Summary
Cet article présente un protocole de transplantation de lambeau ostéocutané hétérotopique partiel chez le rat et ses résultats potentiels dans le suivi à moyen terme.
Abstract
Les allotransplantations composites vascularisées (VCA) représentent l’option de reconstruction la plus avancée pour les patients sans possibilités chirurgicales autologues après un défaut tissulaire complexe. Les transplantations faciales et faciales ont changé la vie des patients défigurés, leur donnant un nouvel organe social esthétique et fonctionnel. Malgré des résultats prometteurs, le VCA est toujours sous-performant en raison de comorbidités d’immunosuppression à vie et de complications infectieuses. Le rat est un modèle animal idéal pour les études in vivo portant sur les voies immunologiques et les mécanismes de rejet du greffon. Les rats sont également largement utilisés dans de nouvelles techniques de préservation de greffes de tissus composites, y compris les études de perfusion et de cryoconservation. Les modèles utilisés pour l’ACV chez le rat doivent être reproductibles, fiables et efficaces avec une morbidité et une mortalité postopératoires faibles. Les procédures de transplantation de membres hétérotopiques répondent à ces critères et sont plus faciles à effectuer que les greffes de membres orthotopiques. La maîtrise des modèles microchirurgicaux des rongeurs nécessite une solide expérience en microchirurgie et en soins aux animaux. Il est rapporté ici un modèle fiable et reproductible de transplantation partielle hétérotopique de lambeaux ostéocutanés chez le rat, les résultats postopératoires et les moyens de prévention des complications potentielles.
Introduction
Au cours des deux dernières décennies, le VCA a évolué en tant que traitement révolutionnaire pour les patients qui souffrent de défiguration sévère, y compris le visage1,les amputations des membres supérieurs2,le pénis3et d’autres défauts tissulaires complexes4,5. Cependant, les conséquences de l’immunosuppression à vie entravent encore une application plus large de ces chirurgies reconstructives complexes. La recherche fondamentale est cruciale pour améliorer les stratégies anti-rejet. L’augmentation du temps de conservation du VCA est également essentielle pour améliorer la logistique de la transplantation et augmenter le bassin de donneurs (car les donneurs de VCA doivent remplir plus de critères que les donneurs d’organes solides, y compris le teint de la peau, la taille anatomique, le sexe). Dans ce contexte, les transplantations de membres de rat sont largement utilisées dans les études sur le rejet immunitaire des allogreffes6,7,les nouveaux protocoles d’induction de tolérance8et les études de préservation9,10,11. Par conséquent, ces modèles VCA sont un élément clé à maîtriser pour la recherche translationnelle VCA.
Les lambeaux ostéo-cutanés ont été décrits dans la littérature comme des modèles fiables pour étudier le VCA chez les rats8,12,13,14. Bien que les transplantations orthotopiques de membres entiers permettent une évaluation à long terme de la fonction du greffon, il s’agit d’une procédure longue associée à des taux de morbidité et de mortalité postopératoires plus élevés14. En revanche, les modèles de transplantation hétérotopique de membres ne sont pas fonctionnels, mais permettent des études reproductibles sur l’ACV. Les résultats postopératoires peuvent être anticipés de manière fiable avant le début d’une étude de transplantation de VCA chez le rat. Cette étude rapporte un modèle de transplantation de lambeau ostéocutané hétérotopique partiel chez le rat qui comprend des résultats et des complications possibles fréquents pouvant survenir en peropératoire et postopératoire au cours d’une période de suivi de trois semaines.
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Protocol
Tous les animaux ont reçu des soins sans frais conformément au Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (protocole IACUC 2017N000184) et le Bureau d’examen des soins et de l’utilisation des animaux (ACURO) ont approuvé tous les protocoles pour animaux. Des rats Lewis mâles consanguins (250-400 g) ont été utilisés pour toutes les expériences.
1. Chirurgie
- Anesthésier les rats Lewis par inhalation d’isoflurane. Induire une anesthésie avec 5% d’isoflurane dans la chambre d’induction et maintenir l’anesthésie avec une inhalation d’isoflurane de 1,5 à 3% à travers un cône respiratoire.
- Appliquer du lubrifiant pour les yeux avant la chirurgie dans les procédures de survie. Rasez le site chirurgical, traitez avec de la crème dépilatoire, frottez et drapez avec des rideaux stériles.
- Confirmez l’anesthésie totale avec un test de pincement des orteils avant l’incision et régulièrement pendant la procédure. Surveillez les fréquences cardiaque et respiratoire tout au long de la procédure. Pour toutes les chirurgies, maintenez des conditions stériles en utilisant des instruments, des fournitures, des rideaux et des gants stériles. Voir le tableau des matériaux pour la liste des instruments utilisés pour les procédures.
2. Obtention d’un membre postérieur partiel du droit du donateur
- Faites une incision circonférentielle de la peau au-dessus de la cheville au tiers distal de la jambe.
- Squelettiser et cautériser l’artère saphène et la branche terminale de l’artère poplitée à l’aide de pinces bipolaires. Cautériser et couper les muscles gastrocnémiens, soléaires, tibialis antérieurs et biceps fémoraux jusqu’à ce que l’os tibial soit exposé.
- Faites une incision de 2,5 cm au pli inguinal droit. Disséquez le coussinet de graisse inguinale et rétractez-le distalement pour exposer les vaisseaux fémoraux. Utilisez un rétracteur en hameçon pour saisir le ligament inguinal et une pince de serrage pour maintenir le coussinet de graisse inguinale de manière distue.
REMARQUE : Le coussinet de graisse inguinale est inclus dans la récolte du membre partiel. - Disséquer les vaisseaux fémoraux, individualiser les branches de Murphy (branches collatérales musculaires profondes généralement situées à mi-chemin entre le ligament inguinal et la branche épigastrique) et ligaturer avec 8-0 cravates en nylon.
- Hépariniser le rat donneur avec 100 UI/kg d’héparine, injectée dans la veine dorsale du pénis à l’aide d’une aiguille de 27,5 G.
- Complétez l’incision cutanée autour de la hanche.
- Cautériser les muscles biceps fémors et fessiers superficiels à l’aide de pinces bipolaires. Cautériser et couper le nerf sciatique à mi-longueur du fémur. Exposez le fémur par voie proximale au niveau de la crête fémorale postérieure.
REMARQUE: Les muscles des adducteurs et des quadriceps sont exclus de l’approvisionnement. Le pédicule innommé est préservé. - Ligaturez les vaisseaux fémoraux avec des attaches en nylon 8/0 au niveau du ligament inguinal. Effectuer une artériotomie sur l’artère fémorale juste en dessous de la ligature et dilater pour permettre l’insertion d’un angio-cathéter 24 G.
- Cautériser et couper le muscle restant sous le pédicule, exposant la face antérieure du fémur.
- Coupez le tibia et le fémur à l’aide d’un coupe-os aussi proximalement et distieusement que possible, respectivement (mi-longueur).
- Rincer le membre postérieur partiel avec 2 mL de solution saline d’héparine (100 UI/mL) pour obtenir un écoulement veineux clair. Conserver sur de la glace dans une gaze stérile jusqu’au transfert microvasculaire (Figure 1).
- Pendant que l’animal est sous anesthésie générale, effectuer l’euthanasie par exsanguination jusqu’à ce que l’animal ne montre aucun signe de vie (pas de mouvement respiratoire et pas de battement de cœur).
Figure 1: Membres postérieurs partiels de rat récoltés. Un angiocathe de 24 G est inséré dans l’artère fémorale, prêt pour le transfert microvasculaire hétérotopique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Chirurgie du receveur
- Avant l’incision, rasez l’arrière du cou et administrez de la buprénorphine 0,01 à 0,05 mg / kg par voie sous-cutanée. Placez le rat en position couchée sur un coussin chauffant.
- Faites une incision de 2,5 cm dans le pli inguinal droit. Disséquez le coussinet adipeux inguinal et inclinez-le distalement pour exposer les vaisseaux fémoraux. Utilisez un crochet pour rétracter le ligament inguinal et une pince de serrage pour maintenir le coussinet de graisse inguinale de manière distue.
- Disséquez les vaisseaux fémoraux, individualisez les branches de Murphy et ligatez avec des attaches en nylon 8/0.
- Ligaturez les deux vaisseaux au-dessus des vaisseaux épigastriques à l’aide d’attaches en nylon 8/0. Placez les pinces d’approximation proximalement et dilatez les extrémités des vaisseaux; rincer avec une solution saline à l’héparine.
- Faites une incision sur le flanc gauche au-dessus de la hanche et créez une poche sous-cutanée avec un tunnel sous-cutané jusqu’au pli inguinal.
REMARQUE: L’incision en médaillon est faite au-dessus de l’amplitude de mouvement de la hanche pour s’assurer que l’animal maintient un mouvement normal des membres postérieurs. De plus, le maintien d’un pont cutané entre l’encart du greffon et le site de transfert microvasculaire permet une meilleure fixation du greffon (Figure 2). - Placez la partie proximale du membre partiel et le coussinet adipeux inguinal à travers le tunnel sous-cutané pour le transfert microvasculaire. Effectuer des anastomoses veineuses et artérielles à l’aide de sutures en nylon 10/0. Retirez les deux pinces d’approximation et observez la revascularisation du membre. Effectuer un « test de traite » sur les deux vaisseaux pour évaluer la perméabilité de chaque anastomose.
REMARQUE: Huit à neuf sutures sont généralement nécessaires pour l’anastomose veineuse, 6 sutures en moyenne pour l’anastomose artérielle. - Faites une incision cutanée longitudinale sur le côté médial du membre transplanté et insérez le greffon. Enlevez l’excès de peau de la greffe et fermez la plaie avec des sutures séparées et une suture courante à l’aide de sutures résorbables 4/0.
- Suturer ensemble les coussinets graisseux inguinaux du membre transplanté et du receveur à l’aide de deux sutures résorbables séparées, et fermer le pli inguinal à la toute fin après un dernier examen des anastomoses microvasculaires.
REMARQUE: Les coussinets adipeux inguinaux sont suturés hermétiquement pour ajouter une couche protectrice de graisse au-dessus des anastomoses et assurer une position sécurisée du greffon et de son pédicule. Une fermeture méticuleuse est préférable pour la cicatrisation des plaies; il prévient également les saignements résiduels de la plaie et diminue le risque d’automutilation. - Compenser la perte de liquide par voie sous-cutanée avec 1-3 mL de solution saline en fonction de la quantité de saignement périopératoire.
- Placez un collier élisabéthain autour du cou de l’animal et appliquez 2 sutures lâches sur la peau pour la maintenir dans la bonne position.
- Arrêtez l’inhalation d’isoflurane et surveillez l’animal en permanence sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’il en soit pleinement conscient et ambulatoire.
Figure 2: Image périopératoire avant l’encart du membre ostéo-cutané. Un pont cutané d’environ 1 cm est conservé entre l’incision du pli inguinal et l’encart de la greffe au-dessus de la hanche. Le greffon est placé sous le pont, le maintenant stable pour le transfert microvasculaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
4. Soins postopératoires
- Surveillez l’animal deux fois par jour pendant 72 heures, puis une fois par jour jusqu’au jour postopératoire (POD) 7, puis deux fois par semaine.
REMARQUE: La surveillance doit être ajustée à l’état de l’animal et du greffon (les yeux pâles peuvent nécessiter des liquides supplémentaires, la coloration à la porphyrine comme indicateur de la douleur animale, la couleur / température anormale du greffon), et des soins supplémentaires doivent être discutés avec le vétérinaire. Un seul boîtier est nécessaire pour les rats receveurs pendant toute la période d’étude afin d’éviter tout dommage au greffon. - Effectuer une analgésie avec injection sous-cutanée de buprénorphine et / ou d’anti-inflammatoire non stéroïdien conformément aux directives de l’IACUC.
- Évaluez la greffe et effectuez un examen physique quotidiennement avec des images à l’aide du même appareil.
REMARQUE: L’utilisation d’une crème dépilatoire sur la peau du greffon est utile pour mieux évaluer la couleur de la peau de la greffe.
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Representative Results
Dans cette étude mono-opérateur, 30 greffes partielles hétérotopiques syngéniques de membres ont été réalisées. Le succès a été défini au jour 21 postopératoire comme l’absence d’échec du VCA ou de complications nécessitant une euthanasie. L’évolution normale du greffon est représentée à la figure 3. La durée moyenne de l’obtention partielle des membres et de l’encart du greffon chez le receveur était de 35 et 105 minutes, respectivement; le temps moyen d’ischémie était de 105 min. Au cours du suivi, deux types de complications sont survenus(tableau 1)- tôt ou tard. Certains ont nécessité l’euthanasie, d’autres ont été sauvés, tous ont été discutés avec les vétérinaires du personnel (Tableau 2). Cette étude rapporte l’expérience et les conseils des auteurs pour les débutants en microchirurgie des rongeurs (Tableau supplémentaire 1).
Figure 3: Évolution normale du modèle hétérotopique des membres postérieurs jusqu’à la fin de l’étude. La repousse des cheveux est observée au cours de la première semaine postopératoire; la rétraction cutanée apparaît après 2 semaines. Abréviation : POD = jour postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Prise en charge des complications périopératoires
La thrombose artérielle ou veineuse est la complication périopératoire la plus courante. Le conseil le plus important pour surmonter cela et transformer la chirurgie en succès est de faire un diagnostic précoce, c’est-à-dire que la surveillance continue de la couleur du lambeau / saignement et le test de perméabilité récurrent sont fondamentaux avant de fermer le site chirurgical des anastomoses. La prévention de cette complication devrait être dans l’esprit du chirurgien dès qu’une incision est faite. Le donneur doit être héparinisé par injection IV d’héparine 100 UI/kg 5 min avant l’ischémie artérielle du greffon. Une fois récolté, le greffon doit être rincé avec une solution saline d’héparine (100 UI / mL) jusqu’à ce que l’écoulement veineux soit clair. Dans cette étude, une thrombose artérielle périopératoire s’est produite dans 10% des cas.
Les saignements sont moins fréquents et sont facilement atténués par une cautérisation prudente des muscles du greffon et une dissection complète du site receveur. La principale cause de saignement est la fuite anastomotique dans l’artère. Cela devrait se résoudre d’elle-même dans les 3 minutes, ou sinon, un nouveau serrage et une révision de l’anastomose qui fuit sont nécessaires. Les complications liées à l’anesthésie, qui sont survenues dans 6,7% des cas, sont plus fréquentes chez les microchirurgiens non formés. L’utilisation de l’isoflurane est un moyen fiable d’anesthésier les rats, et la durée de l’anesthésie peut être ajustée en temps réel. Le chirurgien doit être formé pour utiliser correctement la machine, suivre les directives pour le régime d’induction et d’entretien, et surveiller de près les fréquences cardiaque et respiratoire tout au long de l’opération. Selon l’espèce, l’âge ou le poids de l’animal, la quantité d’isoflurane nécessaire peut varier. La perte imprévisible d’animaux est un événement rare et ne s’explique généralement pas par une erreur anesthésique ou chirurgicale.
Complications précoces (
L’insuffisance VCA peut survenir au cours de la première semaine postopératoire en raison d’une thrombose microvasculaire (thrombose veineuse plus fréquente que artérielle). L’encart périopératoire du pédicule au niveau de l’aine est une étape très importante. Déplacer le membre postérieur du rat pour imiter l’effet du mouvement sur le pédicule est crucial; le pédicule ne doit jamais être trop lâche ni trop serré. Une surveillance intensive est une exigence fondamentale, car la nécropsie doit être effectuée dès qu’un diagnostic de défaillance VCA est effectué. Au cours de la nécropsie, une analyse de la position du pédicule (pliage ou tension) et de la qualité de l’anastomose thrombosée (suture de la paroi arrière, lambeau intraluminal) fournit de nombreuses informations sur ce qui peut être amélioré lors de la prochaine procédure et doit donc être effectuée par le chirurgien opératoire. La thrombose veineuse était une cause d’euthanasie précoce dans 20 % des cas, qui se sont tous produits avant le POD5 (Figure 4).
Figure 4: Thrombose veineuse postopératoire. La peau apparaît bleue et devient plus foncée chaque jour. Abréviation : POD = jour postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
L’automutilation (ou autophagie) est une préoccupation sérieuse dans les greffes non sensibles; elle se produit souvent entre POD2 et POD7. S’ils sont limités à moins d’un tiers de la surface du greffon et ne concernent que la peau, le débridement chirurgical et la suture à l’aide de sutures non résorbables peuvent être discutés avec le vétérinaire du personnel (Figure 5A-C). La prévention repose sur l’utilisation d’un collier électronique cousu au cou jusqu’à POD7 et le nettoyage de tout sang ou croûte sur les plaies chirurgicales de l’animal. L’autophagie répétée ou la mutilation profonde nécessitent une euthanasie (Figure 5D).
Figure 5: Automutilation postopératoire de la greffe non sensée. (A-C) La surface limitée de l’automutilation à (A) POD2. B)Débrides chirurgicaux et returturés; (C) aspect au POD21. (D) Autophagie sévère de plusieurs couches du greffon conduisant à l’euthanasie de l’animal. Abréviation : POD = jour postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Complications tardives (>POD7)
Moins fréquentes et moins létales, ces complications exigent une consultation vétérinaire pour fournir un traitement adéquat. Tout d’abord, l’exposition osseuse peut être observée dans ce modèle, généralement après la guérison initiale la troisième semaine après l’opération. La prévention est basée sur une coupe osseuse minutieuse (utilisation d’un coupe-os créant des bords lisses); il est utile de couvrir les bords osseux avec les muscles environnants tout en tenant compte de l’atrophie musculaire ultérieure. S’il est détecté tôt et que l’animal est en bon état, la révision chirurgicale peut être discutée avec le vétérinaire. Deuxièmement, des kystes dermiques peuvent survenir autour du site chirurgical après deux semaines(Figure 6). Ils n’interfèrent généralement pas avec l’état du rat ou du greffon, mais peuvent fistuliser la peau et s’infecter. Le lavage du site chirurgical de l’encart du greffon pour éviter tout poil résiduel dans la plaie empêche la création du kyste. L’indication du drainage chirurgical peut être évaluée avec le vétérinaire.
Figure 6: Kystes dermiques. Kystes cutanés apparaissant(A) après POD14, (B) parfois avec un centre nécrotique cutané avant la fistule. Abréviation : POD = jour postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Complication | Solution | Prévention | |
| Péri-opératoire | Thrombose microvasculaire | Refaire l’anastomose rapidement après avoir rincé le vaisseau se termine par une solution saline à l’héparine et attester d’un bon écoulement. | Hépariniser le donneur, rincer le lambeau, maîtriser la technique de l’anastomose et utiliser des instruments et des sutures adéquats. |
| Saignement | Cautériser si des muscles, reclamp si de l’anastomose et ne pas s’arrêter spontanément dans les 3 minutes. | Cautérisation complète pendant la récolte du greffon | |
| Décès lié à l’anesthésie | Discutez du problème rencontré avec le personnel vétérinaire. | Formation à l’utilisation de l’appareil d’anesthésie et à la surveillance périopératoire des rats | |
| Début ( |
Thrombose microvasculaire | Euthanasie précoce et nécropsie pour révéler la cause de la thrombose | Dépend de la cause |
| Automutilation | Discutez de la réparation chirurgicale avec le vétérinaire si le premier événement et les dommages superficiels à la greffe. | Collier électronique de POD-2 à POD7 | |
| Tard (>POD7) | Exposition osseuse | Discutez de la révision chirurgicale avec le vétérinaire. | Coupez l’os avec un coupe-os, assurez-vous que le bord est lisse, récupérez avec les muscles environnants, prenez en compte l’atrophie musculaire ultérieure (coupée court). |
| Kyste dermique | Discuter du drainage chirurgical et du traitement antibiotique avec le vétérinaire | Laver le site en médaillon avec de l’eau; évitez de laisser des cheveux dans le site chirurgical. |
Tableau 1 : Résultats potentiels. Prévention et solutions.
Fin de l’étude
La fin de l’étude dans ce modèle a été fixée à POD21; les animaux ont été euthanasiés par asphyxie au CO2 ou par exsanguination. En tant que greffe non fonctionnelle, l’atrophie musculaire et la dégénérescence graisseuse ont été observées comme conséquences du manque de réinnervation. Les biopsies de la peau et des muscles sont enregistrées pour une analyse histologique. Le pli inguinal est rouvert pour l’évaluation du pédicule vasculaire (placement, perméabilité) si l’euthanasie est effectuée avant la fin de l’étude.
| Cinq raisons de consulter le vétérinaire du personnel |
| 1) Avant le début de l’étude pour l’informer de la nature de votre étude, de l’analgésie planifiée, des stratégies de suivi et des résultats attendus |
| 2) Régime alimentaire spécial ou nutriments supplémentaires qui peuvent aider à améliorer l’état de l’animal pendant l’étude |
| 3) Décès inattendu lié à l’anesthésie |
| 4) Aggravation inexpliquée de l’état de l’animal |
| 5) Complication chirurgicale pour évaluer les possibilités de sauvetage ou les indications de l’euthanasie |
Tableau 2 : Quand appeler le vétérinaire. La communication avec le personnel est essentielle pour la conduite d’une étude in vivo.
Tableau supplémentaire 1 : « Choses à faire et à ne pas faire ». Conseils pour les jeunes stagiaires en microchirurgie. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
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Discussion
Des modèles de transplantation de membres orthotopiques chez des rongeurs ont été décrits dans la littérature15,16,17; cependant, ils nécessitent une réparation nerveuse, une rattachement musculaire et une ostéosynthèse parfaite du fémur, ce qui peut être une étape très difficile. Ces modèles sont également associés à un taux de morbidité et de mortalité plus élevé chez les rongeurs14,en particulier dans le suivi à court terme car la récupération d’une fonction normale d’un membre postérieur transplanté peut prendre plusieurs mois18. Cependant, ils permettent une évaluation à plus long terme de la fonction du greffon en cas de succès. La principale limitation de la transplantation de membres hétérotopiques est l’atrophie musculaire induite par l’absence de réinnervation du greffon. Comme précédemment publié dans la littérature, les lésions des fibres musculaires peuvent survenir dès cinq jours après la dénervation19. Cela provoque une atrophie musculaire importante et une dégénérescence graisseuse après un mois, empêchant l’utilisation de ce modèle pour des études in vivo d’une durée de plus de trois semaines. De ce point de vue, les modèles de lambeaux ostéocutanés hétérotopiques partiels sont les meilleurs pour les études à court terme sur la préservation des tissus10,la bio-ingénierie tissulaire et les stratégies d’immunosuppression20.
Dans le modèle proposé, les complications chirurgicales et postopératoires sont limitées et peuvent être traitées facilement et rapidement par un chercheur en microchirurgie. Nous estimons que le succès peut être obtenu dans ce modèle après 3-6 transplantations pour un jeune chirurgien, étant donné qu’ils ont reçu des cours de microchirurgie de base. C’est aussi une procédure qui peut être effectuée par un seul opérateur en moins de 3 heures avec un temps d’ischémie inférieur à 2 heures. Ce modèle peut également être effectué par deux opérateurs, raccourcissant le temps d’ischémie au temps des anastomoses microvasculaires uniquement. L’étape critique de ce modèle est l’encart du greffon et assurer un bon placement du pédicule pour éviter tout pli ou tension qui causerait une thrombose microvasculaire. Pour cette raison, la dissection des vaisseaux fémoraux doit se faire de la manière la plus proximale et disstérale possible chez le donneur et le receveur, respectivement. La vascularisation cutanée doit être soigneusement préservée en gardant la peau enroulée autour du membre jusqu’à la revascularisation du greffon pour éviter tout effet de cisaillement sur les perforateurs cutanés artériels, ce qui peut entraîner une faible perfusion cutanée et une nécrose cutanée ultérieure.
Dans la littérature, les complications dans les modèles VCA de rongeurs ne sont pas bien rapportées. La connaissance de tous les résultats possibles est essentielle pour pouvoir prévenir et anticiper les complications. Cette étude souligne la nécessité d’une bonne communication avec le vétérinaire du personnel. L’acquisition de compétences en manipulation de rats et en examen physique est cruciale pour le bien-être de l’animal et le bon déroulement de l’étude. Une fois cette technique maîtrisée, ce modèle peut être utilisé pour la recherche VCA avec un taux de réussite proche de 100%. Bien que les modèles non fonctionnels ne conviennent pas aux évaluations à long terme, ils sont d’un grand intérêt pour l’évaluation précoce des greffons dans la recherche immunologique sur la transplantation de VCA à incompatibilité complète ou l’évaluation des lésions d’ischémie-reperfusion. Le modèle décrit offre un grand composant cutané et un volume musculaire qui peuvent être échantillonnés à plusieurs reprises à l’aide de biopsies à l’aide de poinçons, générant plusieurs tests histologiques et immunologiques ainsi que des techniques d’évaluation par imagerie13. Ce protocole précis offre un modèle VCA reproductible et fiable chez les rats présentant une morbidité réduite une fois que les complications possibles sont prévues et activement évitées.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucune divulgation.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le Bureau du Secrétaire adjoint à la Défense pour les affaires de santé par le biais du Programme de recherche médicale dirigé par le Congrès sous le numéro de bourse. W81XWH-17-1-0680. Les opinions, interprétations, conclusions et recommandations sont celles des auteurs et ne sont pas nécessairement approuvées par le ministère de la Défense.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 GA angiocatheter | BD Insyte Autoguard | 381412 | |
| 4-0 suture Black monofilament non absorbable suture | Ethicon | 1667 | Used to suture the E-collar to the back of the neck |
| 4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial | Ethicon | VCP496 | |
| Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Bipolar cords | ASSI | 228000C | |
| Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c | AROSurgical | T04A10N07-13 | Used to perform the microvascular anastomoses |
| Buprenorphine HCl | Pharmaceutical, Inc | 42023-179-01 | |
| Dilating Forceps | Fine science tools (FST) | 18131-12 | |
| Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern | ASSI | ASSI.SAS15RVL | |
| Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 18040-22 | |
| Elizabethan collar | Braintree Scientific | EC-R1 | |
| Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) | ASSI | ASSI.JFL31 | |
| Halsey Micro Needle Holder | Fine science tools (FST) | 12500-12 | |
| Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL | BD PosiFlush | 306424 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star Elastic Stays | CooperSurgical | 3314-8G | Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection |
| Lone Star Self-Retaining Retractors | CooperSurgical | 3301G | |
| Micro-Mosquito Hemostats | Fine science tools (FST) | 13010-12 | Used to retract the inguinal fat pad distally |
| Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock | ASSI | ASSI.B1582 | |
| Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c | Ethilon | 2808G | Used to ligate collateral branches on the femoral vessels |
| Offset Bone Nippers | Fine science tools (FST) | 16101-10 | |
| S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 00398-02 | |
| Walton scissors | Fine science tools (FST) | 14077-09 |
References
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