Summary
Este artigo apresenta um protocolo de transplante de retalho osteomyocutâneo heterotópico em ratos e seus resultados potenciais no acompanhamento a médio prazo.
Abstract
As alotransplantações compostas vascularizadas (VCA) representam a opção de reconstrução mais avançada para pacientes sem possibilidades cirúrgicas autólogas após um defeito complexo tecidual. Os transplantes de rosto e mão mudaram a vida dos pacientes desfigurados, dando-lhes um novo órgão social estético e funcional. Apesar dos resultados promissores, o VCA ainda é pouco executado devido a comorbidades de imunossupressão ao longo da vida e complicações infecciosas. O rato é um modelo animal ideal para estudos in vivo que investigam vias imunológicas e mecanismos de rejeição de enxertos. Ratos também são amplamente utilizados em novas técnicas de preservação de enxerto de tecido composto, incluindo estudos de perfusão e criopreservação. Os modelos utilizados para VCA em ratos devem ser reprodutíveis, confiáveis e eficientes com baixa morbidade e mortalidade pós-operatória. Os procedimentos heterotópicos de transplante de membros preenchem esses critérios e são mais fáceis de realizar do que transplantes ortotópicos de membros. Dominar modelos microcirúrgicos de roedores requer experiência sólida em microcirurgia e cuidados com animais. Aqui é relatado um modelo confiável e reprodutível de transplante de retalhos heterotópicos parciais em ratos, os desfechos pós-operatórios e os meios de prevenção de possíveis complicações.
Introduction
Nas últimas duas décadas, o VCA evoluiu como um tratamento revolucionário para pacientes que sofrem desfiguração grave, incluindo face1, amputações de membros superiores2,peniano3e outros defeitos complexos do tecido4,5. No entanto, as consequências da imunossupressão ao longo da vida ainda dificultam uma aplicação mais ampla dessas complexas cirurgias reconstrutivas. Pesquisas básicas são cruciais para melhorar as estratégias anti-rejeição. O aumento do tempo de preservação do VCA também é essencial para melhorar a logística de transplante e aumentar o pool de doadores (já que os doadores de VCA devem preencher mais critérios do que doadores de órgãos sólidos, incluindo tom de pele, tamanho anatômico, gênero). Nesse contexto, os transplantes de membros de ratos são amplamente utilizados em estudos sobre a rejeição imune de atores6,7, novos protocolos de indução de tolerância8e estudos de preservação9,10,11. Assim, esses modelos VCA são um elemento-chave para dominar a pesquisa translacional VCA.
Retalhos osteomyocutâneos têm sido descritos na literatura como modelos confiáveis para estudar VCA em ratos8,12,13,14. Embora os transplantes ortotópicos de membros inteiros permitam uma avaliação a longo prazo da função do enxerto, é um procedimento demorado associado a maiores taxas de morbidade e mortalidade pós-operatórias14. Em contraste, os modelos heterotópicos de transplante de membros não são funcionais, mas permitem estudos reprodutíveis sobre VCA. Os resultados pós-operatórios podem ser antecipados de forma confiável antes do início de um estudo de transplante de VCA de ratos. Este estudo relata um modelo de transplante de retalho osteomyocutâneo heterotópico no rato que inclui desfechos e complicações possíveis frequentes que podem surgir intra-operatóriamente e no pós-operatório durante um período de seguimento de três semanas.
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Protocol
Todos os animais receberam cuidados humanos de acordo com o Guia do NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. O Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC-protocol 2017N000184) e o Escritório de Revisão de Cuidados e Uso animal (ACURO) aprovaram todos os protocolos animais. Ratos machos de raça Lewis (250-400 g) foram usados para todos os experimentos.
1. Cirurgia
- Anestesiar os ratos de Lewis usando inalação de isoflurano. Induzir anestesia com 5% de isoflurane na câmara de indução, e manter anestesia com 1,5-3% de inalação de isoflurane através de um cone respiratório.
- Aplique lubrificante ocular antes da cirurgia em procedimentos de sobrevivência. Raspe o local cirúrgico, trate com creme depilatório, esfregue e drape com cortinas estéreis.
- Confirme a anestesia total com um teste de beliscão do dedo do dedo antes da incisão e regularmente durante o procedimento. Monitore as frequências cardíacas e respiratórias durante todo o procedimento. Para todas as cirurgias, mantenha condições estéreis usando instrumentos estéreis, suprimentos, cortinas e luvas. Consulte a Tabela de Materiais para a lista de instrumentos utilizados para os procedimentos.
2. Aquisição parcial de hindlimb parcial do doador
- Faça uma incisão circunferencial da pele acima do tornozelo no terço distal da perna.
- Esqueleto e cauterizar a artéria safena e o ramo terminal da artéria popliteal usando fórceps bipolares. Cauterize e corte os músculos gastrocnemius, soleus, tibialis anterior e bíceps femoris até que o osso tibial seja exposto.
- Faça uma incisão de 2,5 cm na linha inguinal direita. Disseque a almofada de gordura inguinal e retrate-a distally para expor os vasos femorais. Use um retrátil de anzol para agarrar o ligamento inguinal e fixar fórceps para segurar a almofada de gordura inguinal distally.
NOTA: A almofada de gordura inguinal está incluída na colheita do membro parcial. - Disseque os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy (ramos colaterais musculares profundos geralmente localizados no meio do ligamento inguinal e do ramo epigástrico), e ligadura com 8-0 laços de nylon.
- Heparinize o rato doador com 100 UI/kg de heparina, injetada na veia dorsal peniana usando uma agulha de 27,5 G.
- Complete a incisão da pele ao redor do quadril.
- Cauterize os músculos femoris bíceps e glúteos superficiales usando fórceps bipolares. Cauterize e corte o nervo ciático no comprimento médio do fêmur. Exponha o fêmur proximalmente ao nível da crista femoral posterior.
NOTA: Os músculos adutor e quadríceps ficam de fora da aquisição. O pedículo innominado está preservado. - Vasos femorais ligantes com laços de nylon 8/0 ao nível do ligamento inguinal. Realize uma arteriotomia na artéria femoral logo abaixo da ligadura e dilate para permitir a inserção de um angio-cateter de 24 G.
- Cauterize e corte o músculo restante sob o pedículo, expondo o lado anterior do fêmur.
- Corte a tíbia e o fêmur usando um cortador ósseo o mais proximicamente e distally possível, respectivamente (comprimento médio).
- Lave a retalho parcial com 2 mL de solução salina de heparina (100 UI/mL) para obter uma saída venosa clara. Armazenar no gelo em uma gaze estéril até a transferência microvascular(Figura 1).
- Enquanto o animal está sob anestesia geral, realize a eutanásia por exsanguinação até que o animal não mostre nenhum sinal de vida (nenhum movimento respiratório e nenhum batimento cardíaco).
Figura 1: Perna traseira parcial do rato colhida. Um angiocato de 24 G é inserido na artéria femoral, pronto para transferência microvascular heterotópica. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Cirurgia de receptor
- Antes da incisão, raspe a parte de trás do pescoço e administre buprenorfina 0,01-0,05 mg/kg subcutânea. Coloque o rato em uma posição supina em uma almofada de aquecimento.
- Faça uma incisão de 2,5 cm na linha inguinal direita. Disseque a almofada de gordura inguinal e recline-a distally para expor os vasos femorais. Use um gancho para retrair o ligamento inguinal e os fórceps de fixação para segurar a almofada de gordura inguinal distally.
- Disseca os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy e ligante com laços de nylon 8/0.
- Ligate ambas as naves acima dos vasos epigástricos usando laços de nylon 8/0. Coloque grampos aproximadores proximicamente e extremidades do vaso dilato; enxágüe com soro fisiológico de heparina.
- Faça uma incisão no flanco esquerdo acima do quadril, e crie um bolso subcutâneo com um túnel subcutâneo para o vinco inguinal.
NOTA: A incisão de entrada é feita acima da faixa de movimento do quadril para garantir que o animal mantenha um movimento de escalada traseira normal. Além disso, manter uma ponte cutânea entre o inset do enxerto e o local de transferência microvascular permite uma melhor fixação do enxerto(Figura 2). - Coloque a parte proximal do membro parcial e a almofada de gordura inguinal através do túnel subcutâneo para transferência microvascular. Realize anastomoses venosos e arteriais usando suturas de nylon 10/0. Remova os dois grampos aproximadores e observe a revascularização do membro. Realize um "teste de ordenha" em ambos os vasos para avaliar a patência de cada anastomose.
NOTA: Oito a nove suturas são geralmente necessárias para anastomose venosa, 6 suturas em média para anastomose arterial. - Faça uma incisão longitudinal na pele do lado medial do membro transplantado, e insira o enxerto. Remova o excesso de pele do enxerto e feche a ferida com suturas separadas e uma sutura em execução usando suturas absorventes 4/0.
- Sutura juntar as almofadas de gordura inguinal do membro transplantado e o receptor usando duas suturas absorvíveis separadas, e fechar o vinco inguinal na extremidade após um último check-up das anastomoses microvasculares.
NOTA: As almofadas de gordura inguinais são suturadas firmemente para adicionar uma camada protetora de gordura acima dos anastomoses e garantir uma posição segura do enxerto e seu pedículo. Um fechamento meticuloso é melhor para a cicatrização de feridas; também previne sangramento residual da ferida e diminui o risco de automutilação. - Compensar a perda de fluido subcutânea com 1-3 mL de soro fisiológico de acordo com a quantidade de sangramento perioperatório.
- Coloque uma coleira elizabetano ao redor do pescoço do animal, e aplique 2 suturas soltas na pele para mantê-la na posição correta.
- Pare a inalação de isoflurano e monitore o animal continuamente em uma almofada de aquecimento até totalmente consciente e ambulatorial.
Figura 2: Imagem perioperatória antes do início do membro osteomyocutâneo. Uma ponte cutânea de aproximadamente 1 cm é preservada entre a incisão do vinco inguinal e o inset do enxerto acima do quadril. O enxerto é colocado sob a ponte, mantendo-o estável para transferência microvascular. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
4. Cuidados pós-operatórios
- Monitore o animal duas vezes por dia durante 72 horas, depois uma vez por dia até o pós-operatório (POD) 7 e, em seguida, duas vezes por semana.
NOTA: O monitoramento deve ser ajustado à condição animal e enxerto (olhos pálidos podem exigir fluidos suplementares, manchas porfiliais como indicador de dor animal, cor/temperatura anormal do enxerto), e mais cuidados devem ser discutidos com o veterinário. É necessária uma única moradia para os ratos beneficiários durante todo o período de estudo para evitar qualquer dano ao enxerto. - Realize analgesia com injeção subcutânea de buprenorfina e/ou anti-inflamatório não esteroide de acordo com as diretrizes da IACUC.
- Avalie o enxerto e realize exame físico diariamente com imagens usando o mesmo dispositivo.
NOTA: O uso de creme de depilação na pele do enxerto é útil para avaliar melhor a cor da pele do transplante.
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Representative Results
Neste estudo de operador único, foram realizados 30 transplantes de membros parciais heterotópicos sintéricos. O sucesso foi definido no pós-operatório 21 como a ausência de falha do VCA ou complicações que requerem eutanásia. A evolução normal do enxerto está representada na Figura 3. A duração média para aquisição parcial de membros e inset de enxerto no receptor foi de 35 e 105 min, respectivamente; a média de isquemia foi de 105 min. Durante o acompanhamento, ocorreram dois tipos de complicações (Tabela 1)-precoce ou tardia. Alguns necessitavam de eutanásia, outros foram resgatados, todos foram discutidos com os veterinários da equipe(Tabela 2). Este estudo relata a experiência e aconselhamento dos autores para iniciantes em microcirurgia de roedores (Tabela Suplementar 1).
Figura 3: Evolução normal do modelo de escalada traseira heterotópica até o final do estudo. O crescimento capilar é observado durante a primeira semana pós-operatória; a retração cutânea aparece após 2 semanas. Abreviação: POD = dia pós-operatório. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Gestão de complicações perioperatórias
Trombose arterial ou venosa é a complicação perioperatória mais comum. A dica mais importante para superar isso e transformar a cirurgia em um sucesso é fazer um diagnóstico precoce, ou seja, o monitoramento contínuo da cor/sangramento do retalho e do teste de patência recorrente são fundamentais antes de fechar o local cirúrgico de anastomoses. A prevenção dessa complicação deve estar na mente do cirurgião assim que uma incisão for feita. O doador deve ser heparinizado com injeção intravenosa de heparina 100 UI/kg 5 min antes da isquemia arterial do enxerto. Uma vez colhido, o enxerto deve ser lavado com soro fisiológico de heparina (100 UI/mL) até que o fluxo venoso esteja claro. Neste estudo, a trombose arterial perioperatória ocorreu em 10% dos casos.
O sangramento é uma ocorrência menos frequente e é facilmente mitigado com uma cauterização cautelosa dos músculos do enxerto e uma dissecação minuciosa do local do receptor. A principal causa do sangramento é o vazamento anastomótico na artéria. Isso deve resolver por si só dentro de 3 minutos, ou se não, re-fixação e revisão da anastomose vazando são necessários. As complicações relacionadas à anestesia, que ocorreram em 6,7% dos casos, são mais frequentes com microcirurgiões não treinados. O uso de isoflurano é uma maneira confiável de anestesiar ratos, e o comprimento da anestesia pode ser ajustado em tempo real. O cirurgião deve ser treinado para usar a máquina corretamente, seguir as diretrizes para o regime de indução e manutenção e monitorar de perto as taxas cardíacas e respiratórias durante toda a operação. Dependendo da espécie, idade ou peso do animal, a quantidade de isoflurane necessária pode variar. A perda imprevisível de animais é um evento raro e geralmente não é explicada por erros anestésicos ou cirúrgicos.
Complicações precoces (
A falha do VCA pode ocorrer durante a primeira semana pós-operatória devido à trombose microvascular (trombose venosa mais frequente que a arterial). O início do pedículo perioperatório no nível da virilha é um passo muito importante. Mover a retalho traseiro do rato para imitar o efeito do movimento no pedículo é crucial; o pedículo nunca deve ser muito solto nem muito apertado. O monitoramento intensivo é um requisito fundamental, pois a necropsia deve ser realizada assim que um diagnóstico de falha do VCA for feito. Durante a necropsia, uma análise da posição do pedículo (torção ou tensão) e da qualidade da anastomose trombose (sutura da parede traseira, retalho intraluminal) fornece muitas informações sobre o que pode ser melhorado durante o próximo procedimento e, portanto, deve ser realizado pelo cirurgião operacional. A trombose venosa foi a causa da eutanásia precoce em 20% dos casos, todos ocorridos antes do POD5 (Figura 4).
Figura 4: Trombose venosa pós-operatória. A pele parece azul e fica mais escura a cada dia. Abreviação: POD = dia pós-operatório. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
A automutilação (ou autofagia) é uma preocupação séria em enxertos não sensates; muitas vezes ocorre entre POD2 e POD7. Se limitado a menos de um terço da superfície do enxerto e apenas à pele, o debridamento cirúrgico e a sutura utilizando suturas não absorvíveis podem ser discutidos com o veterinário da equipe(Figura 5A-C). A prevenção depende do uso de uma coleira E costurada no pescoço até pod7 e a limpeza de qualquer sangue ou crosta nas feridas cirúrgicas do animal. Autofagia repetida ou mutilação profunda requer eutanásia(Figura 5D).
Figura 5: Automutilação pós-operatória do enxerto não sensate. (A-C) A superfície limitada da automutilação em (A) POD2. (B) Cirurgicamente desbridada e re-suturada; (C) aspecto em POD21. (D) Autofagia grave de múltiplas camadas do enxerto que leva à eutanásia do animal. Abreviação: POD = dia pós-operatório. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Complicações tardias (>POD7)
Menos frequentes e menos letais, essas complicações exigem consulta veterinária para proporcionar tratamento adequado. Em primeiro lugar, a exposição óssea pode ser observada neste modelo, geralmente após a cura inicial na terceira semana pós-operação. A prevenção é baseada no corte ósseo cuidadoso (uso de cortador de ossos criando bordas lisas); cobrir as bordas ósseas com músculos circundantes enquanto contabiliza a atrofia muscular posterior é útil. Se detectado precocemente e o animal estiver em boas condições, a revisão cirúrgica pode ser discutida com o veterinário. Em segundo lugar, cistos dérmicos podem ocorrer ao redor do local cirúrgico após duas semanas(Figura 6). Eles geralmente não interferem com a condição do rato ou do enxerto, mas podem bater na pele e se infectar. Lavar o local cirúrgico do enxerto para evitar qualquer cabelo residual na ferida impede a criação do cisto. A indicação para drenagem cirúrgica pode ser avaliada com o veterinário.
Figura 6: Cistos dérmicos. Cistos dérmicosaparecendo(A ) após POD14,(B)às vezes com um centro necrosado cutâneo antes da fístula. Abreviação: POD = dia pós-operatório. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Complicação | Solução | Prevenção | |
| Peri-operative | Trombose microvascular | Refaça a anastomose rapidamente depois de enxaguar o vaso termina com heparina salina e atestando um bom fluxo. | Heparinizar o doador, lavar a aba, dominar a técnica de anastomose e usar instrumentos e sutura adequados. |
| Hemorragia | Cauterizar se dos músculos, reclame se da anastomose e não pare espontaneamente dentro de 3 minutos. | Cauterização completa durante a colheita do enxerto | |
| Morte relacionada à anestesia | Discuta o problema encontrado com a equipe de veterinários. | Treinamento no uso de máquina de anestesia e monitoramento de ratos perioperatórios | |
| Cedo ( |
Trombose microvascular | Eutanásia precoce e necropsia para revelar a causa da trombose | Depende da causa |
| Automutilação | Discuta o reparo cirúrgico com o veterinário se primeiro evento e danos superficiais ao enxerto. | Coleira E de POD-2 para POD7 | |
| Atrasado (>POD7) | Exposição óssea | Discuta a revisão cirúrgica com o veterinário. | Corte o osso com cortador ósseo, certifique-se de que a borda está lisa, recupere-se com os músculos circundantes, conta com atrofia muscular posterior (corte curto). |
| Cisto dérmico | Discutir drenagem cirúrgica e tratamento com antibióticos com o veterinário | Lave o local de entrada com água; evite deixar qualquer cabelo em local cirúrgico. |
Tabela 1: Resultados potenciais. Prevenção e soluções.
Fim do estudo
O final do estudo neste modelo foi definido no POD21; os animais foram eutanizados usando asfixia de CO2 ou por exsanguinação. Como enxerto não funcional, a atrofia muscular e degeneração gordurosa foram observadas como consequências da falta de reinervação. Biópsias da pele e músculo são guardadas para análise histológica. O vinco inguinal é reaberto para avaliação do pedículo vascular (colocação, patência) se a eutanásia for realizada antes do final do estudo.
| Cinco motivos para consultar o veterinário da equipe |
| 1) Antes do início do estudo para informá-la da natureza do seu estudo, a analgesia planejada e estratégias de acompanhamento e os resultados esperados |
| 2) Dieta especial ou nutrientes suplementares que podem ajudar a melhorar a condição animal durante o estudo |
| 3) Morte inesperada relacionada à anestesia |
| 4) Piora inexplicável da condição animal |
| 5) Complicação cirúrgica para avaliar possibilidades de salvamento ou indicações para eutanásia |
Tabela 2: Quando chamar o veterinário. A comunicação com a equipe é essencial para a realização de um estudo in vivo.
Tabela suplementar 1: "Dos & Don'ts". Conselhos para jovens estagiários microcirúrgicos. Clique aqui para baixar esta Tabela.
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Discussion
Modelos ortotópicos de transplante de membros em roedores foram descritos na literatura15,16,17; no entanto, eles requerem uma reparação nervosa, recolocação muscular, e uma osteossíntese perfeita do fêmur, o que pode ser um passo muito difícil. Esses modelos também estão associados a uma maior taxa de morbidade e mortalidade em roedores14, especialmente no seguimento de curto prazo, pois a recuperação de uma função normal de uma pena de recuo transplantada pode levar váriosmeses 18. No entanto, eles permitem uma avaliação a longo prazo da função de enxerto em caso de sucesso. A principal limitação no transplante heterotópico de membros é a atrofia muscular induzida pela falta de reinervação do enxerto. Conforme publicado anteriormente na literatura, lesões de fibra muscular podem ocorrer logo após cinco dias após a denervação19. Isso causa atrofia muscular significativa e degeneração gordurosa após um mês, impedindo o uso deste modelo para estudos in vivo com duração superior a três semanas. Deste ponto de vista, modelos de retalho osteomyocutâneo heterotópico parcial são os melhores para estudos de curto prazo sobre preservação de tecidos10,bioengenharia tecidual e estratégias de imunossupressão20.
No modelo proposto, as complicações cirúrgicas e pós-operatórias são limitadas e podem ser tratadas de forma fácil e rápida por um pesquisador microcirúrgico. Estimamos que o sucesso pode ser alcançado neste modelo após 3-6 transplantes para um jovem cirurgião, uma vez que eles receberam cursos básicos de microcirurgia. É também um procedimento que pode ser realizado por um único operador em menos de 3 horas com tempo de isquemia abaixo de 2 horas. Este modelo também pode ser realizado por dois operadores, encurtando o tempo de isquemia apenas para o tempo de anastomos microvasculares. O passo crítico neste modelo é o inset do enxerto e garantir uma boa colocação do pedículo para evitar qualquer torção ou tensão que causasse trombose microvascular. Por essa razão, a dissecção dos vasos femorais deve proceder da forma mais proximicamente e distralmente possível no doador e no receptor, respectivamente. A vascularização cutânea deve ser completamente preservada mantendo a pele enrolada ao redor do membro até a revascularização do enxerto para evitar qualquer efeito de cisalhamento sobre os perfuradores da pele arterial, o que pode causar baixa perfusão da pele e posterior necrose cutânea.
Na literatura, as complicações nos modelos de VCA de roedores não são bem relatadas. O conhecimento de todos os resultados possíveis é essencial para poder prevenir e antecipar complicações. Este estudo ressalta a necessidade de uma boa comunicação com o veterinário da equipe. A aquisição de habilidades no manuseio de ratos e no exame físico é crucial para o bem-estar do animal e a conduta adequada do estudo. Uma vez que essa técnica é dominada, este modelo pode ser usado para pesquisas VCA com uma taxa de sucesso próxima de 100%. Embora modelos não funcionais não sejam adequados para avaliações de longo prazo, eles são de grande interesse para a avaliação precoce do enxerto em pesquisas imunológicas sobre transplante VCA de incompatibilidade total ou avaliação de lesões de isquemia-reperfusão. O modelo descrito oferece um grande componente da pele e volume muscular que pode ser repetidamente amostrado usando biópsias de ponche, gerando vários ensaios histológicos e imunológicos, bem como técnicas de avaliação de imagem13. Este protocolo preciso oferece um modelo VCA reprodutível e confiável em ratos com morbidade reduzida uma vez que as possíveis complicações são previstas e ativamente prevenidas.
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Disclosures
Os autores não têm revelações.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pelo Escritório do Secretário Adjunto de Defesa para Assuntos de Saúde através do Programa de Pesquisa Médica Dirigido pelo Congresso sob o Prêmio Nº. W81XWH-17-1-0680. Opiniões, interpretações, conclusões e recomendações são dos autores e não são necessariamente endossadas pelo Departamento de Defesa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 GA angiocatheter | BD Insyte Autoguard | 381412 | |
| 4-0 suture Black monofilament non absorbable suture | Ethicon | 1667 | Used to suture the E-collar to the back of the neck |
| 4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial | Ethicon | VCP496 | |
| Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Bipolar cords | ASSI | 228000C | |
| Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c | AROSurgical | T04A10N07-13 | Used to perform the microvascular anastomoses |
| Buprenorphine HCl | Pharmaceutical, Inc | 42023-179-01 | |
| Dilating Forceps | Fine science tools (FST) | 18131-12 | |
| Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern | ASSI | ASSI.SAS15RVL | |
| Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 18040-22 | |
| Elizabethan collar | Braintree Scientific | EC-R1 | |
| Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) | ASSI | ASSI.JFL31 | |
| Halsey Micro Needle Holder | Fine science tools (FST) | 12500-12 | |
| Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL | BD PosiFlush | 306424 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star Elastic Stays | CooperSurgical | 3314-8G | Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection |
| Lone Star Self-Retaining Retractors | CooperSurgical | 3301G | |
| Micro-Mosquito Hemostats | Fine science tools (FST) | 13010-12 | Used to retract the inguinal fat pad distally |
| Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock | ASSI | ASSI.B1582 | |
| Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c | Ethilon | 2808G | Used to ligate collateral branches on the femoral vessels |
| Offset Bone Nippers | Fine science tools (FST) | 16101-10 | |
| S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 00398-02 | |
| Walton scissors | Fine science tools (FST) | 14077-09 |
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