Summary
Dieser Artikel stellt ein partielles heterotopes osteomyokutanes Lappentransplantationsprotokoll bei Ratten und seine möglichen Ergebnisse in der mittelfristigen Nachbeobachtung vor.
Abstract
Vaskularisierte kompositative Allotransplantationen (VCA) stellen die fortschrittlichste Rekonstruktionsoption für Patienten ohne autologe Operationsmöglichkeiten nach einem komplexen Gewebedefekt dar. Gesichts- und Handtransplantationen haben das Leben entstellter Patienten verändert und ihnen ein neues ästhetisches und funktionelles soziales Organ gegeben. Trotz vielversprechender Ergebnisse ist VCA aufgrund lebenslanger Immunsuppressionskomorbiditäten und infektiöser Komplikationen immer noch unterdurchschnittlich. Die Ratte ist ein ideales Tiermodell für In-vivo-Studien, die immunologische Wege und Transplantatabstoßungsmechanismen untersuchen. Ratten werden auch häufig in neuartigen Techniken zur Konservierung von Kompositgewebetransplantaten eingesetzt, einschließlich Perfusions- und Kryokonservierungsstudien. Modelle, die für VCA bei Ratten verwendet werden, müssen reproduzierbar, zuverlässig und effizient mit geringer postoperativer Morbidität und Mortalität sein. Heterotope Gliedmaßentransplantationsverfahren erfüllen diese Kriterien und sind einfacher durchzuführen als orthotope Gliedmaßentransplantationen. Die Beherrschung mikrochirurgischer Nagetiermodelle erfordert solide Erfahrung in der Mikrochirurgie und Tierpflege. Hierin wird ein zuverlässiges und reproduzierbares Modell der partiellen heterotopen osteomyokutanen Lappentransplantation bei Ratten, die postoperativen Ergebnisse und die Mittel zur Vorbeugung potenzieller Komplikationen berichtet.
Introduction
In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich VCA zu einer revolutionären Behandlung für Patienten entwickelt, die schwere Entstellungen erleiden, einschließlichGesichts-1-und Oberschenkelamputationen2,Penis3und anderer komplexer Gewebedefekte4,5. Die Folgen einer lebenslangen Immunsuppression behindern jedoch immer noch eine breitere Anwendung dieser komplexen rekonstruktiven Operationen. Grundlagenforschung ist entscheidend, um Anti-Ablehnungsstrategien zu verbessern. Die Erhöhung der VCA-Konservierungszeit ist auch wichtig, um die Transplantationslogistik zu verbessern und den Spenderpool zu vergrößern (da VCA-Spender mehr Kriterien erfüllen müssen als feste Organspender, einschließlich Hautton, anatomische Größe, Geschlecht). In diesem Zusammenhang werden Gliedmaßentransplantationen bei Ratten häufig in Studien zur Immunabstoßung von Allotransplantaten6,7, neuartigen Toleranzinduktionsprotokollen8und Konservierungsstudien9,10,11verwendet. Daher sind diese VCA-Modelle ein Schlüsselelement, das es für die translationale VCA-Forschung zu beherrschen gilt.
Osteomyokutane Klappen wurden in der Literatur als zuverlässige Modelle zur Untersuchung von VCA bei Ratten8,12,13,14beschrieben. Obwohl orthotope Ganzgliedmaßentransplantationen eine langfristige Beurteilung der Transplantatfunktion ermöglichen, ist dies ein zeitaufwendiges Verfahren, das mit höheren postoperativen Morbiditäts- und Mortalitätsraten verbunden ist14. Im Gegensatz dazu sind heterotope Gliedmaßentransplantationsmodelle nicht funktionsfähig, ermöglichen aber reproduzierbare Studien zu VCA. Postoperative Ergebnisse können vor Beginn einer VCA-Transplantationsstudie an Ratten zuverlässig antizipiert werden. Diese Studie berichtet über ein partielles heterotopes osteomykutanes Lappentransplantationsmodell bei der Ratte, das häufige mögliche Ergebnisse und Komplikationen beinhaltet, die intraoperativ und postoperativ während einer Nachbeobachtungszeit von drei Wochen auftreten können.
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Protocol
Alle Tiere erhielten eine humane Pflege gemäß dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Das Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokoll 2017N000184) und das Animal Care and Use Review Office (ACURO) genehmigten alle Tierprotokolle. Inzucht männliche Lewis-Ratten (250-400 g) wurden für alle Experimente verwendet.
1. Chirurgie
- Betäuben Sie die Lewis-Ratten mit Isofluran-Inhalation. Induzieren Sie die Anästhesie mit 5% Isofluran in der Induktionskammer und halten Sie die Anästhesie mit 1,5-3% Isofluran-Inhalation durch einen Atemkegel aufrecht.
- Tragen Sie Augengleitmittel vor der Operation bei Überlebensverfahren auf. Rasieren Sie die Operationsstelle, behandeln Sie mit Enthaarungscreme, Peeling und drapieren Sie mit sterilen Vorhängen.
- Bestätigen Sie die Totalanästhesie mit einem Zehenquetschtest vor dem Schnitt und regelmäßig während des Eingriffs. Überwachen Sie die Herz- und Atemraten während des gesamten Eingriffs. Halten Sie bei allen Operationen sterile Bedingungen aufrecht, indem Sie sterile Instrumente, Vorräte, Vorhänge und Handschuhe verwenden. Die Liste der für die Verfahren verwendeten Instrumente finden Sie in der Materialtabelle.
2. Spenderrecht Teilbeschaffung
- Machen Sie einen umlaufenden Schnitt der Haut über dem Knöchel am distalen Drittel des Beines.
- Skelettieren und kauterisieren Sie die Arteria saphenöses arterie und den terminalen Ast der Arteria poplitea mit einer bipolaren Pinzette. Kauterisieren und schneiden Sie die Muskeln Gastrocnemius, Soleus, Tibialis anterior und Bizeps femoris ab, bis der Tibiaknochen freigelegt ist.
- Machen Sie einen 2,5 cm großen Schnitt an der rechten Leistenfalte. Sezieren Sie das Leistenfettpolster und ziehen Sie es distal zurück, um die Oberschenkelgefäße freizulegen. Verwenden Sie einen Angelhakenretraktor, um das Leistenband zu greifen, und klemmen Sie eine Zange, um das Leistenfettpolster distaell zu halten.
HINWEIS: Das Leistenfettpolster ist in der Ernte der Teilgliedmaße enthalten. - Sezieren Sie die Oberschenkelgefäße, individualisieren Sie Murphy-Äste (tiefe muskuläre Kollateraläste, die sich normalerweise auf halbem Weg zwischen dem Leistenband und dem Epigastriezweig befinden) und ligatieren Sie mit 8-0 Nylon krawatten.
- Heparinisieren Sie die Spenderratte mit 100 IE/ kg Heparin, das mit einer 27,5 G-Nadel in die Penisvene injiziert wird.
- Vervollständigen Sie den Hautschnitt um die Hüfte.
- Kauterisieren Sie die Muskeln Bizeps femoris und Gluteus superficialis mit einer bipolaren Pinzette. Kauterisieren und schneiden Sie den Ischiasnerv bei mittlerer Femurlänge. Legen Sie den Femur proximal auf Höhe des hinteren Oberschenkelkamms frei.
HINWEIS: Adduktor- und Quadrizepsmuskeln bleiben bei der Beschaffung außen vor. Der innominate Pedikel bleibt erhalten. - Ligaten Sie Femurgefäße mit 8/0 Nylonbindern auf Höhe des Leistenbandes. Führen Sie eine Arteriotomie an der Oberschenkelarterie direkt unterhalb der Ligatur durch und erweitern Sie sich, um das Einsetzen eines 24-G-Angiokatheters zu ermöglichen.
- Kauterisieren und schneiden Sie den verbleibenden Muskel unter dem Pedikel und setzen Sie die vordere Seite des Femurs frei.
- Schneiden Sie Tibia und Femur mit einem Knochenschneider so proximal und distal wie möglich (mittellang).
- Spülen Sie die partielle Hinterbeine mit 2 ml Heparinsalzlösung (100 IE / ml), um einen klaren venösen Abfluss zu erhalten. Auf Eis in einer sterilen Gaze bis zum mikrovaskulären Transfer lagern (Abbildung 1).
- Während das Tier unter Vollnarkose steht, führen Sie die Euthanasie durch Exsanguination durch, bis das Tier kein Lebenszeichen zeigt (keine Atembewegung und kein Herzschlag).
Abbildung 1: Ernte der partiellen Hinterbeine der Ratte. Ein 24 G Angiokath wird in die Oberschenkelarterie eingeführt, bereit für den heterotopen mikrovaskulären Transfer. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
3. Empfängeroperation
- Rasieren Sie vor dem Schnitt den Nacken und verabreichen Sie Buprenorphin 0,01-0,05 mg/kg subkutan. Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Heizkissen.
- Machen Sie einen 2,5 cm großen Schnitt in der rechten Leistenfalte. Sezieren Sie das Leistenfettpolster und lehnen Sie es distal zurück, um die Femurgefäße freizulegen. Verwenden Sie einen Haken, um das Leistenband und eine Klemmzange zurückzuziehen, um das Leistenfettpolster distal zu halten.
- Sezieren Sie die Oberschenkelgefäße, individualisieren Sie die Murphy-Äste und ligatieren Sie mit 8/0 Nylonbindern.
- Ligatieren Sie beide Gefäße über den Epigastrischen Gefäßen mit 8/0 Nylonbindern. Platzieren Sie Approximatorklemmen proximal und erweitern Sie die Gefäßenden; mit Heparin-Kochsalzlösung abspülen.
- Machen Sie einen Schnitt an der linken Flanke über der Hüfte und erstellen Sie eine subkutane Tasche mit einem subkutanen Tunnel zur Leistenfalte.
HINWEIS: Der Einschnitt erfolgt oberhalb des Bewegungsbereichs der Hüfte, um sicherzustellen, dass das Tier eine normale Hinterbeinebebewegung beibehält. Darüber hinaus ermöglicht die Aufrechterhaltung einer Kutanbrücke zwischen dem Transplantateinschub und der mikrovaskulären Transferstelle eine bessere Fixierung des Transplantats (Abbildung 2). - Legen Sie den proximalen Teil der partiellen Extremität und das Leistenfettpolster durch den subkutanen Tunnel für den mikrovaskulären Transfer. Führen Sie venöse und arterielle Anastomosen mit 10/0 Nylonnähten durch. Entfernen Sie beide Approximatorklemmen und beobachten Sie die Revaskularisation der Extremität. Führen Sie einen "Melktest" an beiden Gefäßen durch, um die Durchgängigkeit jeder Anastomose zu beurteilen.
HINWEIS: Acht bis neun Nähte sind in der Regel für venöse Anastomose notwendig, 6 Nähte im Durchschnitt für arterielle Anastomose. - Machen Sie einen Längsschnitt auf der medialen Seite der transplantierten Extremität und führen Sie das Transplantat ein. Entfernen Sie überschüssige Haut des Transplantats und schließen Sie die Wunde mit separaten Nähten und einer laufenden Naht mit resorbierbaren 4/0-Nähten.
- Nähen Sie die Leistenfettpolster der transplantierten Extremität und des Empfängers mit zwei separaten resorbierbaren Nähten zusammen und schließen Sie die Leistenfalte ganz am Ende nach einer letzten Untersuchung der mikrovaskulären Anastomosen.
HINWEIS: Leistenfettpolster werden fest vernäht, um eine Schützenschicht aus Fett über den Anastomosen hinzuzufügen und eine gesicherte Position des Transplantats und seines Pedikels zu gewährleisten. Ein sorgfältiger Verschluss ist besser für die Wundheilung; Es verhindert auch Restblutungen aus der Wunde und verringert das Risiko einer Selbstverstümmelung. - Kompensieren Sie den Flüssigkeitsverlust subkutan mit 1-3 ml Kochsalzlösung entsprechend der Menge der perioperativen Blutungen.
- Legen Sie ein elisabethanisches Halsband um den Hals des Tieres und tragen Sie 2 lose Nähte auf die Haut auf, um sie in der richtigen Position zu halten.
- Stoppen Sie die Isofluran-Inhalation und überwachen Sie das Tier kontinuierlich auf einem Wärmekissen, bis es vollständig bei Bewusstsein und ambulant ist.
Abbildung 2: Perioperatives Bild vor dem Einsetzen der osteomyoktanen Extremität. Zwischen dem Leistenschnitt und dem Einsetzen des Transplantats über der Hüfte bleibt eine Hautbrücke von ca. 1 cm erhalten. Das Transplantat wird unter die Brücke gelegt und hält es für den mikrovaskulären Transfer stabil. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
4. Nachsorge
- Überwachen Sie das Tier zweimal täglich für 72 Stunden, dann einmal täglich bis zum postoperativen Tag (POD) 7 und dann zweimal pro Woche.
HINWEIS: Die Überwachung muss an den Zustand des Tieres und des Transplantats angepasst werden (blasse Augen benötigen möglicherweise zusätzliche Flüssigkeiten, Porphyrinfärbung als Indikator für Tierschmerzen, abnormale Transplantatfarbe / -temperatur), und weitere Pflege sollte mit dem Tierarzt besprochen werden. Für die Empfängerratten ist während des gesamten Untersuchungszeitraums eine Einzelunterkunft erforderlich, um Schäden am Transplantat zu vermeiden. - Führen Sie eine Analgesie mit subkutaner Injektion von Buprenorphin und / oder nichtsteroidalem entzündungshemmendem Medikament gemäß den IACUC-Richtlinien durch.
- Bewerten Sie das Transplantat und führen Sie täglich eine körperliche Untersuchung mit Bildern mit demselben Gerät durch.
HINWEIS: Die Verwendung von Haarentfernungscreme auf der Haut des Transplantats ist hilfreich, um die Hautfarbe der Transplantation besser beurteilen zu können.
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Representative Results
In dieser Einzeloperatorenstudie wurden 30 syngene heterotope partielle Gliedmaßentransplantationen durchgeführt. Erfolg wurde am postoperativen Tag 21 als das Fehlen von VCA-Versagen oder Komplikationen, die Eine Euthanasie erfordern, definiert. Die normale Entwicklung des Transplantats ist in Abbildung 3 dargestellt. Die mittlere Dauer für die partielle Gliedmaßenbeschaffung und den Transplantateintritt beim Empfänger beträgt 35 bzw. 105 Minuten; die mittlere Ischämiezeit betrug 105 min. Während der Nachbeobachtung traten zwei Arten von Komplikationen auf (Tabelle 1) - früh oder spät. Einige erforderten Euthanasie, andere wurden geborgen, alle wurden mit Den Tierärzten des Personals besprochen (Tabelle 2). Diese Studie berichtet über die Erfahrungen und Ratschläge der Autoren für Anfänger in der Nagetiermikrochirurgie (Ergänzende Tabelle 1).
Abbildung 3: Normale Entwicklung des heterotopen Hinterbeinesmodells bis zum Ende der Studie. Haarwachstum wird während der ersten postoperativen Woche beobachtet; kutanes Zurückziehen erscheint nach 2 Wochen. Abkürzung: POD = postoperativer Tag. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Management von perioperativen Komplikationen
Die arterielle oder venöse Thrombose ist die häufigste perioperative Komplikation. Der wichtigste Tipp, um dies zu überwinden und die Operation zu einem Erfolg zu machen, ist eine frühzeitige Diagnose, d.h. eine kontinuierliche Überwachung der Lappenfarbe / Blutung und ein wiederkehrender Durchgängigkeitstest sind vor dem Schließen der anastomosen Operationsstelle von grundlegender Bedeutung. Die Vorbeugung dieser Komplikation sollte im Kopf des Chirurgen sein, sobald ein Schnitt gemacht wird. Der Spender sollte 5 min vor der arteriellen Ischämie mit einer intravenösen Injektion von Heparin 100 IE / kg heparinisiert werden. Nach der Ernte sollte das Transplantat mit Heparinsalzlösung (100 IE / ml) gespült werden, bis der venöse Abfluss klar ist. In dieser Studie kam es in 10% der Fälle zu einer perioperativen arteriellen Thrombose.
Blutungen sind ein selteneres Auftreten und können leicht durch eine vorsichtige Kauterisation der Transplantatmuskeln und eine gründliche Dissektion der Empfängerstelle gemildert werden. Die Hauptursache für Blutungen ist das anastomotische Leck in der Arterie. Dies sollte sich innerhalb von 3 Minuten von selbst auflösen, oder wenn nicht, sind eine erneute Klemmung und Revision der undichten Anastomose erforderlich. Anästhesiebedingte Komplikationen, die in 6,7% der Fälle auftraten, treten häufiger bei untrainierten Mikrochirurgen auf. Die Verwendung von Isofluran ist eine zuverlässige Möglichkeit, Ratten zu betäuben, und die Länge der Anästhesie kann in Echtzeit angepasst werden. Der Chirurg muss geschult werden, das Gerät richtig zu verwenden, die Richtlinien für induktion und Erhaltung zu befolgen und die Herz- und Atemwege während der gesamten Operation genau zu überwachen. Abhängig von der Art, dem Alter oder dem Gewicht des Tieres kann die menge an isofluran benötigtem Isofluran variieren. Unvorhersehbarer Tierverlust ist ein seltenes Ereignis und wird normalerweise nicht durch eine Anästhesie oder chirurgische Fehler erklärt.
Frühe Komplikationen (
VCA-Versagen kann in der ersten postoperativen Woche aufgrund einer mikrovaskulären Thrombose auftreten (Venenthrombose häufiger als arterielle). Perioperativer Stieleinschub auf Leistenebene ist ein sehr wichtiger Schritt. Das Bewegen des Hinterbeins der Ratte, um die Wirkung der Bewegung auf den Pedikel nachzuahmen, ist entscheidend; der Pedikel sollte niemals zu locker oder zu eng sein. Eine intensive Überwachung ist eine grundlegende Voraussetzung, da eine Nekropsie durchgeführt werden muss, sobald eine VCA-Fehlerdiagnose gestellt wird. Während der Nekropsie liefert eine Analyse der Position des Pedikels (Knicken oder Verspannen) und der Qualität der thrombosierten Anastomose (Rückwandnäht, intraluminale Klappe) viele Informationen darüber, was beim nächsten Eingriff verbessert werden kann und daher vom operierenden Chirurgen durchgeführt werden sollte. Venenthrombose war in 20% der Fälle eine Ursache für frühe Euthanasie, die alle vor POD5 auftraten (Abbildung 4).
Abbildung 4: Postoperative Venenthrombose. Die Haut erscheint blau und wird jeden Tag dunkler. Abkürzung: POD = postoperativer Tag. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Selbstverstümmelung (oder Autophagie) ist ein ernstes Problem bei nicht-sensaten Transplantaten; es tritt häufig zwischen POD2 und POD7 auf. Wenn sie auf weniger als ein Drittel der Transplantatoberfläche beschränkt sind und nur die Haut betreffen, können chirurgisches Debridement und Naht mit nicht resorbierbaren Nähten mit dem Personaltierarzt besprochen werden (Abbildung 5A-C). Die Prävention beruht auf der Verwendung eines E-Kragens, der bis POD7 am Hals genäht ist, und der Reinigung von Blut oder Kruste an den chirurgischen Wunden des Tieres. Wiederholte Autophagie oder tiefe Verstümmelung erfordert Euthanasie (Abbildung 5D).
Abbildung 5: Postoperative Selbstverstümmelung des nicht-sensate Transplantats. (A-C) Die begrenzte Oberfläche der Autoverstümmelung bei (A) POD2. (B) Chirurgisch debrided und wieder genäht; (C) Aspekt bei POD21. (D) Schwere Autophagie mehrerer Schichten des Transplantats, die zur Euthanasie des Tieres führt. Abkürzung: POD = postoperativer Tag. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Spätkomplikationen (>POD7)
Weniger häufig und weniger tödlich, erfordern diese Komplikationen eine tierärztliche Beratung, um eine angemessene Behandlung zu ermöglichen. Erstens kann in diesem Modell eine Knochenexposition beobachtet werden, normalerweise nach der ersten Heilung in der dritten Woche nach der Operation. Prävention basiert auf sorgfältigem Knochenschneiden (Verwendung von Knochenschneidern, die glatte Kanten erzeugen); Das Abdecken der Knochenränder mit umgebenden Muskeln unter Berücksichtigung späterer Muskelschwund ist hilfreich. Wenn es früh erkannt wird und sich das Tier in einem guten Zustand befindet, kann eine chirurgische Revision mit dem Tierarzt besprochen werden. Zweitens können dermale Zysten nach zwei Wochen um die Operationsstelle herum auftreten (Abbildung 6). Sie stören normalerweise nicht den Zustand der Ratte oder des Transplantats, sondern können auf die Haut fistulieren und sich infizieren. Das Waschen der Operationsstelle des Transplantateinschubs, um Resthaare in der Wunde zu vermeiden, verhindert die Bildung der Zyste. Die Indikation für eine chirurgische Drainage kann mit dem Tierarzt beurteilt werden.
Abbildung 6: Dermale Zysten. Dermale Zysten, die nach POD14 erscheinen(A),(B) manchmal mit einem kutanen nekrotischen Zentrum vor der Fistel. Abkürzung: POD = postoperativer Tag. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Komplikation | Lösung | Verhütung | |
| Perioperativ | Mikrovaskuläre Thrombose | Führen Sie die Anastomose schnell durch, nachdem Sie das Gefäß mit Heparinsalzlösung gespült haben und einen guten Fluss bestätigen. | Heparinisieren Sie den Spender, spülen Sie die Klappe, beherrschen Sie die Anastomosetechnik und verwenden Sie geeignete Instrumente und Naht. |
| Blutung | Kauterisieren, wenn von Muskeln, reclamp wenn von der Anastomose und nicht spontan innerhalb von 3 min stoppen. | Gründliche Kauterisation während der Transplantaternte | |
| Anästhesiebedingter Tod | Besprechen Sie das aufgetretene Problem mit dem Tierarztpersonal. | Schulung im Umgang mit Anästhesiegerät und perioperativer Rattenüberwachung | |
| Früh ( |
Mikrovaskuläre Thrombose | Frühe Euthanasie und Nekropsie, um die Ursache der Thrombose aufzudecken | Hängt von der Ursache ab |
| Automatische Verstümmelung | Besprechen Sie die chirurgische Reparatur mit dem Tierarzt, wenn das erste Ereignis und eine oberflächliche Schädigung des Transplantats vorliegt. | E-Halsband von POD-2 bis POD7 | |
| Spät (>POD7) | Knochenexposition | Besprechen Sie die chirurgische Revision mit dem Tierarzt. | Schneiden Sie den Knochen mit einem Knochenschneider, stellen Sie sicher, dass der Rand glatt ist, erholen Sie sich mit den umgebenden Muskeln, berücksichtigen Sie spätere Muskelschwund (kurz geschnitten). |
| Dermale Zyste | Besprechen Sie die chirurgische Drainage und Antibiotikabehandlung mit dem Tierarzt | Waschen Sie die Einschubstelle mit Wasser; Vermeiden Sie es, Haare an der Operationsstelle zu lassen. |
Tabelle 1: Mögliche Ergebnisse. Prävention und Lösungen.
Ende des Studiums
Das Ende der Studie in diesem Modell wurde bei POD21 festgelegt; Die Tiere wurden durch CO 2-Erstickung oder durch Exsanguination eingeschläfert. Als nicht-funktionelles Transplantat wurden Muskelschwund und Fettdegeneration als Folgen der fehlenden Reinnervation beobachtet. Biopsien der Haut und des Muskels werden für die histologische Analyse gespeichert. Die Leistenfalte wird für die Beurteilung des Gefäßkiefers (Platzierung, Durchgängigkeit) wieder geöffnet, wenn vor Ende der Studie eine Euthanasie durchgeführt wird.
| Fünf Gründe für die Konsultation des Personaltierarztes |
| 1) Vor Beginn der Studie, um sie / ihn über die Art Ihrer Studie, geplante Analgesie und Follow-up-Strategien und erwartete Ergebnisse zu informieren |
| 2) Spezielle Diät oder ergänzende Nährstoffe, die helfen können, den Zustand des Tieres während der Studie zu verbessern |
| 3) Unerwarteter anästhesiebedingter Tod |
| 4) Unerklärliche Verschlechterung des Tierzustandes |
| 5) Chirurgische Komplikation zur Beurteilung von Bergungsmöglichkeiten oder Indikationen für Euthanasie |
Tabelle 2: Wann Sie den Tierarzt anrufen sollten. Die Kommunikation mit dem Personal ist für die Durchführung einer In-vivo-Studie unerlässlich.
Ergänzende Tabelle 1: "Dos & Don'ts." Beratung für junge mikrochirurgische Auszubildende. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
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Discussion
Orthotopische Gliedmaßentransplantationsmodelle bei Nagetieren wurden in der Literatur15,16,17beschrieben ; Sie erfordern jedoch eine Nervenreparatur, Muskelanhaftung und eine perfekte Osteosynthese des Femurs, was ein sehr schwieriger Schritt sein kann. Diese Modelle sind auch mit einer höheren Morbiditäts- und Mortalitätsrate bei Nagetierenverbunden 14,insbesondere in der kurzfristigen Nachbeobachtung, da die Wiederherstellung einer normalen Funktion eines transplantierten Hinterbeins mehrere Monate dauern kann18. Sie ermöglichen jedoch eine längerfristige Beurteilung der Transplantatfunktion im Erfolgsfall. Die Haupteinschränkung bei der heterotopen Gliedmaßentransplantation ist die Muskelatrophie, die durch die fehlende Reinnervation des Transplantats induziert wird. Wie bereits in der Literatur veröffentlicht, können Muskelfaserverletzungen bereits fünf Tage nach der Denervierung auftreten19. Dies führt nach einem Monat zu signifikanter Muskelatrophie und Fettdegeneration, wodurch die Verwendung dieses Modells für In-vivo-Studien, die länger als drei Wochen dauern, verhindert wird. Unter diesem Gesichtspunkt eignen sich partielle heterotope osteomyokutane Lappenmodelle am besten für Kurzzeitstudien zur Gewebekonservierung10, Gewebebioengineering und Immunsuppressionsstrategien20.
Im vorgeschlagenen Modell sind sowohl chirurgische als auch postoperative Komplikationen begrenzt und können von einem mikrochirurgischen Forscher einfach und schnell angegangen werden. Wir schätzen, dass in diesem Modell nach 3-6 Transplantationen für einen jungen Chirurgen Ein Erfolg erzielt werden kann, da er grundlegende Mikrochirurgiekurse erhalten hat. Es ist auch ein Verfahren, das von einem einzigen Bediener in weniger als 3 Stunden mit einer Ischämiezeit unter 2 Stunden durchgeführt werden kann. Dieses Modell kann auch von zwei Operatoren durchgeführt werden, wodurch die Ischämiezeit auf die Zeit der mikrovaskulären Anastomosen verkürzt wird. Der entscheidende Schritt in diesem Modell ist der Transplantatansatz und die Sicherstellung einer guten Platzierung des Pedikels, um Knicken oder Spannungen zu vermeiden, die eine mikrovaskuläre Thrombose verursachen würden. Aus diesem Grund sollte die Dissektion der Oberschenkelgefäße beim Spender bzw. empfänger so nah und distal wie möglich ablaufen. Die kutane Vaskularisation sollte gründlich erhalten bleiben, indem die Haut bis zur Revaskularisation des Transplantats um die Extremität gewickelt bleibt, um einen Schereffekt auf die arteriellen Hautperforforatoren zu vermeiden, der eine geringe Hautdurchblutung und anschließende Hautnekrose verursachen kann.
In der Literatur werden Komplikationen in Nagetier-VCA-Modellen nicht gut berichtet. Die Kenntnis jedes möglichen Ergebnisses ist unerlässlich, um Komplikationen verhindern und antizipieren zu können. Diese Studie unterstreicht die Notwendigkeit einer guten Kommunikation mit dem Personaltierarzt. Der Erwerb von Fähigkeiten im Umgang mit Ratten und in der körperlichen Untersuchung ist entscheidend für das Wohlbefinden des Tieres und die ordnungsgemäße Durchführung der Studie. Sobald diese Technik beherrscht ist, kann dieses Modell für die VCA-Forschung mit einer Erfolgsquote von fast 100% verwendet werden. Obwohl nicht-funktionelle Modelle nicht für Langzeitbewertungen geeignet sind, sind sie von großem Interesse für die frühe Transplantatbewertung in der immunologischen Forschung zur Full-Mismatch-VCA-Transplantation oder zur Bewertung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen. Das beschriebene Modell bietet eine große Hautkomponente und ein großes Muskelvolumen, das wiederholt mit Punch-Biopsien beprobt werden kann, wodurch mehrere histologische und immunologische Assays sowie bildgebende Auswertungsverfahren generiert werden13. Dieses präzise Protokoll bietet ein reproduzierbares und zuverlässiges VCA-Modell bei Ratten mit reduzierter Morbidität, sobald die möglichen Komplikationen vorhergesehen und aktiv verhindert werden.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Angaben.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom Büro des stellvertretenden Verteidigungsministers für Gesundheitsangelegenheiten durch das Congressionally Directed Medical Research Program unter der Award-Nr. W81XWH-17-1-0680. Meinungen, Interpretationen, Schlussfolgerungen und Empfehlungen sind die der Autoren und werden nicht unbedingt vom Verteidigungsministerium unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 GA angiocatheter | BD Insyte Autoguard | 381412 | |
| 4-0 suture Black monofilament non absorbable suture | Ethicon | 1667 | Used to suture the E-collar to the back of the neck |
| 4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial | Ethicon | VCP496 | |
| Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Bipolar cords | ASSI | 228000C | |
| Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c | AROSurgical | T04A10N07-13 | Used to perform the microvascular anastomoses |
| Buprenorphine HCl | Pharmaceutical, Inc | 42023-179-01 | |
| Dilating Forceps | Fine science tools (FST) | 18131-12 | |
| Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern | ASSI | ASSI.SAS15RVL | |
| Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 18040-22 | |
| Elizabethan collar | Braintree Scientific | EC-R1 | |
| Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) | ASSI | ASSI.JFL31 | |
| Halsey Micro Needle Holder | Fine science tools (FST) | 12500-12 | |
| Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL | BD PosiFlush | 306424 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star Elastic Stays | CooperSurgical | 3314-8G | Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection |
| Lone Star Self-Retaining Retractors | CooperSurgical | 3301G | |
| Micro-Mosquito Hemostats | Fine science tools (FST) | 13010-12 | Used to retract the inguinal fat pad distally |
| Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock | ASSI | ASSI.B1582 | |
| Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c | Ethilon | 2808G | Used to ligate collateral branches on the femoral vessels |
| Offset Bone Nippers | Fine science tools (FST) | 16101-10 | |
| S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 00398-02 | |
| Walton scissors | Fine science tools (FST) | 14077-09 |
References
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