Summary
Questo documento presenta un protocollo di trapianto di lembi osteomiocutaneo eterotopico parziale nei ratti e i suoi potenziali risultati nel follow-up a medio termine.
Abstract
Gli allotrapianti compositi vascolarizzati (VCA) rappresentano l'opzione di ricostruzione più avanzata per i pazienti senza possibilità chirurgiche autologhe dopo un difetto tissutale complesso. I trapianti di viso e mano hanno cambiato la vita dei pazienti sfigurati, dando loro un nuovo organo sociale estetico e funzionale. Nonostante i risultati promettenti, la VCA è ancora sottoperformata a causa delle comorbidità di immunosoppressione per tutta la vita e delle complicanze infettive. Il ratto è un modello animale ideale per studi in vivo che studiano le vie immunologiche e i meccanismi di rigetto dell'innesto. I ratti sono anche ampiamente utilizzati in nuove tecniche di conservazione dell'innesto di tessuto composito, compresi gli studi di perfusione e crioconservazione. I modelli utilizzati per la VCA nei ratti devono essere riproducibili, affidabili ed efficienti con bassa morbilità e mortalità postoperatoria. Le procedure di trapianto di arti eterotopici soddisfano questi criteri e sono più facili da eseguire rispetto ai trapianti di arti ortotopici. Padroneggiare i modelli microchirurgici dei roditori richiede una solida esperienza nella microchirurgia e nella cura degli animali. Qui è riportato un modello affidabile e riproducibile di trapianto parziale eterotopico di lembi osteomiocutanei nei ratti, gli esiti postoperatori e i mezzi di prevenzione di potenziali complicanze.
Introduction
Negli ultimi due decenni, VCA si è evoluto come un trattamento rivoluzionario per i pazienti che soffrono di grave deturpazione tra cui viso1, amputazioni degli arti superiori2, pene3e altri difetti tissutali complessi4,5. Tuttavia, le conseguenze dell'immunosoppressione per tutta la vita ostacolano ancora un'applicazione più ampia di questi complessi interventi chirurgici ricostruttivi. La ricerca di base è fondamentale per migliorare le strategie anti-rigetto. Aumentare il tempo di conservazione del VCA è anche essenziale per migliorare la logistica del trapianto e aumentare il pool di donatori (poiché i donatori di VCA devono soddisfare più criteri rispetto ai donatori di organi solidi, tra cui tono della pelle, dimensioni anatomiche, sesso). In questo contesto, i trapianti di arti di ratto sono ampiamente utilizzati negli studi sul rigetto immunitario degli alloinnesti6,7,nuovi protocolli di induzione della tolleranza8e studi di conservazione9,10,11. Quindi, questi modelli VCA sono un elemento chiave da padroneggiare per la ricerca traslazionale VCA.
I lembi osteomiocutanei sono stati descritti in letteratura come modelli affidabili per studiare la VCA nei ratti8,12,13,14. Sebbene i trapianti ortotopici di arti interi consentano una valutazione a lungo termine della funzione dell'innesto, è una procedura che richiede tempo associata a tassi di morbilità e mortalità postoperatori più elevati14. Al contrario, i modelli di trapianto di arti eterotopici non sono funzionali, ma consentono studi riproducibili su VCA. Gli esiti postoperatori possono essere anticipati in modo affidabile prima dell'inizio di uno studio di trapianto di VCA su ratto. Questo studio riporta un modello di trapianto di lembo osteomiocutaneo eterotopico parziale nel ratto che include frequenti possibili esiti e complicanze che possono insorgere intra-operatoriamente e postoperatoriamente durante un periodo di follow-up di tre settimane.
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Protocol
Tutti gli animali hanno ricevuto cure umane in conformità con la Guida NIH per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. L'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-protocollo 2017N000184) e l'Animal Care and Use Review Office (ACURO) hanno approvato tutti i protocolli sugli animali. Ratti Lewis maschi consanguinei (250-400 g) sono stati utilizzati per tutti gli esperimenti.
1. Chirurgia
- Anestetizzare i ratti lewis usando l'inalazione di isoflurano. Indurre l'anestesia con il 5% di isoflurano nella camera di induzione e mantenere l'anestesia con l'inalazione di isoflurano all'1,5-3% attraverso un cono respiratorio.
- Applicare lubrificante per gli occhi prima dell'intervento chirurgico nelle procedure di sopravvivenza. Rasare il sito chirurgico, trattare con crema depilatoria, scrub e drappeggio con tende sterili.
- Confermare l'anestesia totale con un test del pizzico della punta prima dell'incisione e regolarmente durante la procedura. Monitorare la frequenza cardiaca e respiratoria durante l'intera procedura. Per tutti gli interventi chirurgici, mantenere condizioni sterili utilizzando strumenti sterili, forniture, tende e guanti. Vedere la Tabella dei materiali per l'elenco degli strumenti utilizzati per le procedure.
2. Approvvigionamento parziale dell'arto posteriore del diritto del donatore
- Fai un'incisione circonferenziale della pelle sopra la caviglia al terzo distale della gamba.
- Scheletrare e cauterizzare l'arteria safena e il ramo terminale dell'arteria poplitea usando una pinna bipolare. Cauterizzare e tagliare i muscoli gastrocnemio, soleo, tibiale anteriore e bicipite femorale fino a quando l'osso tibiale non è esposto.
- Fai un'incisione di 2,5 cm nella piega inguinale destra. Sezionare il cuscinetto di grasso inguinale e ritrarlo distalmente per esporre i vasi femorali. Utilizzare un divaricatore a un amo per afferrare il legamento inguinale e una pinza di serraggio per tenere il cuscinetto di grasso inguinale distalmente.
NOTA BENE: Il cuscinetto di grasso inguinale è incluso nella raccolta dell'arto parziale. - Sezionare i vasi femorali, individualizzare i rami di Murphy (rami collaterali muscolari profondi di solito situati a metà strada tra il legamento inguinale e il ramo epigastrico) e ligate con 8-0 cravatte in nylon.
- Eparina al ratto donatore con 100 UI/kg di eparina, iniettata nella vena dorsale del pene utilizzando un ago da 27,5 G.
- Completare l'incisione cutanea intorno all'anca.
- Cauterizzare i muscoli bicipiti femorali e glutei superficiali usando una pinna bipolare. Cauterizzare e tagliare il nervo sciatico a metà lunghezza del femore. Esporre il femore prossimalmente a livello della cresta femorale posteriore.
NOTA: i muscoli dell'adduttore e del quadricipite sono lasciati fuori dall'approvvigionamento. Il peduncole innominato è conservato. - Vasi femorali ligate con fascette in nylon 8/0 a livello del legamento inguinale. Eseguire un'arteriotomia sull'arteria femorale appena sotto la legatura e dilatarsi per consentire l'inserimento di un angiocatetere da 24 G.
- Cauterizzare e tagliare il muscolo rimanente sotto il peduncolare, esponendo il lato anteriore del femore.
- Tagliare la tibia e il femore usando un tagliaosse il più vicino possibile e distalmente, rispettivamente (media lunghezza).
- Lavare l'arto posteriore parziale con 2 mL di eparina salina (100 UI/mL) per ottenere un chiaro deflusso venoso. Conservare sul ghiaccio in una garza sterile fino al trasferimento microvascolare (Figura 1).
- Mentre l'animale è in anestesia generale, eseguire l'eutanasia per dissanguamento fino a quando l'animale non mostra alcun segno di vita (nessun movimento respiratorio e nessun battito cardiaco).
Figura 1: Ratto parziale arti posteriori raccolti. Un angiocate 24 G viene inserito nell'arteria femorale, pronto per il trasferimento microvascolare eterotopico. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
3. Chirurgia del ricevente
- Prima dell'incisione, radersi la parte posteriore del collo e somministrare buprenorfina 0,01-0,05 mg / kg per via sottocutanea. Posizionare il ratto in posizione supina su una piastra riscaldante.
- Fai un'incisione di 2,5 cm nella piega inguinale destra. Sezionare il cuscinetto di grasso inguinale e reclinarlo distalmente per esporre i vasi femorali. Utilizzare un gancio per ritrarre il legamento inguinale e una pinza di serraggio per tenere il cuscinetto di grasso inguinale distalmente.
- Seziona i vasi femorali, individualizza i rami di Murphy e ligate con fascette di nylon 8/0.
- Ligate entrambi i vasi sopra i vasi epigastrici utilizzando fascette di nylon 8/0. Posizionare i morsetti dell'approssimazione prossimale e dilatare le estremità del vaso; risciacquare con eparina salina.
- Fai un'incisione sul fianco sinistro sopra l'anca e crea una tasca sottocutanea con un tunnel sottocutaneo alla piega inguinale.
NOTA: L'incisione dell'inserto viene eseguita al di sopra della gamma di movimento dell'anca per garantire che l'animale mantenga un normale movimento degli arti posteriori. Inoltre, mantenere un ponte cutaneo tra l'inserto dell'innesto e il sito di trasferimento microvascolare consente una migliore fissazione dell'innesto (Figura 2). - Posizionare la parte prossimale dell'arto parziale e il cuscinetto di grasso inguinale attraverso il tunnel sottocutaneo per il trasferimento microvascolare. Eseguire anastomosi venose e arteriose utilizzando suture di nylon 10/0. Rimuovere entrambi i morsetti dell'approssimante e osservare la rivascolarizzazione dell'arto. Eseguire un "test di mungitura" su entrambi i vasi per valutare la pervietà di ciascuna anastomosi.
NOTA: Otto o nove suture sono solitamente necessarie per l'anastomosi venosa, 6 suture in media per l'anastomosi arteriosa. - Fare un'incisione cutanea longitudinale sul lato mediale dell'arto trapiantato e inserire l'innesto. Rimuovere la pelle in eccesso dell'innesto e chiudere la ferita con suture separate e una sutura in esecuzione utilizzando suture 4/0 assorbibili.
- Suturare insieme i cuscinetti di grasso inguinale dell'arto trapiantato e del ricevente utilizzando due suture assorbibili separate e chiudere la piega inguinale alla fine dopo un ultimo controllo delle anastomosi microvascolari.
NOTA: i cuscinetti di grasso inguinale vengono suturati strettamente per aggiungere uno strato protettivo di grasso sopra le anastomosi e garantire una posizione sicura dell'innesto e del suo peduncolo. Una chiusura meticolosa è migliore per la guarigione delle ferite; previene anche il sanguinamento residuo dalla ferita e diminuisce il rischio di automutilazione. - Compensare la perdita di liquidi per via sottocutanea con 1-3 ml di soluzione salina in base alla quantità di sanguinamento perioperatorio.
- Posizionare un collare elisabettiano attorno al collo dell'animale e applicare 2 punti di sutura sciolti sulla pelle per mantenerla nella posizione corretta.
- Fermare l'inalazione di isoflurano e monitorare continuamente l'animale su un cuscinetto riscaldante fino a quando non è completamente cosciente e ambulatoriale.
Figura 2: Immagine perioperatoria prima dell'incasso dell'arto osteomiocutaneo. Un ponte cutaneo di circa 1 cm è conservato tra l'incisione della piega inguinale e l'inserto dell'innesto sopra l'anca. L'innesto viene posto sotto il ponte, mantenendolo stabile per il trasferimento microvascolare. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
4. Cura postoperatoria
- Monitorare l'animale due volte al giorno per 72 ore, poi una volta al giorno fino al giorno postoperatorio (POD) 7 e poi due volte a settimana.
NOTA: il monitoraggio deve essere adattato alle condizioni dell'animale e dell'innesto (gli occhi pallidi potrebbero richiedere liquidi supplementari, colorazione della porfirina come indicatore del dolore animale, colore / temperatura anormale dell'innesto) e ulteriori cure devono essere discusse con il veterinario. È necessario un singolo alloggiamento per i ratti riceventi durante l'intero periodo di studio per evitare danni all'innesto. - Eseguire l'analgesia con iniezione sottocutanea di buprenorfina e/o farmaco antinfiammatorio non steroideo secondo le linee guida IACUC.
- Valutare l'innesto ed eseguire quotidianamente l'esame fisico con le immagini utilizzando lo stesso dispositivo.
NOTA: L'uso della crema per la depilazione sulla pelle dell'innesto è utile per valutare meglio il colore della pelle del trapianto.
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Representative Results
In questo studio a operatore singolo, sono stati eseguiti 30 trapianti di arti parziali eterotopici singenici. Il successo è stato definito al giorno 21 postoperatorio come l'assenza di fallimento del VCA o complicazioni che richiedono l'eutanasia. La normale evoluzione dell'innesto è rappresentata in Figura 3. La durata media per l'approvvigionamento parziale dell'arto e l'innesto nel ricevente sono stati rispettivamente di 35 e 105 minuti; il tempo medio di ischemia è stato di 105 min. Durante il follow-up, si sono verificati due tipi di complicanze(Tabella 1):precoce o tardiva. Alcuni hanno richiesto l'eutanasia, altri sono stati salvati, tutti sono stati discussi con i veterinari del personale (Tabella 2). Questo studio riporta l'esperienza e i consigli degli autori per i principianti nella microchirurgia dei roditori (Tabella supplementare 1).
Figura 3: Evoluzione normale del modello degli arti posteriori eterotopici fino alla fine dello studio. La ricrescita dei capelli si osserva durante la prima settimana postoperatoria; la retrazione cutanea appare dopo 2 settimane. Abbreviazione: POD = giorno postoperatorio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Gestione delle complicanze perioperatorie
La trombosi arteriosa o venosa è la complicanza perioperatoria più comune. Il consiglio più importante per superare questo e trasformare l'intervento in un successo è quello di fare una diagnosi precoce, cioè il monitoraggio continuo del colore del lembo / sanguinamento e il test di pervietà ricorrente sono fondamentali prima di chiudere il sito chirurgico delle anastomosi. La prevenzione di questa complicanza dovrebbe essere nella mente del chirurgo non appena viene praticata un'incisione. Il donatore deve essere eparinato con iniezione endovenosa di eparina 100 UI/kg 5 minuti prima dell'ischemia arteriosa del trapianto. Una volta raccolto, l'innesto deve essere lavato con eparina salina (100 UI / mL) fino a quando il deflusso venoso è chiaro. In questo studio, la trombosi arteriosa perioperatoria si è verificata nel 10% dei casi.
Il sanguinamento è un evento meno frequente ed è facilmente mitigato con una cauterizzazione cauterizzazione cautera dei muscoli dell'innesto e una dissezione approfondita del sito ricevente. La causa principale del sanguinamento è la perdita anastomotica nell'arteria. Questo dovrebbe risolversi da solo entro 3 minuti, o in caso contrario, sono necessari il bloccaggio e la revisione dell'anastomosi che perde. Le complicanze correlate all'anestesia, che si sono verificate nel 6,7% dei casi, sono più frequenti con i microchirchiri non addestrati. L'uso dell'isoflurano è un modo affidabile per anestetizzare i ratti e la durata dell'anestesia può essere regolata in tempo reale. Il chirurgo deve essere addestrato a utilizzare correttamente la macchina, seguire le linee guida per il regime di induzione e manutenzione e monitorare attentamente la frequenza cardiaca e respiratoria durante l'operazione. A seconda della specie, dell'età o del peso dell'animale, la quantità di isoflurano necessaria può variare. La perdita imprevedibile dell'animale è un evento raro e di solito non è spiegata da un anestetico o da errori chirurgici.
Complicanze precoci (
L'insufficienza VCA può verificarsi durante la prima settimana postoperatoria a causa della trombosi microvascolare (trombosi venosa più frequente di quella arteriosa). L'inserto peduncolare perioperatorio a livello inguinale è un passo molto importante. Spostare l'arto posteriore del ratto per imitare l'effetto del movimento sul peduncole è cruciale; il peduncolare non deve mai essere troppo sciolto né troppo stretto. Il monitoraggio intensivo è un requisito fondamentale, in quanto l'autopsia deve essere eseguita non appena viene effettuata una diagnosi di fallimento VCA. Durante l'autopsia, un'analisi della posizione del peduncole (attorcigliamento o tensione) e della qualità dell'anastomosi trombosa (sutura della parete posteriore, lembo intraluminale) fornisce molte informazioni su ciò che può essere migliorato durante la procedura successiva e, quindi, dovrebbe essere eseguita dal chirurgo operatorio. La trombosi venosa è stata una causa di eutanasia precoce nel 20% dei casi, tutti avvenuti prima di POD5 (Figura 4).
Figura 4: Trombosi venosa postoperatoria. La pelle appare blu e diventa più scura ogni giorno. Abbreviazione: POD = giorno postoperatorio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
L'automutilazione (o autofagia) è una seria preoccupazione negli innesti non sensati; si verifica spesso tra POD2 e POD7. Se limitato a meno di un terzo della superficie dell'innesto e riguardante solo la pelle, lo sbrigliamento chirurgico e la sutura con suture non assorbibili possono essere discussi con il veterinario personale (Figura 5A-C). La prevenzione si basa sull'uso di un collare elettronico cucito al collo fino a POD7 e sulla pulizia di qualsiasi sangue o crosta sulle ferite chirurgiche dell'animale. Autofagia ripetuta o mutilazione profonda richiede l'eutanasia (Figura 5D).
Figura 5: Automutilazione postoperatoria dell'innesto non sensato. (A-C) La superficie limitata dell'automutilazione a (A) POD2. (B) Srotolato chirurgicamente e ri-suturato; (C) aspetto a POD21. (D) Grave autofagia di più strati dell'innesto che porta all'eutanasia dell'animale. Abbreviazione: POD = giorno postoperatorio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Complicanze tardive (>POD7)
Meno frequenti e meno letali, queste complicanze richiedono la consultazione del veterinario per fornire un trattamento adeguato. In primo luogo, l'esposizione ossea può essere osservata in questo modello, di solito dopo la guarigione iniziale la terza settimana dopo l'operazione. La prevenzione si basa su un attento taglio osseo (uso di taglierine per ossa che creano bordi lisci); coprire i bordi ossei con i muscoli circostanti mentre si tiene conto della successiva atrofia muscolare è utile. Se rilevato precocemente e l'animale è in buone condizioni, la revisione chirurgica può essere discussa con il veterinario. In secondo luogo, le cisti dermiche possono verificarsi intorno al sito chirurgico dopo due settimane (Figura 6). Di solito non interferiscono con le condizioni del ratto o dell'innesto, ma possono fistolare sulla pelle e infettarsi. Lavare il sito chirurgico dell'inserto dell'innesto per evitare eventuali peli residui nella ferita impedisce la creazione della cisti. L'indicazione per il drenaggio chirurgico può essere valutata con il veterinario.
Figura 6: Cisti dermiche. Cisti dermiche che compaiono (A) dopo POD14, (B) a volte con un centro necrotico cutaneo prima della fistola. Abbreviazione: POD = giorno postoperatorio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Complicazione | Soluzione | Prevenzione | |
| Peri-operatorio | Trombosi microvascolare | Rifare rapidamente l'anastomosi dopo il risciacquo del vaso termina con eparina salina e attesta un buon flusso. | Eparinare il donatore, lavare il lembo, padroneggiare la tecnica dell'anastomosi e utilizzare strumenti e sutura adeguati. |
| Sanguinante | Cauterizzare se dai muscoli, reclamare se dall'anastomosi e non fermarsi spontaneamente entro 3 min. | Cauterizzazione accurata durante la raccolta dell'innesto | |
| Morte correlata all'anestesia | Discutere il problema riscontrato con il personale veterinario. | Formazione all'uso della macchina per anestesia e monitoraggio perioperatorio dei ratti | |
| Presto ( |
Trombosi microvascolare | Eutanasia precoce e necroscopia per rivelare la causa della trombosi | Dipende dalla causa |
| Automutilazione | Discutere la riparazione chirurgica con il veterinario se il primo evento e danni superficiali all'innesto. | Collare elettronico da POD-2 a POD7 | |
| In ritardo (>POD7) | Esposizione ossea | Discutere la revisione chirurgica con il veterinario. | Tagliare l'osso con la taglierina, assicurarsi che il bordo sia liscio, recuperare con i muscoli circostanti, tenere conto dell'atrofia muscolare successiva (tagliata corta). |
| Cisti dermica | Discutere il drenaggio chirurgico e il trattamento antibiotico con il veterinario | Lavare il sito di incasso con acqua; evitare di lasciare i capelli nel sito chirurgico. |
Tabella 1: Risultati potenziali. Prevenzione e soluzioni.
Fine dello studio
La fine dello studio in questo modello è stata fissata a POD21; gli animali sono stati sottoposti a eutanasia utilizzando l'asfissia di CO2 o mediante dissanguamento. Come innesto non funzionale, l'atrofia muscolare e la degenerazione grassa sono state osservate come conseguenze della mancanza di reinnervazione. Le biopsie della pelle e del muscolo vengono salvate per l'analisi istologica. La piega inguinale viene riaperta per la valutazione del peduncolo vascolare (posizionamento, pervietà) se l'eutanasia viene eseguita prima della fine dello studio.
| Cinque motivi per consultare il veterinario dello staff |
| 1) Prima dell'inizio dello studio per informarlo della natura del tuo studio, dell'analgesia pianificata e delle strategie di follow-up e dei risultati attesi |
| 2) Dieta speciale o nutrienti supplementari che possono aiutare a migliorare le condizioni dell'animale durante lo studio |
| 3) Morte inaspettata correlata all'anestesia |
| 4) Peggioramento inspiegabile delle condizioni dell'animale |
| 5) Complicanza chirurgica per valutare possibilità di recupero o indicazioni per l'eutanasia |
Tabella 2: Quando chiamare il veterinario. La comunicazione con il personale è essenziale per la conduzione di uno studio in vivo.
Tabella supplementare 1: "Cose da fare e da non fare". Consigli per giovani tirocinanti microchirurgici. Fare clic qui per scaricare questa tabella.
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Discussion
Modelli di trapianto ortotopico di arti nei roditori sono stati descritti in letteratura15,16,17; tuttavia, richiedono una riparazione nervosa, un riattaccamento muscolare e una perfetta osteosintesi del femore, che può essere un passaggio molto difficile. Questi modelli sono anche associati a un più alto tasso di morbilità e mortalità neiroditori 14, specialmente nel follow-up a breve termine in quanto il recupero di una normale funzione di un arto posteriore trapiantato può richiedere diversi mesi18. Tuttavia, consentono una valutazione a lungo termine della funzione dell'innesto in caso di successo. Il principale limite nel trapianto di arti eterotopici è l'atrofia muscolare indotta dalla mancanza di reinnervazione dell'innesto. Come precedentemente pubblicato in letteratura, le lesioni delle fibre muscolari possono verificarsi non appena cinque giorni dopo la denervazione19. Ciò provoca una significativa atrofia muscolare e degenerazione grassa dopo un mese, impedendo l'uso di questo modello per studi in vivo della durata di oltre tre settimane. Da questo punto di vista, i modelli di lembi osteomiocutanei eterotopici parziali sono i migliori per studi a breve termine sulla conservazione dei tessuti10, bioingegneria tissutale e strategie di immunosoppressione20.
Nel modello proposto, sia le complicanze chirurgiche che quello postoperatorie sono limitate e possono essere facilmente e rapidamente affrontate da un ricercatore microchirurgico. Stimiamo che il successo possa essere raggiunto in questo modello dopo 3-6 trapianti per un giovane chirurgo, dato che hanno ricevuto corsi di microchirurgia di base. È anche una procedura che può essere eseguita da un singolo operatore in meno di 3 ore con un tempo di ischemia inferiore a 2 ore. Questo modello può essere eseguito anche da due operatori, accorciando il tempo di ischemia al solo tempo delle anastomosi microvascolari. Il passaggio critico in questo modello è l'inserto dell'innesto e garantire un buon posizionamento del peduncolo per evitare qualsiasi attorcigliamento o tensione che causerebbe trombosi microvascolare. Per questo motivo, la dissezione dei vasi femorali dovrebbe procedere il più vicino possibile e distalmente nel donatore e nel ricevente, rispettivamente. La vascolarizzazione cutanea deve essere accuratamente preservata mantenendo la pelle avvolta attorno all'arto fino alla rivascolarizzazione dell'innesto per evitare qualsiasi effetto di taglio sui perforatori della pelle arteriosa, che può causare una bassa perfusione cutanea e successiva necrosi cutanea.
In letteratura, le complicazioni nei modelli di VCA dei roditori non sono ben riportate. La conoscenza di ogni possibile esito è fondamentale per poter prevenire e anticipare le complicanze. Questo studio sottolinea la necessità di una buona comunicazione con il veterinario del personale. Acquisire competenze nella manipolazione dei ratti e nell'esame fisico è fondamentale per il benessere dell'animale e il corretto svolgimento dello studio. Una volta che questa tecnica è padroneggiata, questo modello può essere utilizzato per la ricerca VCA con un tasso di successo vicino al 100%. Sebbene i modelli non funzionali non siano adatti per valutazioni a lungo termine, sono di grande interesse per la valutazione precoce del trapianto nella ricerca immunologica sul trapianto di VCA full-mismatch o sulla valutazione delle lesioni da ischemia-riperfusione. Il modello descritto offre un'ampia componente cutanea e un volume muscolare che possono essere ripetutamente campionati utilizzando biopsie di pugno, generando diversi saggi istologici e immunologici e tecniche di valutazione dell'imaging13. Questo preciso protocollo offre un modello VCA riproducibile e affidabile nei ratti con morbilità ridotta una volta che le possibili complicanze sono previste e prevenute attivamente.
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Disclosures
Gli autori non hanno divulgazioni.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dall'Ufficio dell'Assistente Segretario alla Difesa per gli Affari Sanitari attraverso il Programma di Ricerca Medica Diretto dal Congresso sotto il Premio No. W81XWH-17-1-0680. Opinioni, interpretazioni, conclusioni e raccomandazioni sono quelle degli autori e non sono necessariamente approvate dal Dipartimento della Difesa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 GA angiocatheter | BD Insyte Autoguard | 381412 | |
| 4-0 suture Black monofilament non absorbable suture | Ethicon | 1667 | Used to suture the E-collar to the back of the neck |
| 4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial | Ethicon | VCP496 | |
| Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Bipolar cords | ASSI | 228000C | |
| Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c | AROSurgical | T04A10N07-13 | Used to perform the microvascular anastomoses |
| Buprenorphine HCl | Pharmaceutical, Inc | 42023-179-01 | |
| Dilating Forceps | Fine science tools (FST) | 18131-12 | |
| Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern | ASSI | ASSI.SAS15RVL | |
| Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 18040-22 | |
| Elizabethan collar | Braintree Scientific | EC-R1 | |
| Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) | ASSI | ASSI.JFL31 | |
| Halsey Micro Needle Holder | Fine science tools (FST) | 12500-12 | |
| Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL | BD PosiFlush | 306424 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star Elastic Stays | CooperSurgical | 3314-8G | Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection |
| Lone Star Self-Retaining Retractors | CooperSurgical | 3301G | |
| Micro-Mosquito Hemostats | Fine science tools (FST) | 13010-12 | Used to retract the inguinal fat pad distally |
| Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock | ASSI | ASSI.B1582 | |
| Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c | Ethilon | 2808G | Used to ligate collateral branches on the femoral vessels |
| Offset Bone Nippers | Fine science tools (FST) | 16101-10 | |
| S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 00398-02 | |
| Walton scissors | Fine science tools (FST) | 14077-09 |
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