אותם ב 100% אתנול במשך 5 דקות; לרענן את 100% אתנול ומניחים את השקופיות שוב באתנול במשך 2 דקות. לאחר מכן, לכסות את השקופיות עם מדיום הרכבה.
- ניתוח (איור 4C)
- סרוק את השקופיות וניתח את אמצעי האחסון העקיף של האוטם בשיטת סוונסון12 כדי לתקן בצקת באמצעות המשוואה הבאה:
(אזור איסכמי) = (אזור איסכמי)-((חצי הכדור ipsilateral)-(חצי הכדור contralateral))
- סרוק את השקופיות וניתח את אמצעי האחסון העקיף של האוטם בשיטת סוונסון12 כדי לתקן בצקת באמצעות המשוואה הבאה:
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
המודל המתואר כאן הוא שינוי של מודל שבץ "חוט" נפוץ, אשר מורכב החדרת חוט מצופה סיליקון דרך ECA כדי לחסום באופן חולף את מקורו של MCA (איור 1). לאחר הסרת חוט, רק זרימת הדם ב- ECA נפסקת לצמיתות, ומאפשרת recanalization מלא של CCA ו- ICA. זה מאפשר reperfusion נאות של המוח (איור 2), בדומה למצב שנצפו לאחר תרומבוליזה פרמקולוגית מוצלחת או פקקת מכנית בחולים אנושיים. יתר על כן, עבודה זו מתארת גם שיטה למדידת זרימת הדם במוח במהלך הליכי החסיקה וההסרה על ידי תיקון צינורית המחוברת לגשושית דופלר הלייזר בגולגולת מעל שטח MCA.
שיעור התמותה הכולל של ההליך הכירורגי הוא <5% כאשר מבוצע על ידי מנתח מיומן. בנקודות זמן מוקדמות לאחר MCAo, בעלי חיים בדרך כלל להציג ליקויים יציבה ותנועה חמורים, חולשה כללית, וירידה במשקל הגוף13. ליקויים חמורים אלה הם ארעיים, ובעלי החיים מראים פעילות משופרת לאחר כשבוע; לכן, הגירעונות הם ספציפיים יותר עבור תסמינים נוירולוגיים מוקד.
גירעונות התנהגותיים לאחר החסימה MCA הוערכו על ידי Neuroscore מרוכבים14; גירעונות כלליים ומוקדיים נמדדו 24 שעות ו 3 d לאחר הניתוח. Neuroscore הכללי משלב 5 פריטים (טבלה 1), כולל הערכת הפרווה, האוזניים, העיניים, היציבה, ופעילות ספונטנית, עם ציון מקסימלי של 18. מוקד Neuroscore כולל 7 פריטים (טבלה 2),כולל הערכה של סימטריית הגוף, הליכה, טיפוס, התנהגות חג, סימטריה מראש, רכיבה על אופניים חובה, תגובה שפם, עם ציון מקסימלי של 28. ההיקף המורכב נע בין 0 (ללא גירעונות) ל-46 (ליקויים חמורים). חיות שבץ הציגו שינוי משמעותי במדע המוח המורכב והמוקד, אך לא במדע המוח הכללי, בהשוואה לחיות מזויפות(איור 3).
נפח אוטם בוצע גם באמצעות קרסיל ויולט כתמים של מקטעי מוח סדרתיים קורונל 24 שעות לאחר אינדוקציה שבץ. ממוצע נפח האוטם היה 61.69 מ"מ3, המייצג 48% מחצי הכדור המוח המושפע(איור 4). כאשר מבוצע על ידי מנתח מיומן, השונות הכוללת של מודל שבץ זה נמוכה, עם מקדם של וריאציה של <6%. אזור הנגע כולל את קליפת המוח הסומטו-סנסורית והמנועה, כמו גם מבנים תת-קורטיטיים כמו הסטריאטום(איור 4).
איור 1: תוכנית לגישה וחסימת MCA תוך-לא-לומינלית. הסיב (קו מנוקד) מוכנס בין קשרי התפר הפרוקסימלי והדיסטלי ב- ECA ומתקדם לאורך ה- ICA עד שהוא מגיע למקור ה- MCA (ראו כניסה). ברגע שהוא במקום, ECA קשור עם תיל כדי לתקן את חוט. קיצורים: ACA = עורק מוחי חיצוני; BA = עורק בזילרי; CCA = עורק עורק עורקים נפוץ; ECA = עורק עורק עורקים חיצוני; ICA = עורק עורקים פנימי; MCA = עורק מוחי אמצעי; PCA = עורק תקשורת אחורי; PTG = עורק pterygopalatine. נתון זה שונה מג'קמן ואח' . 15. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: זרימת דם במהלך החסימות וההתרופפות. זרימת הדם רשומה לפני ואחרי החדרת חוט ולפני ואחרי הסרת חוט. ירידה בזרימת הדם נצפתה במהלך החסימה ושיקום זרימת הדם במהלך השיפוץ. כל צבע מייצג חיה אחת. קיצורים: MCA = עורק מוחי אמצעי; CBF = זרימת דם מוחית; A.U. = יחידות שרירותיות. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: מדעי המוח עבור ליקויים תפקודיים לאחר tMCAo. (A) סה"כ, (B) מוקד, ו -( C) מוח כללי לפני ו 24 שעות ו 3 d לאחר tMCAo. ברים פתוחים: זיוף; פסים שחורים: tMCAo. n=10 לכל קבוצה. *p < 0.05. קיצורים: tMCAo = אוטם עורק מוחי אמצעי חולף; BL = לפני tMCAo. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: ניתוח אוטם נפחי ותוצאה אוטם 24 שעות לאחר tMCAo. (A)קטעי מוח קורוניים מוכתמים סגולים כל 400 מיקרומטר ב 24 שעות לאחר tMCAo. קווים מקווקווים תפירת אזור הנגע. (B)ניתוח של נפח אוטם של 10 מוחות (כל נקודה המייצגת מוח בודד אחד) 24 שעות לאחר tMCAo. הקו האדום האופקי מייצג את הממוצע (61.69 מ"מ3), סרגלי שגיאה מציינים סטיית תקן (3.78 מ"מ3). (C)תמונה מייצגת לחישוב נפח אוטם ממקטע קרול סגול קרסיל. כחול = חצי הכדור הנגדי; אדום = חצי הכדור האיסיליטרלי; אזור פסים חיוור = אזור איסכמי. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
| נקודת זמן של ניקוד | הציון | ||
| מדע מוח כללי | שיער | 0. שיער מסודר ונקי | |
| 1. פילוירקציה מקומית ושיער מלוכלך ב -2 חלקי גוף (אף ועיניים) | |||
| 2. פילוירקציה ושיער מלוכלך >2 חלקי גוף | |||
| אוזניים (עכבר על ספסל פתוח עליון) | 0. רגיל (האוזניים נמתחות לרוחב ומאחור, הן מגיבות על ידי יישור בעקבות הרעש) | ||
| 1. מתוח לרוחב אבל לא מאחור (אחד או שניהם), הם מגיבים לרעש | |||
| 2. זהה ל-1. אין תגובה לרעש. | |||
| עיניים (עכבר על OBT) | 0. לפתוח, לנקות ולעקוב במהירות אחר הסביבה שמסביב | ||
| 1. פתוח ומאופיין בריר מימי. עקוב באיטיות אחר הסביבה שמסביב | |||
| 2. פתוח ומאופיין בריר כהה | |||
| 3. אליפסואידי בצורת ומאופיין ריר כהה | |||
| 4. סגור | |||
| יציבה (מניחים את העכבר על כף היד ומתנדנדים בעדינות) | 0. העכבר עומד במצב זקוף עם הגב במקביל לכף היד. במהלך הנדנדה, הוא עומד במהירות. | ||
| 1. העכבר עומד גדול סנפיר. במהלך הנדנדה, הוא משטח את הגוף כדי להשיג יציבות. | |||
| 2. הראש או החלק של תא המטען שוכב על כף היד. | |||
| 3. העכבר שוכב בצד אחד, בקושי מסוגל לשחזר את המיקום הזקוף. | |||
| 4. העכבר שוכב בתנוחה נוטה, לא מסוגל לשחזר את המיקום זקוף. | |||
| פעילות ספונטניאוס (עכבר על OBT) | 0.העכבר ערני וחוקר באופן פעיל. | ||
| 1. העכבר נראה ערני, אבל הוא רגוע ועצל. | |||
| 2.העכבר חוקר לסירוגין ובאיטיות. | |||
| 3. העכבר הוא somnolent וחסר תחושה, כמה תנועות על המקום. | |||
| 4.No תנועות ספונטניות | |||
| ציון כולל לניקוד כללי | |||
| (רגיל=0 מקסימום=18) | |||
טבלה 1: מדע מוח כללי. בעלי חיים קיבלו בין 0 ל -4 נקודות, בהתאם לחומרה, עבור כל אחד מחמשת הגירעונות הכלליים שנמדדו. לאחר מכן נוספו הציונים באזורים השונים כדי לספק ציון כללי כולל הנע בין 0 ל -18. טבלה זו שונתה מקלארק ואח'14. קיצור: OBT = ספסל פתוח.
| נקודת זמן של ניקוד | הציון | ||
| מוקד נוירוסקופי | סימטריית גוף (עכבר על OBT, התבונן בקו זנב האף) | 0. נורמלי (גוף: יציבה נורמלית, תא המטען מוגבה מהספסל, עם קדמת ומאיים נשענים מתחת לגוף. זנב: ישר) | |
| 1. אסימטריה קלה (גוף: נשען על צד אחד עם קדמת גוף ו אחורי נשען מתחת לגוף. זנב: מעט כפוף) | |||
| 2. אסימטריה מתונה (גוף: נשען על צד אחד עם קדמת גוף ו אחורי נמתח. זנב: מעט כפוף) | |||
| 3. א-סימטריה בולטת (גוף: כפוף, בצד אחד שוכב על OBT. זנב: כפוף) | |||
| 4. א-סימטריה קיצונית (גוף: כפוף מאוד, בצד אחד שוכב כל הזמן על OBT. זנב: כפוף מאוד) | |||
| הליכה (עכבר על OBT. נצפה ללא הפרעה) | 0. רגיל (ההליכה גמישה, סימטרית ומהירה) | ||
| 1. נוקשה, גמיש (הליכה גדול סנפיר, איטי יותר מעכבר רגיל) | |||
| 2. צליעה, עם תנועות אסימטריות | |||
| 3. רועד, נסחף, נופל | |||
| 4. לא הולך באופן ספונטני (כאשר מגורה על ידי בעדינות דוחף את העכבר הולך לא יותר מ 3 צעדים) | |||
| טיפוס (עכבר על משטח של 45o. מקם את העכבר במרכז המשטח המתקתק) | 0. רגיל (העכבר מטפס במהירות) | ||
| 1. מטפס עם מתח, חולשת איברים נוכח | |||
| 2. נאחז במדרון, לא מחליק או מטפס | |||
| 3. שקופיות במורד השיפוע, מאמץ לא מוצלח למנוע כישלון | |||
| 4. שקופיות מיד, אין מאמץ למנוע כישלון | |||
| התנהגות מקיפה (עכבר על OBT, התבוננות חופשית) | 0. היעדר התנהגות מקיפה | ||
| 1. בעיקר סיבובים חד-צדדיים | |||
| 2. עיגולים לצד אחד, אם כי לא כל הזמן | |||
| 3. עיגולים כל הזמן לצד אחד | |||
| 4. ציר, התנדנדות או ללא תנועה | |||
| סימטריה קדימה (עכבר תלוי בזנב) | 0. נורמלי | ||
| 1. אסימטריה קלה: כיפוף עדין של רה"מ מנוגד | |||
| 2. אסימטריה מסומנת: כיפוף מסומן של איבר מנוגד, הגוף מתכופף מעט בצד האיסיליטרלי | |||
| 3. א-סימטריה בולטת: דבקות מנוגדת לתא המטען | |||
| 4. אסימטריה קלה, ללא תנועת גוף/גפיים | |||
| חובה חגה (קדמת ים על הספסל, אחורי מושעה על ידי הזנב: זה חושף את נוכחותו של שיתוק הגפיים contralateral) | 0. נעדר. הרחבה רגילה של שני הניצוחים | ||
| 1. נטייה לפנות לצד אחד (העכבר מרחיב את שני הסלים, אבל מתחיל לפנות רצוי לצד אחד) | |||
| 2. עיגולים לצד אחד (העכבר פונה לכיוון צד אחד בתנועה איטית יותר בהשוואה לעכברים בריאים) | |||
| 3. צירים לצד אחד בעצלתיים (העכבר פונה לכיוון צד אחד ולא מצליח לבצע עיגול שלם) | |||
| 4. לא מתקדם (החלק הקדמי של תא המטען שוכב על הספסל, תנועות איטיות וקצרות) | |||
| תגובת שפם (עכבר על OBT) | 0. נורמלי | ||
| 1. אסימטריה קלה (העכבר נסוג לאט כאשר מגורה בצד הנגדי) | |||
| 2. א-סימטריה בולטת (אין תגובה כאשר מגורה לצד הנגדי) | |||
| 3. תגובה נעדרת מנוגדת, תגובה איטית כאשר מגורה ipsilaterally | |||
| 4. תגובה נעדרת דו-צדדית | |||
| ציון כולל עבור גירעונות מוקד | |||
| (רגיל=0 מקסימום=28) | |||
טבלה 2: מוקד נוירוסקופ. בעלי חיים קיבלו בין 0 ל -4 נקודות בהתאם לחומרת כל אחד משבעת הגירעונות הכלליים שנמדדו. לאחר מכן נוספו הציונים באזורים השונים כדי לספק ציון מוקד כולל הנע בין 0 ל -28. טבלה זו שונתה מקלארק ואח'14. קיצור: OBT = ספסל פתוח.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
הפרוטוקול הנוכחי מתאר מודל שבץ ניסיוני המבוסס על הסכם הקונצנזוס של קונסורציום מחקר רב מרכזי גרמני ("ImmunoStroke") כדי להקים מודל MCAo ארעי סטנדרטי. מודל MCAo החולף שהוקם על ידי החדרת חוט מצופה סיליקון דרך ECA למקור ה- MCA הוא אחד מדגמי השבץ הנפוצים ביותר להשגת רפרופוזיה עורקית לאחר תקופת חסימה מופרדת. לכן, הליך זה יכול להיחשב מודל קו רלוונטי תרגום.
ל"מודל הסיבים" המוצג בסרטון יש כמה יתרונות בהשוואה לדגמי שבץ אחרים שתוארו בעבר, כגון אי-צורך בגולגולת והשגת רפרפוזיה מלאה של כלי השיט הנידח. עם זאת, המורכבות של ההתערבות הכירורגית יכולה להיחשב מגבלה, שכן היא כוללת ניתוח פולשני ומניפולציה מדויקת של העורקים השונים בסמיכות קנה הנשימה ועצב הווגל. החשיפה הארוכה של החיה להרדמה יכולה להיות גם גורם קריטי שיש לקחת בחשבון, שכן ההשפעה של הרדמה על הגנה עצבית ותוצאות שבץ כבר תועדה היטב16. לבסוף, למרות המורכבות של הליך כירורגי זה, זה יכול להסתיים בכ. 20 דקות כאשר מבוצע על ידי מנתח מיומן.
בניגוד לפרוטוקולי שבץ "חוט" שתוארו בעבר17, השיטה המתוארת כאן מאפשרת גם מדידת זרימת דם מוחית במהלך שלבי החסימה וההסרה. ניטור זרימת הדם במהלך reperfusion יכול להיות פרמטר חשוב כדי למנוע פגיעה reperfusion שבץ18, אשר ידוע לגרום לתוצאות מזיקות בחולים שעברו התערבויות פרמקולוגיות או אנדווסקולריות עבור recanalization של כלי תרומבו. למרות הפערים בין ההשלכות של שיקום זרימת הדם המוחי לאחר MCAo19, השונות של שיקום זרימת הדם לאחר שבץ עשויה להשפיע על האירועים הפתופיזיולוגיים והביוכימיים במוח, כמו גם על נפח האוטם והגירעונות הנוירולוגיים של עכברי שבץ20. לכן, במודל זה, שיקום מלא של זרימת הדם והקלטתו הם דרישות כדי להבטיח אוטם רבייה בקרב עכברים, במיוחד במחקרי שבץ תרגום.
התמותה הכוללת במהלך ההליך הכירורגי היא פחות מ -5% והיא נגרמת בעיקר על ידי סיבוכים הרדמה, דימומים, או הקרבה עקב קריטריוני הדרה מוגדרים מראש. מודל שבץ זה מציג, עם זאת, שיעור תמותה מתון בתוך 24-48 שעות הראשונות לאחר אינדוקציה שבץ, אשר יכול להגדיל את מספר בעלי החיים הדרושים לכל ניסוי כדי להשיג קבוצה נאותה של עכברי שבץ. במונחים של נפח אוטם, מודל זה אינו מאפשר אוטמים גדולים, עם נגעים המקיפים עד 50% מחצי הכדור. הוא גם מייצר בצקת במוח, המשפיעה על אזורי מוח שונים, כולל אזורי קליפת המוח ותת-קורטיקלי.
כדי להשיג שונות נמוכה ושחזור גבוה של מודל השבץ, יש לקחת בחשבון מספר קריטריוני אי-הכללה, כולל: 1) זמן פעולה > 20 דקות; 2) >20% של הפחתת זרימת הדם כאשר CCA הוא קשירה (שלב 3.3); 3) הפחתת זרימת הדם במהלך החסימות < 80% מערך טרום החסיקה הראשוני; ו 4) זרימת הדם להגדיל 10 דקות לאחר קצב reperfusion <80% לעומת ערך טרום reperfusion. עבור מנתח מנוסה ומיומן, אף בעל חיים אינו מוחרג בשל קריטריון זמן הניתוח. עם זאת, 10-15% מבעלי החיים מראים ירידה של 20% בזרימת הדם עם קשירת CCA, ו 5-10% מראים שאין ירידה נאותה או עלייה בזרימת הדם במהלך החסימות או ההערכה, בהתאמה. לכן, שיעור ההצלחה לאחר אי הכללת בעלי חיים על פי קריטריונים אלה הוא כ 75-85%.
בנוסף, בעלי חיים נבדקים מדי יום לאחר MCAo (משקל גוף, טמפרטורה, והתנהגות פיזיולוגית בסיסית) כדי לשלוט על מחלה, כאב, או התנהגות אי נוחות. בנוסף לטיפול כללי זה, פותחו מספר בדיקות לניתוח התנהגותי ספציפי לאחר איסכמיה מוחית מוקדית, למרות כל הבדיקות הידועות להערכת תפקוד לקוי של חושים, כגון מבחן רוטרוד21, מבחן תוויתדביק 22, מבחן פינה23, או מבחן הגליל24. כאן, בעלי חיים שנבחרו להקמת מודל שבץ זה הוערכו עבור ליקויים מוקד וכללי, שכן מודל חוט גם גורמת להתנהגות מחלת ציטוקינים ללא תלות בגירעונות מוקדיים (חושיים או מוטוריים)25. יחד, מודל השבץ "חוט" המתואר כאן הוא מודל בעל ערך למחקר שבץ בסיסי ותרגום. מודל זה מוצע כמודל שבץ מתוקנן שישמש להרמוניה של מודלים של שבץ במעבדות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין אינטרסים מתחרים לחשוף.
Acknowledgments
אנו מודים לכל שותפינו לשיתוף הפעולה של קונסורציום ImmunoStroke (עבור 2879, מתאי מערכת החיסון ועד לשחזור שבץ) על הצעות ודיונים. עבודה זו מומנה על ידי דויטשה Forschungsgemeinschaft (DFG, קרן המחקר הגרמנית) במסגרת אשכול מינכן לנוירולוגיה של מערכות (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) ותחת המענקים LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 ו- LL-112/1-1.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 45° ramp | H&S Kunststofftechnik | height: 18 cm | |
| 5/0 threat | Pearsalls | 10C103000 | |
| 5 mL Syringe | Braun | ||
| Acetic Acid | Sigma Life Science | 695092 | |
| Anesthesia system for isoflurane | Drager | ||
| Bepanthen pomade | Bayer | ||
| C57Bl/6J mice | Charles River | 000664 | |
| Clamp | FST | 12500-12 | |
| Clip | FST | 18055-04 | |
| Clip holder | FST | 18057-14 | |
| Cotons | NOBA Verbondmitel Danz | 974116 | |
| Cresyl violet | Sigma Life Science | C5042-10G | |
| Cryostat | Thermo Scientific CryoStarNX70 | ||
| Ethanol 70% | CLN Chemikalien Laborbedorf | 521005 | |
| Ethanol 96% | CLN Chemikalien Laborbedorf | 522078 | |
| Ethanol 99% | CLN Chemikalien Laborbedorf | ETO-5000-99-1 | |
| Filaments | Doccol | 602112PK5Re | |
| Fine 45 angled forceps | FST | 11251-35 | |
| Fine forceps | FST | 11252-23 | |
| Fine Scissors | FST | 14094-11 | |
| Glue | Orechseln | BSI-112 | |
| Hardener Glue | Drechseln & Mehr | BSI-151 | |
| Heating blanket | FHC DC Temperature Controller | ||
| Isoflurane | Abbot | B506 | |
| Isopentane | Fluka | 59070 | |
| Ketamine | Inresa Arzneimittel GmbH | ||
| Laser Doppler | Perimed | PF 5010 LDPM, Periflux System 5000 | |
| Laser Doppler probe | Perimed | 91-00123 | |
| Phosphate Buffered Saline pH: 7.4 | Apotheke Innestadt Uni Munchen | P32799 | |
| Recovery chamber | Mediheat | ||
| Roti-Histokit mounting medium | Roth | 6638.1 | |
| Saline solution | Braun | 131321 | |
| Scalpel | Feather | 02.001.30.011 | |
| Silicon-coated filaments | Doccol | 602112PK5Re | |
| Stereomicropscope | Leica | M80 | |
| Superfrost Plus Slides | Thermo Scientific | J1800AMNZ | |
| Vannas Spring Scissors | FST | 15000-00 | |
| Xylacine | Albrecht |
References
- Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M.
- O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).
- Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
- Zhang, Z., et al. A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
- Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423 (2011).
- Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
- McNutt, M.
- Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
- Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
- Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
- Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).
- Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
- Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. Modeling focal cerebral ischemia in vivo. Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).
- Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
- Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038 (2012).
- Rha, J. H., Saver, J. L. The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis. Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).
- Liu, J., et al. Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion. BMC Neuroscience. 13, 154 (2012).
- Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
- Jones, B. J., Roberts, D. J. A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice. Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211 (1968).
- Bouet, V., et al. The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice. Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).
- Zhang, L., et al. A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).
- Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
- Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).
