Summary
Метод извлечения кофактора F420 из чистых культур оптимизирован для жидкостного хроматографического разделения и анализа длины хвоста F420 в чистых культурах и образцах окружающей среды.
Abstract
Кофактор F420 играет центральную роль в качестве гидридного носителя в первичном и вторичном метаболизме многих бактериальных и архейных таксонов. Кофактор наиболее известен своей ролью в метаногенезе, где он облегчает термодинамически сложные реакции. Поскольку хвост полиглутамата варьируется по длине между различными организмами, анализ профиля длины может быть мощным инструментом для различения и характеристики различных групп и путей в различных местах обитания. Здесь протокол описывает экстракцию и оптимизацию обнаружения кофактора F420 путем применения твердофазной экстракции в сочетании с высокоэффективным жидким хроматографическим анализом, независимым от культурных или молекулярно-биологических подходов. Метод применялся для получения дополнительной информации о экспрессии кофактора F420 из микробных сообществ в почвах, анаэробном осадке и чистых культурах и оценивался путем пиковых экспериментов. Таким образом, исследование преуспело в создании различных профилей длины хвоста F420 для гидрогенотрофных и ацетокластических метаногенов в контролируемых метаногенных чистых культурах, а также из образцов окружающей среды, таких как анаэробный осадок реактора и почвы.
Introduction
F420 является широко распространенным, но часто игнорируемым кофактором, который функционирует как облигатный двухэлектронный гидридный носитель в первичных и вторичных метаболических процессах как архей, так и бактерий1,2. F420 представляет собой 5-деазафлавин и структурно похож на флавины, благодаря чему его химические и биологические свойства более сопоставимы с свойствами NAD+ или NADP+. Благодаря замещению азота углеродом в положении 5 изоаллоксазинового кольца, он является сильным восстановителем, проявляя при этом низкий стандартный окислительно-восстановительный потенциал -340 мВ1,3. F420 содержит 5-деазафлавиновое кольцо и 2-фосфо-L-лактатный линкер (F420-0). Хвост олигоглутамата, содержащий мономеры глутамата n+1, может быть присоединен к молекуле (F420-n+1)4.
Долгое время кофактор F420 был связан исключительно с археями и актинобактериями. Это в значительной степени было отменено. Недавние анализы показали, что F420 распределен среди различных анаэробных и аэробных организмов типа Протеобактерий, Хлорофлекси и потенциально Фирмикутов, населяющих мириады мест обитания, таких как почвы, озера и кишечник человека1,5. В 2019 году Braga et al.6 показали, что протеобактерия Paraburkholderia rhizoxinica производит уникальное производное F420, содержащее 3-фосфоглицерат вместо 2-фосфолактатного хвоста, который может быть широко распространен в различных местах обитания. В пределах домена Archaea, F420 был обнаружен в нескольких линиях, включая метаногенный7, метанотрофический8,9 и сульфатредуцирующий порядки10, и предполагается, что он производится в Thaumarchaeota11. F420 наиболее известен как незаменимый окислительно-восстановительный коэнзим в гидрогенотрофном и метилотрофном метаногенезе. Восстановленная форма F420 (F420H2) функционирует как донор электронов для восстановления метилентетрагидрометаноптерина (метилен-H4MPT, Mer) и метенил-H4MPT12,13. Он также может быть использован в качестве носителя электронов в H2-независимых путях переноса электронов метаногенов, содержащих цитохромы12,14. Более того, окисленная форма F420 обладает характерной сине-зеленой флуоресценцией при возбуждении при 420 нм, что облегчает обнаружение метаногенов микроскопически (рис. 1). Благодаря низкому окислительно-восстановительному потенциалу F420 способствует (i) экзогенному восстановлению широкого спектра непокорных или токсичных органических соединений, (ii) синтезу тетрациклиновых и линкозамидных антибиотиков или фитотоксинов в стрептомицетах (тип актинобактерий) и (iii) устойчивости к окислительному или нитрозативному стрессу или другим неблагоприятным условиям у микобактерий (тип Актинобактерий)1,5,15, 16,17,18,19,20,21,22. Следовательно, F420-зависимые оксидоредуктазы являются перспективными биокатализаторами для промышленных и фармацевтических целей, а также для биоремедиации загрязненных сред1,23. Несмотря на эти недавние результаты, точные роли кофактора F420 все еще незначительно известны в актинобактериях или других бактериальных типах.
Существует, по крайней мере, три пути биосинтеза F4202,6,24. Вначале путь биосинтеза расщепляется на 5-деазафлавиновый биосинтез и 2-фосфолактатную ветвь метаболизма. Реакционноспособную часть молекулы F420 синтезируют через FO-синтазу с использованием субстратов тирозина и 5-амино-6-рибитиламино-2,4(1H, 3H)-пиримидиндиона. Результатом является уровень рибофлавина хромофора FO. В пределах принятой в настоящее время ветви метаболизма лактата L-лактат фосфорилируется до 2-фосфо-L-лактата L-лактат-киназой (CofB); 2-фосфо-L-лактат, в свою очередь, гуанилируется до L-лактил-2-дифосфо-5'-гуанозина 2-фосфо-L-лактат гуанилилтрансферазой (CofC). На следующем этапе L-лактил-2-дифосфо-5'-гуанозин связывается с FO 2-фосфо-L-лактат-трансферазой (CofD) с образованием F420-02. Наконец, фермент F420-0:ɣ-глутамиллигаза (CofE) связывает мономеры глутамата до F420-0, образуя конечный кофактор6 в различных количествах23,25. Различные организмы демонстрируют разные закономерности в количестве прикрепленных остатков глутамата, причем более короткие хвосты обнаруживаются для метаногенов, чем у микобактерий2,25,26. Как правило, метаногены показывают длину хвоста от двух до трех, с пятью в ацетокластическом метаногене, Methanosarcina sp., в то время как длина хвоста, обнаруженная в Mycobacterium sp., варьировалась от пяти до семи остатков глутамата2,25,26,27. Однако недавние результаты показали, что длинноцепочечный F420 связывается с F420-зависимыми оксидоредуктазами с более высоким сродством, чем короткоцепочечный F420; кроме того, связанный длинноцепочечный F420 увеличивает сродство субстрата, но уменьшает скорость оборота соответствующих ферментов23.
Обнаружение кофактора F420 часто основывается на его флуоресценции. Таким образом, его производные олиго глутамата были разделены с использованием обратной фазы (RP)-HPLC27,28. Недавно Ney et al. использовали гидроксид тетрабутиламмония в качестве реагента ионного спаривания для отрицательно заряженного хвоста глутамата для успешного улучшения разделения на RP-HLPC5. Здесь мы представляем способ подготовки образцов, последующего лизиса, экстракции, очистки, разделения и количественной оценки кофактора F420 не только из чистых культур, но и из различных образцов окружающей среды (т.е. почв и осадка реактора).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ПРИМЕЧАНИЕ: Экстракция и анализ кофактора F420 представляет собой трехэтапный процесс, включающий лизис образца, предварительную очистку кофактора с помощью твердофазной экстракции (SPE) и обнаружение кофакторов с помощью ионно-парного RP-ВЭЖХ (IP-RP-HPLC) с флуоресцентным обнаружением. Перед началом работы подготовьте материалы и реагенты, как указано в таблице 1.
1. Лизис образца
- Добавьте до 5 г образца в соответствующие пробирки (например, конические пробирки по 50 мл).
- Добавьте к образцам 5 мл лизисного буфера (2x запасной раствор, таблица 1).
- Довести до конечного объема 10 мл с дистиллированной водой до достижения конечной концентрации 0,5 г·мл-1.
- Вихрь разбавленных образцов в течение 20 с.
- Автоклав в течение 30 мин при 121 °C.
- Для сухих образцов, таких как лесная почва, доведите до конечного объема 20 мл с дистиллированной водой после автоклавирования и вихрь разбавленного образца.
ВНИМАНИЕ: Повышение температуры во время автоклавирования может привести к разрыву трубок.
2. Предварительная очистка кофактора F 420 методом твердофазной экстракции (SPE)
ПРИМЕЧАНИЕ: Все этапы SPE проводятся при комнатной температуре
- Охладите образцы до комнатной температуры.
- Центрифугировать автоклавные образцы в течение 5 мин при 11 000 х г.
- Готовят 5 мл колонн SPE, заполненных 100 мг слабого анионного смешанного полимерного сорбента.
- Кондиционируйте анионообменник 3 мл метанола (кондиционирующий раствор, табл. 1).
- Уравновешивают анионообменник 3 мл дистиллированной воды (раствор равновесия, табл. 1).
- Загрузите до 9,0 мл супернатанта из центрифугированного лизата на колонну SPE.
- Смойте примеси 5 мл ацетата аммония 25 мМ (промывочный раствор SPE 1, таблица 1).
- Смойте примеси 5 мл метанола (промывочный раствор SPE 2, таблица 1).
- Элюируют кофактор F420 в 1,0 мл буфера элюирования (табл. 1).
ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте свежий буфер элюирования. Из-за приложенного вакуума и высокого давления пара буфера элюирования объемы элюирования могут отличаться от образца к образцу. Чтобы обеспечить одинаковый конечный объем во всех образцах, рекомендуется взвесить сосуды для сбора до и после элюирования и рассчитать эффективный объем элюирования. Сбалансируйте различия путем добавления буфера элюирования.
3. Обнаружение кофактора F420
- Установите духовку на 40 °C и флуоресцентный детектор на 420 нм с длиной волны вымирания и длиной волны излучения 470 нм. Достижение разделения в режиме градиента с использованием подвижных фаз A и B (таблица 1): 0-3 мин: 26% B; 3-24 мин: 26%-50% B; 24-25 мин: 50% B; 25-27 мин: 50%-26% B; 27-35 мин: 26% В при расходе 0,75 мл·мин-1.
ПРИМЕЧАНИЕ: Гарантировать уравновешивание условий колонны перед впрыском образцов путем промывки колонны по меньшей мере 3-х колонными объемами 74% подвижной фазы А и 26% подвижной фазы В (таблица 1).- Фильтруйте элюированные образцы из SPE во флаконы ВЭЖХ с помощью фильтра из PTFE с размером пор 0,22 мкм.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать фильтры из PTFE с размером пор 0,22 мкм. - Вводят 50 мкл элюированного образца в систему ВЭЖХ для анализа состава и концентрации кофактора F420 .
ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку в этом протоколе не используется количественный стандарт, образцы и варианты должны сравниваться по пиковой зоне.
- Фильтруйте элюированные образцы из SPE во флаконы ВЭЖХ с помощью фильтра из PTFE с размером пор 0,22 мкм.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Чистые культуры Methanosarcina thermophila и Methanoculleus thermophilus, оба термофильные метаногенные археи, выращивались в подходящей среде, как описано ранее29,30. Для Methanosarcina thermophila метанол использовался в качестве источника энергии, тогда как Methanoculleus thermophilus выращивался на H2 / CO2. Рост был проверен с помощью микроскопической оценки, в то время как активность была изучена путем измерения метана (CH4) с помощью газовой хроматографии, как описано ранее31. Чистые культуры использовали для извлечения кофактора F420 по представленному протоколу. Кроме того, осенью 2020 года для извлечения и анализа кофактора F420 были взяты пробы окружающей среды, включая образцы мезофильного биогазового реактора (станция очистки сточных вод, Цюрль, Австрия; для получения подробной информации о параметрах осадка см. 32), сельскохозяйственного луга (Инсбрук, Австрия) и лесного грунта (Ланс, Австрия).
Рост чистых культур был проверен с помощью микроскопии (рисунок 1), при этом полученный CH4 анализировался с помощью газовой хроматографии в течение 14 дней инкубации (данные не показаны). Эффективность экстракции кофактора F420 из чистых культур была проверена путем применения различных стратегий дезинтеграции: биение с использованием керамических ударов 0,5-1,0 мм, ультразвуковая обработка и распад давлением и температурой с использованием давления 121 ° C и давления 1,2 бар (автоклавирование). Максимальная эффективность экстракции стала очевидной при обработке давлением и температурой с применением буфера, как описано в разделе протокола, и, таким образом, была дополнительно применена для всех последующих экспериментов (рисунок 2). Испытания эффективности экстракции проводились путем стандартного добавления различных объемов хорошо растущей культуры Methanoculleus thermophilus . Кроме того, сравнение различных образцов и вариантов основывалось на пиковой площади из хроматограмм.
Впоследствии клеточные экстракты подвергали процедуре твердофазной экстракции (SPE). Для этого были испытаны различные ионообменники. Оказалось, что слабый анионный смешанный полимерный сорбент дал наибольшее количество кофактора F420 после элюирования. Кроме того, были протестированы различные элюционные буферы и промывочные растворы, которые показали наилучшие результаты для 25 мМ ацетата аммония в качестве промывочного буфера и смеси NH3 в метаноле в качестве буфера элюирования. Метанол со стадии элюирования может быть заменен после элюирования водой с помощью вакуумно-температурной обработки.
ВЭЖХ-анализ кофактора F420 был протестирован с различными колонками C18 с наилучшими результатами для конфигурации системы, достигнутыми в ходе представленного исследования с колонкой NX C18. Стандарт, содержащий известное распределение производных F420 с различной длиной хвоста глутамата, использовался для справочных целей. Этот стандарт был любезно предоставлен профессором Колином Джексоном из Австралийского национального университета. Анализ длины хвоста глутамата выявил различия в общей концентрации кофактора F420 и распределении хвоста F420 по длине метаногенных чистых культур и образцов окружающей среды (рисунок 3).
| Буфер | Состав |
| Буфер лизиса (2x стоковый раствор) | 200 мМ дигидрофосфат калия (KH2PO4) 50 мМ этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА) 1% (мас./об.) полисорбата 80 (Tween 80) с поправкой на рН 7,0 раствором гидроксида натрия 5 М |
| Решение SPE для кондиционирования | Метанол (марка ВЭЖХ) |
| Решение SPE для уравновешивания | Дистиллированная вода 0,2 мкм фильтрованная |
| Моющий раствор SPE 1 | 25 мМ ацетата аммония |
| Моющий раствор SPE 2 | Метанол (марка ВЭЖХ) |
| Буфер элюирования SPE | 2% (v/v) аммиак в метаноле путем разбавления 20%-25% водного раствора аммиака в метаноле |
| Мобильная фаза А ВЭЖХ | 10 мМ гидроксид тетрабутиламмония (TBAH) 20 мМ ди-аммоний-гидрофосфат ((NH4)2HPO4) с поправкой на рН 7,0 с 85% фосфорной кислотой |
| Мобильная фаза B ВЭЖХ | Ацетонитрил (класс ВЭЖХ) |
Таблица 1: Буферный и подвижный фазовый состав для твердофазного экстракции (SPE) и анализа ВЭЖХ.
Рисунок 1: Флуоресцентная метаногенная чистая культура. Визуализация methanosarcina thermophila с помощью (A) фазово-контрастной микроскопии и с помощью (B) флуоресцентной микроскопии при возбуждении кофактора F420 ультрафиолетовым светом (возбуждение при 395-440 нм и излучение при 475-495 нм). Шкала: 10 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Стандартное дополнение. Пиковая площадь восстановленного кофактора F420 после SPE из 1,0 г матрицы с различными объемами культур M. thermophilus . Матрица была дополнена 0 мкл, 250 мкл, 500 мкл, 750 мкл и 1000 мкл культуры и подвергнута различным стратегиям распада: биение, ультразвуковая обработка и распад давления и температуры (автоклавирование). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Распределение длины хвоста глутамата. Cofactor F420 распределение длин хвоста чистых культур и образцов окружающей среды. Сверху донизу: сельскохозяйственный луг (почва), лес (почва), мезофильный биогазовый реактор, чистая культура M. thermophilus и чистая культура M. thermophila. Относительная абсорбция была рассчитана путем нормализации на самом высоком пике в пределах показанной хроматограммы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Для оценки кофактора F420 из метаногенных чистых культур может быть выполнена микроскопическая оценка для визуализации роста и активности (флуоресцентная микроскопия) вовлеченных микроорганизмов (фиг.1). Для образцов, полученных из природной среды, использование микроскопии для обнаружения или количественной оценки F420 ограничено из-за помех другим флуоресцентным микроорганизмам, органическим и неорганическим частицам. В этом контексте извлечение F420 и последующий флуорометрический анализ с использованием ВЭЖХ, как описано выше5, может дать информацию не только об общей концентрации кофактора F420 , но и о распределении длины хвоста полигутатата.
Для экстракции кофактора F420 была показана высокоэффективная обработка давлением и температурой (рис. 2) и соответствует предыдущим выводам5,27,33. С помощью этого метода и применения фосфатной буферной системы лизиса, включающей ЭДТА и полисорбат, самые высокие концентрации кофактора F420 были получены из метаногенных чистых культур, содержащих высокие концентрации фактора. Кроме того (и по сравнению с другими испытанными методами разрушения клеток), обработка давлением и температурой легко применяется и экономит материал.
SPE был выполнен для обеспечения последующего анализа ВЭЖХ, направленного на определение распределения длины хвоста полиглутамита полиглутамита F420 в образце. Среди различных ионообменников слабый анионный смешанный полимерный сорбент показал наилучшие характеристики и позволяет эффективно связывать кофактор F420 с матрицей для промывочных целей, а также его последующее удаление из экстракционной матрицы после вымывания нежелательных побочных продуктов. Для этого лучше всего зарекомендовал себя базовый метанол.
С помощью представленного метода различные чистые культуры и образцы окружающей среды могут быть воспроизводимо проанализированы относительно кофактора F420 (рисунок 3). Даже такие образцы, как почвы или шламы, содержащие высокие доли нежелательных побочных продуктов, могут быть проанализированы с помощью представленной процедуры. Таким образом, последующий анализ с помощью ВЭЖХ был успешно реализован для анализа общей концентрации F420 и распределения по длине полиглутаматных хвостов производных F420 . Обнаружение высоких уровней F420 в почве и других образцах поддерживает Ney et el.5, которые предположили, что кофактор широко распространен в аэробных почвенных бактериях на основе геномного и метагеномического анализа.
Подводя итог, можно сказать, что это первый протокол, направленный на извлечение и анализ кофактора F420 не только из чистых культур, но и из образцов окружающей среды, таких как почва или шлам. Наиболее важным этапом извлечения F420 из образцов окружающей среды является SPE, необходимый для предварительной очистки лизатов для последующего анализа ВЭЖХ. Представленный протокол будет полезен для будущих проектов, чтобы раскрыть роль F420 в различных средах и биопроцессах.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Мы с благодарностью благодарим профессора Колина Джексона за поддержку очищенного кофактора F420. Это исследование было поддержано Тирольским научным фондом (TWF) и Университетом Инсбрука (Publikationsfonds). Мы высоко ценим поддержку GPS, HK, SB, GG и HB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave | |||
| Biocompatible HPLC system equipped with gradient modul, oven and fluorescence detector | Shimadzu | HPLC system | |
| Centrifuge and rotor for 50 mL “Falcon” tubes (11.000 rcf) and appropriate tubes | |||
| HPLC Column: Gemini NX C18, 5 μm, 150 x 3 mm | Phenomenex | HPLC column | |
| PTFE filter (pore size 0.22 µm) to remove particulate matter prior HPLC analysis | |||
| Resin for SPE: Strata-X-AW 33 μm as weak anion mixed-mode polymeric sorbent | Phenomenex | weak anion mixed-mode polymeric sorbent | |
| Vacuum manifold for SPE and appropriate collection tubes | SPE equipment | ||
| Vortex mixer |
References
- Greening, C., et al. Physiology, biochemistry, and applications of F420- and Fo-dependent redox reactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 80 (2), 451-493 (2016).
- Bashiri, G., et al. A revised biosynthetic pathway for the cofactor F420 in prokaryotes. Nature Communications. 10 (1), 451 (2019).
- Grinter, R., Greening, C. Cofactor F420: an expanded view of its distribution, biosynthesis, and roles in bacteria and archaea. FEMS Microbiology Reviews. , (2021).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Proposed structure for coenzyme F 420 from methanobacterium. Biochemistry. 17 (22), 4583-4593 (1978).
- Ney, B., et al. The methanogenic redox cofactor F420 is widely synthesized by aerobic soil bacteria. The ISME Journal. 11 (1), 125-137 (2017).
- Braga, D., et al. Metabolic pathway rerouting in Paraburkholderia rhizoxinica evolved long-overlooked derivatives of coenzyme F420. ACS Chemical Biology. 14 (9), 2088-2094 (2019).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Distribution of coenzyme F420 and properties of its hydrolytic fragments. Journal of Bacteriology. 140 (1), 20-27 (1979).
- Michaelis, W., et al. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. Science. 297 (5583), 1013-1015 (2002).
- Knittel, K., Lösekann, T., Boetius, A., Kort, R., Amann, R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps. Applied and Environmental Microbiology. 71 (1), 467-479 (2005).
- Lin, X. -L., White, R. H. Occurrence of Coenzyme F420 and Its y-Monoglutamyl derivative in nonmethanogenic archaebacteria. Journal of Bacteriology. 168 (1), 444-448 (1986).
- Spang, A., et al. The genome of the ammonia-oxidizing Candidatus Nitrososphaera gargensis: insights into metabolic versatility and environmental adaptations. Environmental Microbiology. 14 (12), 3122-3145 (2012).
- Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation and hydrogenase function in methanogenic archaea, in particular the genus Methanosarcina. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 83 (4), (2019).
- Lupa, B., Hendrickson, E. L., Leigh, J. A., Whitman, W. B. Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Applied and Environmental Microbiology. 74 (21), 6584-6590 (2008).
- Kulkarni, G., Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation via hydrogen cycling in the methanogenic archaeon Methanosarcina barkeri. mBio. 9 (4), (2018).
- Purwantini, E., Gillis, T. P., Daniels, L. Presence of F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase in Mycobacterium and Nocardia species, but absence from Streptomyces and Corynebacterium species and methanogenic Archaea. FEMS Microbiology Letters. 146 (1), 129-134 (1997).
- Purwantini, E., Daniels, L. Purification of a novel coenzyme F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology. 178 (10), 2861-2866 (1996).
- McCormick, J. R. D., Morton, G. O. Identity of cosynthetic factor I of Streptomyces aureofaciens and fragment FO from coenzyme F420 of Methanobacterium species. Journal of the American Chemical Society. 104 (14), 4014-4015 (1982).
- Coats, J. H., Li, G. P., Kuo, M. -S. T., Yurek, D. A. Discovery, production, and biological assay of an unusual flavenoid cofactor involved in lincomycin biosynthesis. The Journal of Antibiotics. 42 (3), 472-474 (1989).
- Bown, L., Altowairish, M. S., Fyans, J. K., Bignell, D. R. D. Production of the Streptomyces scabies coronafacoyl phytotoxins involves a novel biosynthetic pathway with an F420 -dependent oxidoreductase and a short-chain dehydrogenase/reductase. Molecular Microbiology. 101 (1), 122-135 (2016).
- Gurumurthy, M., et al. A novel F(420) -dependent anti-oxidant mechanism protects Mycobacterium tuberculosis against oxidative stress and bactericidal agents. Molecular microbiology. 87 (4), 744-755 (2013).
- Greening, C., et al. Mycobacterial F420H2-dependent reductases promiscuously reduce diverse compounds through a common mechanism. Frontiers in Microbiology. 8, 1000 (2017).
- Mathew, S., Trajkovic, M., Kumar, H., Nguyen, Q. -T., Fraaije, M. W. Enantio- and regioselective ene-reductions using F420H2-dependent enzymes. Chemical Communications. 54 (79), Cambridge, England. 11208-11211 (2018).
- Ney, B., et al. Cofactor tail length modulates catalysis of bacterial F420-dependent oxidoreductases. Frontiers in Microbiology. 8, 1902 (2017).
- Grinter, R., et al. Cellular and structural basis of synthesis of the unique intermediate dehydro-F420-0 in mycobacteria. mSystems. 5 (3), (2020).
- Peck, M. W. Changes in concentrations of coenzyme F420 analogs during batch growth of Methanosarcina barkeri and Methanosarcina mazei. Applied and Environmental Microbiology. 55 (4), (1989).
- Gorris, L. G., vander Drift, C. Cofactor contents of methanogenic bacteria reviewed. BioFactors. 4 (3-4), Oxford, England. 139-145 (1994).
- Bair, T. B., Isabelle, D. W., Daniels, L. Structures of coenzyme F(420) in Mycobacterium species. Archives of Microbiology. 176 (1-2), 37-43 (2001).
- Portillo, M. C., Gonzalez, J. M. Moonmilk deposits originate from specific bacterial communities in Altamira Cave (Spain). Microbial Ecology. 61, (2011).
- Wagner, A. O., et al. Medium preparation for the cultivation of microorganisms under strictly anaerobic/anoxic conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60155 (2019).
- Lackner, N., Hintersonnleitner, A., Wagner, A. O., Illmer, P. Hydrogenotrophic methanogenesis and autotrophic growth of Methanosarcina thermophila. Archaea. 2018 (5), 1-7 (2018).
- Wagner, A. O., Reitschuler, C., Illmer, P. Effect of different acetate: Propionate ratios on the methanogenic community during thermophilic anaerobic digestion in batch experiments. Biochemical Engineering Journal. 90, 154-161 (2014).
- Wagner, A. O., et al. Sample preparation, preservation, and storage for volatile fatty acid quantification in biogas plants. Engineering in Life Sciences. 17 (2), 132-139 (2017).
- Bashiri, G., Rehan, A. M., Greenwood, D. R., Dickson, J. M. J., Baker, E. N. Metabolic engineering of cofactor F420 production in Mycobacterium smegmatis. PloS one. 5 (12), 15803 (2010).
