Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Im lebenden Organismus Quantifizierung der Hüftarthrokinematik bei dynamischen tragenden Aktivitäten mittels Dual-Fluoroskopie

Published: July 2, 2021 doi: 10.3791/62792
Automatic Translation
1,2, 1,3, 1,2,4,5
1Department of Orthopaedics, University of Utah, 2Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah, 3Department of Mechanical Engineering, University of Vermont, 4Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 5Department of Physical Therapy, University of Utah

Summary

Die duale Durchleuchtung erfasst in vivo die dynamische Bewegung menschlicher Gelenke genau, die relativ zur rekonstruierten Anatomie (z. B. Arthrokinematik) visualisiert werden kann. Hier wird ein detailliertes Protokoll zur Quantifizierung der Hüftarthrokinematik während der belastenden Aktivitäten des täglichen Lebens vorgestellt, einschließlich der Integration der dualen Durchleuchtung mit der traditionellen Hautmarkerbewegungserfassung.

Abstract

Mehrere Hüftpathologien wurden auf eine abnormale Morphologie mit einer zugrunde liegenden Annahme einer abweichenden Biomechanik zurückgeführt. Struktur-Funktions-Beziehungen auf Gelenkebene sind jedoch aufgrund von Schwierigkeiten bei der genauen Messung der dynamischen Gelenkbewegung nach wie vor schwierig zu quantifizieren. Die Weichteilartefaktfehler, die der optischen Hautmarkerbewegungserfassung innewohnen, werden durch die Tiefe des Hüftgelenks im Körper und die große Masse an Weichgewebe, die das Gelenk umgibt, verschlimmert. Daher ist der komplexe Zusammenhang zwischen Knochenform und Hüftgelenkskinematik schwieriger genau zu untersuchen als in anderen Gelenken. Hier wird ein Protokoll vorgestellt, das Computertomographie (CT) Arthrographie, dreidimensionale (3D) Rekonstruktion volumetrischer Bilder, duale Durchleuchtung und optische Bewegungserfassung zur genauen Messung der dynamischen Bewegung des Hüftgelenks umfasst. Die technischen und klinischen Studien, die die duale Durchleuchtung angewendet haben, um Form-Funktions-Beziehungen der Hüfte mit diesem Protokoll zu untersuchen, werden zusammengefasst und die spezifischen Schritte und zukünftigen Überlegungen zur Datenerfassung, -verarbeitung und -analyse beschrieben.

Introduction

Die Anzahl der gesamten Hüftendoprothetik (THA), die an Erwachsenen im Alter von 45 bis 64 Jahren mit Hüftarthrose (OA) durchgeführt wurden, hat sich zwischen 2000 und 2010 mehr als verdoppelt1. Basierend auf dem Anstieg der THA-Verfahren von 2000 bis 2014 prognostizierte eine aktuelle Studie, dass sich die Gesamtzahl der jährlichen Verfahren in den nächsten zwanzig Jahren verdreifachen könnte2. Diese großen Anstiege der THA-Verfahren sind alarmierend, wenn man bedenkt, dass die aktuellen Behandlungskosten allein in den Vereinigten Staaten 18 Milliarden US-Dollar pro Jahr übersteigen3.

Es wird angenommen, dass Entwicklungsdysplasie der Hüfte (DDH) und femoroacetabuläres Impingement-Syndrom (FAIS), die eine unter- bzw. übereingeschränkte Hüfte beschreiben, die primäre Ätiologie der Hüft-OA4sind. Die hohe Prävalenz dieser strukturellen Hüftdeformitäten bei Personen, die sich einer THA unterziehen, wurde ursprünglich vor mehr als drei Jahrzehnten beschrieben5. Dennoch ist der Zusammenhang zwischen abnormaler Hüftanatomie und Osteoarthritis nicht gut verstanden. Eine Herausforderung bei der Verbesserung des Arbeitsverständnisses der Rolle von Deformitäten bei der Entwicklung von Hüft-OA besteht darin, dass eine abnormale Hüftmorphologie bei asymptomatischen Erwachsenen sehr häufig vorkommt. Bemerkenswerterweise haben Studien die Morphologie im Zusammenhang mit Cam-Typ FAIS bei etwa 35% der Allgemeinbevölkerung6,83% der älteren Athleten7und mehr als 95% der männlichen College-Athleten8beobachtet. In einer anderen Studie mit weiblichen College-Athleten hatten 60% der Teilnehmer einen radiologischen Nachweis von Cam FAIS und 30% hatten Hinweise auf DDH9.

Studien, die eine hohe Prävalenz von Deformitäten bei Personen ohne Hüftschmerzen belegen, weisen auf die Möglichkeit hin, dass die Morphologie, die häufig mit FAIS und DDH assoziiert ist, eine natürliche Variante sein kann, die nur unter bestimmten Bedingungen symptomatisch wird. Die Wechselwirkung zwischen Hüftanatomie und Hüftbiomechanik ist jedoch nicht gut verstanden. Insbesondere gibt es bekannte Schwierigkeiten bei der Messung der Hüftgelenksbewegung mit herkömmlicher optischer Motion-Capture-Technologie. Erstens ist das Gelenk relativ tief im Körper, so dass die Position des Hüftgelenkzentrums schwer zu identifizieren und dynamisch mit optischer Hautmarkerbewegungserfassung zu verfolgen ist, mit Fehlern in der gleichen Größenordnung wie der Radius des Femurkopfes10,11. Zweitens ist das Hüftgelenk von einer großen Weichteilmasse umgeben, einschließlich subkutanem Fett und Muskeln, die sich relativ zum darunter liegenden Knochen bewegen, was zu Weichteilartefakten12,13,14führt . Schließlich wird die Kinematik mittels optischer Verfolgung von Hautmarkern relativ zur generalisierten Anatomie ausgewertet und gibt somit keinen Einblick in die Auswirkungen subtiler morphologischer Unterschiede auf die Biomechanik des Gelenks.

Um dem Mangel an genauer Kinematik in Kombination mit fachspezifischer Knochenmorphologie zu begegnen, wurden sowohl Einzel- als auch Doppelfluoroskopiesysteme für die Analyse anderer natürlicher Gelenksysteme entwickelt15,16,17. Diese Technologie wurde jedoch erst kürzlich auf das native Hüftgelenk angewendet, wahrscheinlich aufgrund der Schwierigkeit, qualitativ hochwertige Bilder durch das die Hüfte umgebende Weichgewebe zu erhalten. Die Methodik zur genauen Messung der In-vivo-Hüftgelenksbewegung und Anzeige dieser Bewegung in Bezug auf die fachspezifische Knochenanatomie wird hier beschrieben. Die daraus resultierende Arthrokinematik bietet eine beispiellose Fähigkeit, das subtile Zusammenspiel zwischen Knochenmorphologie und Biomechanik zu untersuchen.

Hierin wurden die Verfahren zur Erfassung und Verarbeitung von Dual-Fluoroskopie-Bildern der Hüfte während Aktivitäten des täglichen Lebens beschrieben. Aufgrund des Wunsches, Ganzkörperkinematik mit optischer Markerverfolgung gleichzeitig mit dualen Durchleuchtungsbildern zu erfassen, erfordert das Datenerfassungsprotokoll die Koordination zwischen mehreren Datenquellen. Die Kalibrierung des dualen Durchleuchtungssystems verwendet Plexiglasstrukturen, die mit metallischen Perlen implantiert werden, die direkt als Marker identifiziert und verfolgt werden können. Im Gegensatz dazu wird die dynamische Knochenbewegung mit markerlosem Tracking verfolgt, das nur die CT-basierte Röntgendichte der Knochen verwendet, um die Orientierung zu definieren. Dynamische Bewegungen werden dann gleichzeitig mit dualen Durchleuchtungs- und Bewegungserfassungsdaten verfolgt, die räumlich und zeitlich synchronisiert sind.

Die Systeme werden während der Kalibrierung räumlich synchronisiert, indem gleichzeitig ein Würfel mit reflektierenden Markern und implantierten Metallperlen und die Generierung eines gemeinsamen Koordinatensystems erstellt wird. Die Systeme werden für jede Aktivität oder Erfassung zeitlich synchronisiert, indem ein geteilter elektronischer Trigger verwendet wird, der ein Signal sendet, um die Aufzeichnung der Dual-Fluoroskopie-Kameras zu beenden und einen konstanten 5-V-Eingang zum Motion-Capture-System zu unterbrechen. Dieses koordinierte Protokoll ermöglicht die Quantifizierung der Position von Körpersegmenten, die außerhalb des kombinierten Sichtfeldes des dualen Durchleuchtungssystems liegen, die Expression kinematischer Ergebnisse in Bezug auf gangnormalisierte Ereignisse und die Charakterisierung der Weichteilverformung um Femur und Becken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden vom Institutional Review Board der University of Utah genehmigt.

1. CT-Arthrogramm-Bildgebung

  1. Arthrogramm18
    1. Planen Sie einen ausgebildeten Radiologen des Bewegungsapparates, um das Arthrogramm direkt vor der geplanten CT-Bildgebung durchzuführen.
    2. Positionieren Sie den Teilnehmer auf dem Tisch mit der Hüfte von Interesse im Sichtfeld eines klinischen Fluoroskops. Legen Sie Sandsäcke auf beide Seiten des Knöchels, um eine Rotation des Beines und der Hüfte zu verhindern.
    3. Bereiten Sie die Haut vor, um eine sterile Umgebung zu schaffen. Markieren Sie die Stelle, an der die Nadel eingeführt wird (Femur-Kopf-Hals-Verbindung) und betäuben Sie das Weichgewebe an der Injektionsstelle mit 2-5 ml 1% Lidocain.
    4. Bereiten Sie eine Lösung von 20 ml 1% Lidocain, 10 ml Iohexol-Injektion und 0,1 ml 1 mg / ml (1:1000) Adrenalin in einer 30-ml-Luer-Lock-Spritze vor.
    5. Zwei bis fünf Minuten nach der Lidocain-Injektion eine Spinalnadel einführen, bis sie den Oberschenkelhals kontaktiert; Überprüfen Sie die Position der Nadel durch Fluoroskopie. Injizieren Sie eine kleine Menge der vorbereiteten Lösung (<5 ml) und stellen Sie sicher, dass die injizierte Flüssigkeit in der Gelenkkapsel mit einem Bild aus der Durchleuchtung enthalten ist.
    6. Injizieren Sie 20-30 ml der Kontrastmischung. Wenn ein zusätzlicher Widerstand gegen die Injektion beobachtet wird, lassen Sie ein Mitglied des Studienteams manuell Traktion auf die Hüfte anwenden, indem Sie am Knöchel des Teilnehmers ziehen, während der Teilnehmer das Kopfteil des Tisches ergreift, um der Bewegung des Oberkörpers zu widerstehen. Injizieren Sie gegebenenfalls die verbleibende Kontrastmischung.
    7. Überprüfen Sie durch Durchleuchtung, dass das Kontrastmittel den Gelenkraum ausfüllt und den Oberschenkelkopf bedeckt, wenn Traktion angewendet wird.
    8. Übertragen Sie den Patienten in einem Rollstuhl oder Bett auf den CT-Scanner, um den Kontrastverlust innerhalb der Gelenkkapsel zu minimieren.
  2. Traktions- und CT-Bildgebung
    1. Helfen Sie dem Teilnehmer in Rückenlage auf dem CT-Portal.
    2. Legen Sie die Hasen-Traktionsschiene unter das interessierende Bein und stellen Sie sicher, dass die proximal gepolsterte Stange nur distal auf dem Ischium ruht. Befestigen Sie die Klettverschlüsse um oberschenkel und knöchel des Teilnehmers und tragen Sie leichte Traktion auf.
    3. Nehmen Sie ein Scout-Bild auf und stellen Sie das Sichtfeld so ein, dass es das gesamte Becken und die proximalen Oberschenkelknochen direkt unter dem kleineren Trochanter für die Hüften umfasst. Legen Sie ein separates Sichtfeld fest, um die distalen Oberschenkelknochen und proximalen Tibias für die Knie einzubeziehen.
    4. Wenden Sie zusätzliche Traktion an (lassen Sie ein Mitglied des Forschungsteams am Knöchel ziehen, während ein anderes den Gurt der Hasentraktionsschiene festzieht), um die Trennung des Gelenkraums zu gewährleisten. Erfassen Sie Bilder mit 120 kVp, 1,0 mm Scheibendicke, 200 - 400 mAs für die Hüfte und 120 kVp, 3,0 mm Scheibendicke und 150 mAs für die Knie. Verwenden Sie CARE Dose, eine automatisierte Belichtungssteuerung, die den Röhrenstrom entsprechend der Bildqualität moduliert, um die Strahlungsbelastung für den Teilnehmer zu minimieren.
    5. Lösen und entfernen Sie die Hasenzugschienenvorrichtung. Unterstützen Sie den Teilnehmer in eine stehende Position und stellen Sie sicher, dass er sich wohl fühlt, Gewicht zu nehmen und auf dem Glied mobil zu sein, bevor er gehen kann.

2. Duale Fluoroskopie Bildgebung

  1. System-Setup
    1. Wenden Sie die Anthropometrie19 an, um die Höhe des Hüftgelenks basierend auf der vom Teilnehmer gemeldeten Höhe zu schätzen, und verwenden Sie diese Messung, um die gewünschte Höhe des Zentrums des Sichtfelds des Systems zu schätzen.
    2. Positionieren Sie die Bildverstärker ca. 50° voneinander entfernt auf der Seite des instrumentierten Laufbandes entsprechend der interessierenden Hüfte (Abbildung 1).
    3. Positionieren Sie die Röntgenstrahler so, dass sie auf die Bildverstärker gerichtet sind. Stellen Sie sicher, dass der Abstand zwischen der Emitterquelle und der Fläche der Bildverstärker ca. 100-110 cm beträgt.
      HINWEIS: Der empfohlene Abstand zwischen der Emitterquelle und der Fläche der Bildverstärker variiert je nach Systemspezifikation und Kollimator im Röntgenstrahler.
    4. Verbinden Sie die Mitte der Fläche des Bildverstärkers und den entsprechenden Röntgenstrahler jedes Fluoroskoppaares mit Saiten oder Maßbändern. Stellen Sie sicher, dass sich die Saiten (oder Bänder) an der gewünschten Stelle kreuzen (d. h. an der erwarteten Stelle des Hüftgelenks).
    5. Befestigen Sie die Platte mit drei Lasern am Sender und den Spiegel am Bildverstärker. Schalten Sie die Laser ein und verfeinern Sie die Ausrichtung jedes Senders und Bildverstärkers basierend auf der Reflexion der Laser zurück zur Laserquelle.
  2. Kalibrierbilder
    1. Bereiten Sie sich auf die Verwendung von Strahlung vor, indem Sie Blei anbringen und Beschilderungen an den Eingängen zum Raum anbringen. Minimieren Sie die Exposition, indem Sie das Personal einen Schutz tragen, der eine bleierne Weste, einen Rock, Handschuhe und eine Brille umfasst. Schalten Sie die Fluoroskope ein und lassen Sie die Systeme bei Bedarf aufwärmen.
    2. Stellen Sie die Fluoroskope für alle Kalibrierbilder auf 64 kVp und 1,4-1,6 mAoder wie anderweitig gewünscht ein.
    3. Öffnen Sie die Kamerasteuerungssoftware auf dem Computer und wählen Sie die entsprechenden Kameras als Slave und Masteraus. Verwenden Sie die externe Synchronisierung mit der Master-Kamera von der Slave-Kamera, um die beiden Kameras zu synchronisieren.
      HINWEIS: Speichern Sie für alle aufgezeichneten Aktivitäten die gleichen Bilder von beiden Dual-Fluoroskopie-Kameras. Frames werden mit einer Zahl identifiziert, die die Anzahl der Frames vor dem elektronischen Triggersignal darstellt.
    4. Überprüfen Sie die Ausrichtung des Systems, indem Sie eine kreisförmige Metallscheibe an der Mitte des Bildverstärkers befestigen und die Fadenkreuzhalterung am Emitter befestigen.
      HINWEIS: Sobald die Ausrichtung überprüft wurde, ist es wichtig, eine Kontaktaufnahme mit dem System zu vermeiden.
    5. Befestigen Sie das Plexiglasgitter mit Schrauben an einem der Bildverstärker; Minimieren Sie die bei diesem Prozess ausgeübte Kraft, um eine Änderung der Ausrichtung zu vermeiden. Erfassen Sie Durchleuchtungsbilder und speichern Sie 100 Bildrahmen von jeder Dual-Fluoroskopie-Kamera des Gitters. Entfernen Sie das Raster, und wiederholen Sie den Vorgang für den anderen Bildverstärker.
    6. Platzieren Sie den 3D-Kalibrierwürfel innerhalb des kombinierten Sichtfeldes der beiden Fluoroskope. Platzieren Sie dazu den Würfel auf einem Hocker oder einer Plattform, die radiotransluzent ist, und überprüfen Sie visuell, ob sich der größte Teil oder der gesamte Würfel im Sichtfeld befindet. Richten Sie den Würfel so aus, dass sich die Kalibrierperlen für keine der beiden Dual-Fluoroskopie-Kameraansichten überlappen. Erfassen Sie Bilder und speichern Sie 100 Bildrahmen des Würfels.
    7. Bevor Sie den Würfel verschieben, messen und notieren Sie die ungefähre Position des Ursprungs des Würfels von jedem Emitter mit dem Koordinatensystem des Würfels. Entfernen Sie den Cube und alle zugehörigen Plattformen.
    8. Messen und erfassen Sie den Abstand zwischen der Emitterquelle und der Fläche des Bildverstärkers für jedes Fluoroskop.
    9. Befestigen Sie das Perlenplexiglas mit einem Gummiband an einer langen Stange oder einem Lineal und bewegen Sie es zufällig, um Bewegungen zu ermöglichen, die das gesamte Sichtfeld des Systems bereichen. Stellen Sie sicher, dass das Forschungspersonal den Weg der Strahlung und den Verschleißschutz achtet, um die Exposition zu minimieren (siehe Schritt 2.2.1). Speichern Sie 100 Bildbilder der Bewegung.
    10. Setzen Sie die Bilduhr zurück, die zum Verfolgen der Belichtungszeit verwendet wird.
  3. Statische Erprobung und Anpassung der Parameter
    1. Messen Sie die Höhe des größeren Trochanters, um sicherzustellen, dass die Systemhöhe für den Teilnehmer geeignet ist.
      1. Tasten Sie den Oberschenkel ab, um die knöcherne Prominenz des größeren Trochanters zu finden und den überlegensten Punkt zu lokalisieren, wie es möglich ist.
      2. Da sich der überlegene größere Trochanter ungefähr auf der gleichen Höhe wie das Hüftgelenk befindet, messen Sie die Höhe vom Boden bis zu diesem Punkt und vergleichen Sie sie mit der Höhenschätzung, die zum Aufbau des dualen Durchleuchtungssystems verwendet wurde.
      3. Passen Sie bei Bedarf die Systemhöhe an und kalibrieren Sie sie neu, während der Teilnehmer für die Datenerfassung vorbereitet wird.
    2. Machen Sie den Teilnehmer mit dem Durchleuchtungssystem vertraut und informieren Sie ihn, dass er das Forschungsteam benachrichtigen muss, wenn er während der Bildgebungssitzung mit einem der Geräte in Kontakt kommt, da der Kontakt mit dem System die Genauigkeit seiner Daten negativ beeinflusst.
    3. Lassen Sie den Teilnehmer auf das Laufband treten und im Sichtfeld des dualen Durchleuchtungssystems stehen. Überprüfen Sie die Ausrichtung der Teilnehmer aus der Perspektive jedes Emitters und notieren Sie diese Position aus der Perspektive, wo jedes Mitglied des Forschungsteams während der Bildgebung stehen oder sitzen wird.
    4. Schätzen Sie die Bildparameter (kVp und mA jedes Emitters und die Belichtung der Dual-Fluoroskopie-Kameras) basierend auf dem Body-Mass-Index (BMI) des Teilnehmers und stellen Sie jedes Fluoroskop entsprechend ein.
      HINWEIS: Für die referenzierte Kohorte lagen die Durchleuchtungseinstellungen zwischen 78 und 104 kVp und 1,9-3,2 mA mit Kamerabelichtungen von 4,5-7,0 ms.
    5. Erfassen Sie Bilder des Teilnehmers im Stehen und bewerten Sie die Bilder auf Kontrast und Sichtfeld.
      HINWEIS: Ein erhöhter kVp ist mit einer erhöhten Röntgenstreuung (erhöht das Rauschen und verringert den Kontrast), einer niedrigeren Bildauflösung und einem geringeren Kontrast verbunden.
    6. Passen Sie die Parameter und/oder die Ausrichtung der Teilnehmer an und wiederholen Sie die Bildaufnahme nach Bedarf.
    7. Speichern Sie 100 Frames der endgültigen Bilder, um sie als statische Testversion zu verwenden.
  4. Dynamische Versuche (Abbildung 2)
    1. Lassen Sie den Teilnehmer vor Beginn der dualen Durchleuchtung eine bekannte Strecke zurücklegen, während er getakt wird. Verwenden Sie dies, um die selbst gewählte Gehgeschwindigkeit sowohl für das Niveau- als auch für das Steigungsgehen auf dem Laufband zu bestimmen.
    2. Lassen Sie den Teilnehmer einen bleiernen Schilddrüsenkragen anführen, um die Schilddrüse zu schützen.
    3. Lassen Sie den Forscher bei dynamischen Aufnahmen die Dual-Fluoroskopie-Kamerasteuerung am Dual-Fluoroskopie-Arbeitsplatz hinter den Bleischild treten und beobachten Sie den Teilnehmer durch das Sichtfenster des Schildes (Abbildung 3).
    4. Für die Durchführung aller Gehversuche:
      1. Informieren Sie den Teilnehmer vor dem Start des Gürtels des Laufbandes. Fahren Sie die Geschwindigkeit des Laufbandes auf die entsprechende Gehgeschwindigkeit und lassen Sie den Gang des Teilnehmers normalisieren, bevor Sie Bilder sammeln.
      2. Erwerben und speichern Sie für jede Gehaktivität mindestens zwei volle Gangzyklen.
      3. Für die geneigte Gehaktivität lassen Sie den Teilnehmer vom Laufband steigen. Entriegeln Sie das Laufband, stellen Sie die Neigung auf 5°ein und verriegeln Sie das Laufband erneut, bevor der Teilnehmer wieder auf das Laufband tritt, um die Aktivität auszuführen.
      4. Wiederholen Sie die Bildgebung, so dass die Aktivität zweimal aufgezeichnet wird.
      5. Wiederholen Sie den gleichen Vorgang (Schritt 2.4.4.3), um das Laufband nach Abschluss der Aktivität abzusenken.
    5. Für die Pivot-Aktivitäten:
      1. Lassen Sie den Teilnehmer seine Körperposition und Füße um ca. 45° von der Vorderseite des Laufbandes entgegen der Richtung des Drehpunkts drehen. Stellen Sie bei Bedarf sicher, dass jeder Fuß vollständig auf einem einzigen Gurt des Dual-Belt-Laufbandes platziert ist, um eine einfache Verarbeitung der Kraftplattendaten zu ermöglichen.
      2. Lassen Sie den Teilnehmer mehrere Drehungen zu und von seinem Endbewegungsbereich durchführen, während Er auf die Ausrichtung des Beckens im Endbewegungsbereich achtet. Stellen Sie sicher, dass die Bewegung reibungslos ausgeführt wird, da der Drehpunkt keine Beschleunigung erfordert, um die endgültige Position zu erreichen.
      3. Lassen Sie den Teilnehmer basierend auf der Position des Beckens im Endbewegungsbereich seine Füße so drehen und/oder übersetzen, dass das Becken auf dem Laufband nach vorne zeigt und die interessierende Hüfte in der Mitte des kombinierten Sichtfeldes der Fluoroskope am Ende des Drehpunkts liegt.
      4. Sobald die Position optimiert ist, lassen Sie den Teilnehmer den Pivot während der Dual-Fluoroskopie-Bildgebung durchführen und speichern Sie alle Bilder, in denen der Femur und das Becken in beiden Dual-Fluoroskopie-Kameraansichten (ca. 200-400 Bilder) sichtbar sind, zentriert um den Endbereich der Bewegung, wobei so viel wie möglich vom Pivot erfasst wird.
      5. Wiederholen Sie die Bildgebung, so dass die Aktivität zweimal aufgezeichnet wird.
    6. Für die Entführungs-Adduktionstätigkeit:
      1. Lassen Sie den Teilnehmer im Sichtfeld der Fluoroskope stehen und heben Sie das interessierende Bein ca. 45° zur Seite. Erinnern Sie den Teilnehmer daran, Rumpfbewegungen zu vermeiden und den Bewegungsumfang bei Bedarf zu reduzieren.
      2. Erfassen und speichern Sie alle Bilder, bei denen Der Oberschenkelknochen und das Becken in beiden Doppelfluoroskopie-Kameraansichten sichtbar sind (ca. 200-400 Bilder).
      3. Wiederholen Sie die Bildgebung, so dass die Aktivität zweimal aufgezeichnet wird.
    7. Für das dynamische Hüftgelenkzentrum oder die Sternbogenaktivität20
      1. Lassen Sie den Teilnehmer im Sichtfeld des dualen Durchleuchtungssystems stehen und heben und senken Sie sein Bein anterior und in 45° -Schritten von 180 °, was mit einer hinteren Anhebung und einem niedrigeren Bein endet. Bevor Sie ihr Bein wieder auf den Boden legen, lassen Sie den Teilnehmer sein Bein umrunden und in eine stehende Position zurückkehren.
    8. Sobald der Teilnehmer mit der Bewegung vertraut ist und sie in ca. 6-8 s abschließen kann, erfassen und speichern Sie Bilder der Aktivität.
      HINWEIS: Aufgrund der Länge der Studie wird bei der Dual-Fluoroskopie nur eine Aktivität erfasst.
  5. Zusätzliche Kalibrierbilder
    1. Wenn der Teilnehmer zu irgendeinem Zeitpunkt während der Datenerfassung glaubt, dass er mit einem Teil der fluoroskopischen Ausrüstung in Kontakt gekommen ist, stellen Sie die Gitter und den Würfel ab und speichern Sie alle Dateien für die Kalibrierung.
    2. Nach Abschluss der Datenerfassung können Sie die Raster und den Cube abbilden und alle Dateien für die Kalibrierung speichern, um als Backup zu dienen, wenn Probleme mit der Erstkalibrierung auftreten.

3. Skin Marker Motion Capture und instrumentiertes Laufband

  1. System-Setup
    1. Fokussieren Sie das optische Motion-Capture-System auf das Laufband (Abbildung 3). Aufgrund der möglichen Probleme bei der Visualisierung des Teilnehmers im Sichtfeld des dualen Durchleuchtungssystems sollten Sie darauf vorbereitet sein, die Infrarotkameras präzise zu positionieren, um eine genaue Visualisierung zu gewährleisten (Abbildung 2).
    2. Schalten Sie das System ein und verwenden Sie eine Reihe von Markern, um sicherzustellen, dass das duale Durchleuchtungssystem die Visualisierung des gewünschten Sichtfeldes nicht verhindert.
    3. Überprüfen Sie, ob die Markierungen klar und kreisförmig sind und passen Sie den Fokus der Infrarotkameras bei Bedarf an.
    4. Stellen Sie sicher, dass die Fluoroskope abgedeckt sind, um reflektierende Oberflächen zu reduzieren. Überprüfen Sie jede Infrarotkamera und maskieren Sie die Kameraansicht, wenn die reflektierenden Objekte nicht abgedeckt werden können.
    5. Richten Sie die Motion-Capture-Software so ein, dass sie ein externes 5-V-Signal vom elektronischen Trigger einfängt, der zur Beendigung der Kameraerfassung des Dual-Fluoroskopiesystems verwendet wird. Verwenden Sie diesen Trigger, um die Daten aus den beiden Systemen zeitlich zu synchronisieren.
  2. Kalibrierung
    1. Sobald das System eingeschaltet und bereit ist, verwenden Sie den aktiven Kalibrierstab, um die optischen und Infrarot-Motion-Capture-Kameras gleichzeitig zu kalibrieren. Stellen Sie sicher, dass der gesamte Bereich innerhalb des Dual-Fluoroskopie-Systems während der Kalibrierung gründlich erfasst wird, während der Kontakt mit Geräten vermieden wird.
      HINWEIS: Zauberstabbewegungen, die dem Werfen von Essen in einer Pfanne ähneln, haben gut funktioniert.
    2. Aufgrund der Hindernisse, die durch das duale Durchleuchtungssystem verursacht werden, können die Kalibrierwerte schlechter sein als normalerweise für die optische Bewegungserfassung beobachtet. Führen Sie die Kalibrierung so durch, dass alle Infrarotkameras Bildfehler von weniger als 0,2 aufweisen.
      HINWEIS: Der Bildfehler für die Videokamera ist höher, wenn auch immer noch kleiner als 0,5. Die Videokamera wird nicht speziell für die Quantifizierung von Bewegungen verwendet, sondern nur für die visuelle Aufzeichnung der Bewegungserfassung.
    3. Während der Erfassung des Würfelversuchs für die Dual-Fluoroskopie erfassen Sie den Würfel auch mit den Motion-Capture-Infrarotkameras. Stellen Sie sicher, dass auf dem Würfel reflektierende Marker angebracht sind, damit die Position mit Kameras sowohl aus dem Motion-Capture- als auch aus dem Dual-Fluoroskopie-System abgebildet werden soll.
  3. Markersatz und Platzierung
    1. Vor der Ankunft des Teilnehmers doppelseitiges Klebeband (Toupetband) ausschneiden und auf die Basis von 21 kugelförmigen reflektierenden Hautmarkern auftragen. Um die Langlebigkeit der Marker zu gewährleisten, stellen Sie sicher, dass das Klebeband oder die Haut nicht mit den reflektierenden Markern in Berührung kommt.
    2. Für jede der fünf Markerplatten (zwei am Schaft, zwei am Oberschenkel, eine auf der Rückseite; Abbildung 4), tragen Sie Sprühkleber auf die Hautseite des Stoffbandes auf und wickeln Sie es fest um den Teilnehmer. Erkundigen Sie sich beim Teilnehmer, ob sich die Gurte eng anfühlen (aber nicht unangenehm sind). Reinigen Sie die Hände von überschüssigem Sprühkleber, bevor Sie den Rest des Markersatzes anhaften.
    3. Tragen Sie fünf Marker, die nur zur Kalibrierung verwendet werden, auf das Schlüsselbein, die medialen Knie bzw. die mediale Malleoli auf.
    4. Wenden Sie die verbleibenden 16 Marker auf die vorderen oberen Beckenstacheln (ASIS), die hinteren oberen Beckenstacheln (PSIS), den größeren Trochanter des abgebildeten Femurs, die Schultern, das Brustbein, die seitlichen Knie, die seitlichen Malleoli und die Füße an (Abbildung 4).
    5. Bitten Sie den Teilnehmer, das Studienteam zu informieren, wenn sich während der Datenerfassung Marker oder Gurte lösen.
  4. Statischer Versuch
    1. In Verbindung mit dem statischen Stehversuch aus der Dual-Fluoroskopie erfassen Sie einen Stehendestversuch zur Bewegungserfassung.
    2. Beschriften Sie alle Marker. Wenn Marker während der erfassten statischen Aktivität von mindestens drei Infrarotkameras nicht sichtbar sind, stellen Sie ein statisches Bild wieder her, um sicherzustellen, dass alle Marker sichtbar sind.
    3. Entfernen Sie die reinen Kalibrierungsmarker und lassen Sie den Teilnehmer ein Schilddrüsenhalsband anziehen, um während der restlichen Datenerfassung Strahlenschutz zu bieten.
  5. Dynamische Versuche
    1. Erfassen Sie für jede der dynamischen Versuche, die mit dem Dual-Fluoroskopie-System erfasst wurden, Motion-Capture-Videos, um sicherzustellen, dass die Gesamtheit jedes Dual-Fluoroskopie-Videos innerhalb der Grenzen der Motion-Capture-Erfassung liegt.
    2. Stellen Sie sicher, dass der Bruch des 5-V-Signals vom elektronischen Auslöser des Dual-Fluoroskopie-Systems in jedem Versuch erfasst wird.

4. Bildvorverarbeitung

  1. CT-basiertes Modell
    1. Segmentieren Sie den proximalen und distalen Femur der interessierenden Seite und das gesamte Becken, da diese Knochen zur Verfolgung und / oder Koordinatensystemgenerierung verwendet werden.
    2. Stellen Sie sicher, dass die Segmentierungen in allen drei Abbildungsebenen repräsentativ für die Knochenform sind und relativ glatt erscheinen.
      HINWEIS: Die Fähigkeit, Arthrokinematik zu analysieren, hängt davon ab, dass durch sorgfältige Segmentierung qualitativ hochwertige Rekonstruktionen erhalten werden.
    3. Konvertieren Sie die Bilddaten in Unsigned char (8 Bit) und passen Sie sie bei Bedarf mit Offset und Skalierung an, um ein Bild mit einem Bereich von 0 bis 255 zuerzeugen.
    4. Isolieren Sie nur die Knochenregion im konvertierten Bild und schneiden Sie um die Grenzen des Knochens herum. Notieren Sie die Abmessungen der zugeschnittenen Bilder.
    5. Speichern sie als 2D-TIFF-Format.
    6. Öffnen Sie das Bild, ändern Sie den Typ in 16-Bit,und speichern Sie es als einzelne 3D-TIFF-Datei.
  2. Oberflächenrekonstruktion
    1. Generieren Sie Flächen aus den Segmentierungsbeschriftungen, glätten und dezimieren Sie die Flächen iterativ, um sicherzustellen, dass die Flächen in einer einzigen Iteration nie um mehr als die Hälfte reduziert werden.
      HINWEIS: Mit dem beschriebenen Verfahren beträgt die Zielanzahl der Gesichter ungefähr 30.000 für jede proximale und distale Femuroberfläche und 70.000 für jede Hemi-Becken-Oberfläche.
    2. Exportieren Sie jede Fläche als Flächennetz im *.vtk-Format zur Verwendung als Modelldatei zur Identifizierung von Landmarken.
  3. Landmarkenidentifikation für das Koordinatensystem
    1. Identifizieren Sie Landmarken des Femurs für die Erzeugung des Femurkoordinatensystems (Abbildung 5).
      HINWEIS: Die unten angegebenen Parameter sind spezifisch für den referenzierten Datensatz und die Bildgebungsprotokolle. Möglicherweise müssen Werte geändert werden, um die Sehenswürdigkeiten entsprechend auszuwählen.
      1. Öffnen Sie den proximalen Femur als Modelldatei. Öffnen Sie die Post-Symbolleiste und das Datenbedienfeld, um ein Standardfeld mit 1-Princ-Krümmunghinzuzufügen, wählen Sie eine Glätte von 10 und visualisieren Sie dann das Ergebnis. Überwählen Sie die Flächen des Femurkopfes und verwenden Sie die Option "Bereich auswählen" im Bedienfeld "Bearbeiten", um nur negative Krümmungen einzubeziehen. Heben Sie die Auswahl ausgewählter Gesichter auf, die nicht zum Femurkopf gehören. Exportieren Sie diese Femurkopfoberfläche als Oberflächennetz im *.k-Format für eine Kugelpassform, um das Zentrum des Femurkopfes zu bestimmen.
      2. Tragen Sie mit einem ähnlichen Verfahren die 1-Princ-Krümmung auf den distalen Femur mit der Glätte von 5 auf und wählen Sie erneut den Bereich, um nur die Gesichter mit negativer Krümmung einzubeziehen. Exportieren Sie diese Femurkondylenoberfläche für eine Zylinderpassung, um die medial-laterale Achse zu bestimmen.
      3. Tragen Sie die 2-Princ-Krümmung auf den distalen Femur unter Verwendung einer Glätte von 3auf. Markieren Sie die Grate der Epicondyles und wählen Sie den Bereich mit einem oberen Cut-off von -0,1 aus. Exportieren Sie diese Flächen, um eine Ebene zu erzeugen, und verwenden Sie sie, um die Flächen der hinteren Kondylen für die Zylinderpassung zu isolieren.
    2. Identifizieren Sie Landmarken des Beckens für die Erzeugung des Beckenkoordinatensystems (Abbildung 5).
      HINWEIS: Die unten angegebenen Parameter sind spezifisch für den referenzierten Datensatz und die Bildgebungsprotokolle. Möglicherweise müssen Werte geändert werden, um die Sehenswürdigkeiten entsprechend auszuwählen.
      1. Tragen Sie für jedes Hemi-Becken eine 2-Princ-Krümmung mit einer Glätte von 5 auf und wählen Sie den Bereich, um nur positive Flächen einzubeziehen, um die Lunatenoberfläche des Acetabulums zu isolieren. Exportieren Sie die Lunatenoberfläche und verwenden Sie eine Kugelpassung, um das Zentrum des Acetabulums zu bestimmen.
      2. Tragen Sie die 2-Princ-Krümmung mit einer Glätte von 2 erneut auf und wählen Sie alle Gesichter mit einer Krümmung von weniger als -0,15 aus, um die Wirbelsäulen des Beckens hervorzuheben. Wählen Sie Punkte am Rand dieser Stacheln, die ASIS und PSIS am besten als Landmarken darstellen, und zeichnen Sie sie auf.

5. Knochenbewegungsverfolgung

  1. Kalibrierung
    1. Identifizieren Sie 12 Perlen in jedem der Würfelbilder der Dual-Fluoroskopie-Kameras (gesammelt in Schritt 2.2.6). Basierend auf den kalibrierten Abständen zwischen den einzelnen Perlen des Würfels und den Messungen der Position des Würfels innerhalb des dualen Durchleuchtungssystems bestimmen Sie die räumliche Orientierung jedes Fluoroskops durch Minimierung des Projektionsfehlers der Quadratsumme zwischen den projizierten und bekannten Perlenpositionen.
    2. Verwenden Sie die Rasterbilder, um Bildverzerrungen zu korrigieren, und wenden Sie die Korrektur auf alle Bilder an, die diesem Rasterbild zugeordnet sind.
    3. Verwenden Sie die Bewegungsbilder, um die dynamische Genauigkeit des Systems zu quantifizieren, und verwenden Sie markerbasiertes Tracking, um es zu verfolgen.
  2. Markerloses Tracking
    1. Fügen Sie die Position der ausgewählten Landmarken zur knochenspezifischen Parameterdatei hinzu und erfassen Sie die dynamische Position dieser Landmarken im Dual-Fluoroskopie-System als Ausgabe für alle verfolgten Frames.
    2. Bestimmen Sie die Frames, die verfolgt werden sollen (basierend auf den kinematischen Daten aus der Bewegungserfassung, siehe Schritt 6.1.2) und öffnen Sie die markerlose Tracking-Software mit der zugehörigen knochenspezifischen Parameterdatei.
    3. Wählen Sie einen Rahmen innerhalb des gewünschten Bereichs mit guter Visualisierung des Knochens und richten Sie das CT-basierte digital rekonstruierte Röntgenbild (DRR) des interessierenden Knochens (entweder proximaler Femur oder Hemi-Becken) manuell mit den sechs in der Software verfügbaren Freiheitsgraden aus (Abbildung 6).
      HINWEIS: Da die meisten Versuche in einer Position beginnen, die dem Stehen ähnelt, kann diese Ausgangsposition wahrscheinlich als Ausgangspunkt für alle Versuche verwendet werden.
    4. Sobald der DRR des Knochens in beiden Ansichten gut ausgerichtet angezeigt wird, speichern Sie die Lösung, indem Sie im Bedienfeld "Lösungen" auf die Schaltfläche "Manuell" klicken.
      HINWEIS: Jedes Mal, wenn eine Lösung gespeichert wird, werden die Orientierungsparameter und der normalisierte Kreuzkorrelationskoeffizient als Referenz dargestellt. Der normalisierte Kreuzkorrelationskoeffizient wird basierend auf allen Pixeln mit Werten ungleich Null sowohl für das Fluoroskop als auch für die Knochen-DRRs berechnet.
    5. Wenden Sie den Optimierungsschritt diagonale Hessische Suche (DHS) an, indem Sie im Bedienfeld "Lösungen" auf die Schaltfläche "DHS" klicken und das Ergebnis überprüfen. Wenn das optimierte Ergebnis bevorzugt wird, fahren Sie mit dem nächsten Frame um. Nehmen Sie andernfalls alle erforderlichen Anpassungen vor und speichern Sie erneut, indem Sie im Bedienfeld "Lösungen" auf die Schaltfläche "Manuell" klicken. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis eine zufriedenstellende Lösung gefunden ist.
      HINWEIS: Bei schlechtem Bildkontrast führt der Optimierungsalgorithmus möglicherweise nicht immer zu einem zufriedenstellenden Ergebnis.
    6. Wiederholen Sie diesen Vorgang für jeden fünften Frame, wobei Sie die Lösung für den vorherigen Frame als Ausgangspunkt verwenden. Verwenden Sie die DHS-Optimierung, um den Prozess zu automatisieren.
    7. Um den ersten Durchlauf der Nachverfolgung abzuschließen, verwenden Sie ein anderes Werkzeug, das über lineare Projektion (LP) interpoliert und Lösungen zwischen den verfolgten Frames optimiert, indem Sie im Bedienfeld "Lösungen" auf die Schaltfläche "LP + DHS-Bereich" klicken. Geben Sie im Fenster den Satz der zu verfolgenden Frames und die beiden Frames ein, die als Referenz verwendet werden sollen.
      HINWEIS: Bei den beiden Referenzrahmen kann es sich um beliebige Frames innerhalb des identifizierten Framesatzes erweisen. Die Verwendung des ersten und letzten Rahmens bietet jedoch Grenzen für die Orientierung der Knochen innerhalb des Rahmenbereichs, was bei geringem Kontrast von Vorteil sein kann.
    8. Überprüfen und verfeinern Sie jeden Frame der Studie, indem Sie sowohl manuelle als auch DHS-basierteLösungen verwenden. Verwenden Sie das Diagramm der Parameter, um sicherzustellen, dass der Korrelationskoeffizient ausreichend hoch ist und dass die Ausrichtung des Knochens keine plötzlichen Sprünge in einem Parameter aufweist.
    9. Um eine genaue Nachverfolgung zu gewährleisten, lassen Sie einen anderen Forscher die Lösung für jeden Frame überprüfen und alle erforderlichen Änderungen an den Lösungen vornehmen.
    10. Wiederholen Sie die Schritte 5.2.1-5.2.9 für jeden Knochen.
  3. Visualisierung von Bewegungen
    1. Öffnen Sie die Femur- und Beckenoberflächen in der Software zur kinematischen Visualisierung. Konvertieren Sie die Flächen bei Bedarf mithilfe der Funktion "In Netz konvertieren" in Netze. Wählen Sie beide Flächen aus und exportieren Sie sie als Flächennetz im *.k-Format.
    2. Generieren Sie mithilfe der Ausgabe aus dem Tracking eine Textdatei mit den Koordinatentransformationen für jeden Knochen und Rahmen.
      HINWEIS: Die Reihenfolge der Flächen muss mit der Reihenfolge der Transformationen übereinstimmen.
    3. Zur Visualisierung der Kinematik verwenden Sie das Kinemat-Tool und die beiden oben genannten Dateien aus den Schritten 5.3.1 und 5.3.2, um die Kinematik zu animieren. Stellen Sie mithilfe einer halbtransparenten Fläche oder des Flächenabstandswerkzeugs sicher, dass die animierte Kinematik angemessen aussieht und dass die Flächen einen angemessenen Abstand zwischen ihnen aufweisen. Kehren Sie ggf. zu Schritt 5.2.8 zurück.

6. Datenanalyse

  1. Hautmarkerkinematik
    1. Verarbeiten Sie innerhalb der Motion-Capture-Software alle Dateien stapelweise, um das statische Modell und die Etikettenmarkierungen anzuwenden. Entfernen Sie nach Abschluss der Testphase alle unbeschrifteten Trajektorien.
      HINWEIS: Aufgrund der Hindernisse des dualen Durchleuchtungssystems kann eine mehr manuelle Lückenfüllung als üblich erforderlich sein.
    2. Verwenden Sie die kinematischen und Kraftmessplattendaten, um dynamische Ereignisse wie Zehen-Ab- oder Fersenschlag während des Ganges oder maximalen Bewegungsumfang für Schwenkaktivitäten zu identifizieren. Bestimmen Sie die Frames, die für die Verfolgung von Dual-Fluoroskopie-Daten von Interesse sind.
    3. Exportieren Sie alle Versuchsdaten für die kinematische Verarbeitung im *.c3d-Format, einschließlich analoger Daten (d. h. Trigger- und Kraftmessplattendaten) und Markertrajektorien.
    4. Wenden Sie die gewünschte Modellvorlagendatei (gespeichert als *.mdh-Dateiformat) auf den statischen Versuch an, und weisen Sie dieses Modell dann den Bewegungsdateien zu.
      HINWEIS: Für die Analyse wurde ein Modell der unteren Extremitäten mit einem verallgemeinerten Kopf-Bauch-Thorax-Segment (HAT) der International Society of Biomechanics (ISB) und dem CODA-Becken, einem Beckensegmentmodell, das von den beiden ASIS und dem Zentrum der PSIS-Landmarken definiert wurde, verwendet.
  2. Duale Fluoroskopie-Kinematik
    1. Isolieren Sie interessante Frames und stellen Sie sicher, dass nur zusammenhängende Frames enthalten sind, die sowohl für den Femur als auch für das Becken verfolgt werden.
    2. Filtern Sie Landmarkenpositionen mit einem Butterworth-Tiefpassfilter (0,12 normalisierte Cutoff-Frequenz aus der Restanalyse und Filter4. Ordnung).
    3. Verwenden Sie die gefilterten Positionen der Landmarken während jedes Bewegungsversuchs, um die dynamische Position des Femurkoordinatensystems zu verfolgen (Abbildung 5).
      1. Definieren Sie den Femurursprung als kugelpassendes Zentrum des Femurkopfes.
      2. Definieren Sie die Femur-z-Achse (inferior-superior-Achse) zwischen der Mitte des Knies und dem Ursprung und zeigen Sie überlegen.
      3. Definieren Sie die Femur-x-Achse (medial-laterale Achse) als die lange Achse eines Zylinders, der an den Femurkondylen angebracht istund nach links zeigend ist. Um den Bereich der Kondylen zu isolieren, der mit einem Zylinder dargestellt werden soll, passen Sie eine Ebene an die Epicondyle-Oberflächen an und isolieren Sie den hinteren Teil der Femurkondylen.
      4. Definieren Sie die Femur-y-Achse (anterior-posterior) als Kreuzprodukt der definierten z- und x-Achse, die nach vorne zeigen. Korrigieren Sie die Ausrichtung der x-Achse, um ein orthogonales Koordinatensystem zu erzeugen.
    4. Verwenden Sie die gefilterten Positionen der Landmarken während jedes Bewegungsversuchs, um die dynamische Position des Beckenkoordinatensystems zu verfolgen (Abbildung 5).
      1. Definieren Sie den Beckenursprung als Zentrum der beiden ASIS-Landmarken.
      2. Definieren Sie die Becken-y-Achse (vordere hintere Achse) zwischen der Mitte der beiden PSIS-Landmarken und dem Ursprung, der nach vorne liegt.
      3. Definieren Sie die Becken-x-Achse (medial-laterale Achse) zwischen dem Ursprung und der rechten ASIS-Landmarke, die nach rechts zeigen.
      4. Definieren Sie die Becken-z-Achse (inferior-superior-Achse) als Kreuzprodukt der definierten x- und y-Achse, die überlegen zeigen. Korrigieren Sie die Ausrichtung der x-Achse, um ein orthogonales Koordinatensystem zu erzeugen.
    5. Generieren Sie die Rotationsmatrix zwischen den Koordinatensystemen und berechnen Sie die Gelenkkinematik gemäß MacWilliams und Kollegen Gleichung 11 (Abbildung 7)21.
    6. Berechnen Sie Gelenkübersetzungen, indem Sie den Vektorabstand zwischen den Kugelpasszentren des Femurkopfes und der Lunatenoberfläche des Acetabulums in das Beckenkoordinatensystem transformieren.
      HINWEIS: Dies bietet einen einzelnen Vektor, um die gemeinsame Übersetzung für jeden Bildrahmen darzustellen.
  3. Arthrokinematik
    1. Visualisieren Sie die Kinematik wie in Schritt 5.3 beschrieben, um die fachspezifische Arthrokinematik zu animieren (Abbildung 8).
    2. Wenden Sie das Datenfeld für die Oberflächenentfernung an, um die Abstände zwischen den Femur- und Beckenoberflächen während jeder dynamischen Aktivität zu messen (Abbildung 8).
      HINWEIS: Diese Daten liefern auch eine Quantifizierung des relativen Abstands zwischen Fugenoberflächen, erfordern jedoch eine Interpretation, um die Fugenübersetzung zu quantifizieren.
    3. Exportieren Sie Flächen-zu-Oberfläche-Entfernungen mit dem Flächenabstandswerkzeug, um Daten über alle Teilnehmer hinweg zu quantifizieren.
  4. Vergleich mit Skin Marker Motion Capture
    1. Mit den Würfelbildern und dem Auslöser aus jedem Bewegungsversuch synchronisieren Sie räumlich und zeitlich die dualen Durchleuchtungs- und Motion-Capture-Systeme.
    2. Transformieren Sie die für die Bewegungserfassung von Skinmarkern verwendeten Landmarkenpositionen (z. B. ASIS, PSIS, Kondylen) vom markerlosen Tracking-Koordinatensystem in das Motion-Capture-Koordinatensystem.
    3. Kombinieren Sie diese Daten mit den Markerpositionen aus der Bewegungserfassung und dem Import von Hautmarkern für kinematische und kinetische Analysen und Berichte. Passen Sie die Analyse an, um entweder duale Durchleuchtungs- oder Hautmarkerstandorte für jedes Wahrzeichen zu verwenden und Landmarkenstandorte und Kinematik zwischen den beiden Systemen zu vergleichen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Unter Verwendung der dualen Durchleuchtung als Referenzstandard wurden die Genauigkeit von hautmarkerbasierten Schätzungen des Hüftgelenkszentrums und die Wirkung von Weichteilartefakten auf kinematische und kinetische Messungen quantifiziert22,23,24. Die überlegene Genauigkeit der dualen Durchleuchtung wurde dann verwendet, um subtile Unterschiede in der Becken- und Hüftgelenkskinematik zwischen Patienten mit FAIS und asymptomatischen Kontrollteilnehmern zu identifizieren25. Dual-Fluoroskopie-basierte Arthrokinematik wurde analysiert, um die Hüftgelenksabdeckung, die Beziehung zwischen Morphologie und Kinematik sowie Knochen-zu-Knochen-Abstände während dynamischer Bewegungen zu quantifizieren26,27,28,29.

Vor der Entwicklung eines Protokolls zur Untersuchung der gewichtstragenden Hüftgelenkskinematik wurde das System in Leichenproben mit implantierten Metallperlen während klinischer Rückenuntersuchungen mit einer Genauigkeit von 0,5 mm und 0,6°30validiert. Nach der Validierung wurde die Kinematik während klinischer Untersuchungen mittels dualer Durchleuchtung bei Patienten mit FAIS und asymptomatischen Kontrollteilnehmern gemessen. Die Ergebnisse zeigten, dass die Patienten sowohl in der inneren Rotation als auch in der Adduktion eine veränderte Bewegung hatten31.

Unter Verwendung der tragenden Doppelfluoroskopie als Referenzstandard wurden dann der Fehler bei der Identifizierung der Lage des Hüftgelenkzentrums sowie die durch Weichteilartefakte verursachten Fehler direkt analysiert. Funktionelle Methoden zur Identifizierung des Hüftgelenkzentrums, d.h. der Sternbogenbewegung, wurden als genauer identifiziert als prädiktive, landmarkbasierte Methoden mit Fehlern von 11,0 bzw. 18,1 mm bzw.32. Dynamische Fehler im Hüftgelenkszentrum ähnelten denen aus dem Stehen; Zusätzliche 2,2 mm falsche Hüftgelenksmittelbewegung wurden jedoch auf Weichteilartefakte zurückgeführt, mit Fehlern von mehr als 5 cm während der dynamischen Bewegung für den größeren Trochantermarker23.

Neben den Fehlern bei der Identifizierung des Hüftgelenkzentrums wurden Gelenkwinkel bei intern-externen Drehschwenken um mehr als 20° unterschätzt23. Während die Unterschätzung der Kinematik an sich schon Anlass zur Sorge gibt, reduzierten diese Fehler den gemessenen Bewegungsumfang und berechneten kinetischen Variablen selbst bei einem geringen Bereich von Bewegungsaktivitäten, wie z.B. Gang24. Genaue kinematische Daten der dualen Durchleuchtung können jedoch schwer in Muskel-Skelett-Modelle integriert werden. Insbesondere betrugen die Modellmarkerfehler etwa 1 cm, wenn inverse Kinematik mit dualen fluoroskopischen Landmarkenstandorten ausgeführt wurde. Während dieser Fehler im Vergleich zu den 5-cm-Fehlern aufgrund von Weichteilartefakten, die für Hautmarkerbewegungsdaten gefunden wurden, relativ gering ist, ist dieser Fehler um eine Größenordnung größer als die der Knochenpositionen, die durch duale Fluoroskopie gemessen wurden.

Neben der Quantifizierung von Fehlern bei der traditionellen Hautmarkerbewegungserfassung bieten die Genauigkeit und Methodik der dualen Fluoroskopie die Möglichkeit, selbst subtile Unterschiede in der Kinematik zwischen Kohorten zu bewerten, die sonst durch die Fehler der Messtechnik verborgen werden könnten. Während Unterschiede in der Hüftgelenkskinematik zwischen Patienten mit Cam FAIS und asymptomatischen Kontrollteilnehmern nicht beobachtet wurden, wurden Unterschiede in der Beckenkinematik identifiziert, die in Gegenwart von Weichteilartefakten schwer zu erkennen gewesen wären25. Diese Bewertung erforderte einen direkten Vergleich zwischen den Kohorten. Darüber hinaus wurde auch der mögliche Zusammenhang zwischen kinematischer Variation und Knochenmorphologie, wie z.B. Femur-Anteversion, untersucht27. Diese Ergebnisse zeigten die Notwendigkeit, sowohl die Morphologie als auch die Biomechanik bei der Diagnose von Hüftpathologien und der Planung konservativer oder chirurgischer Behandlungen zu berücksichtigen.

Eine große Hürde bei der Verwendung biomechanischer Daten in der klinischen Versorgung ist der Unterschied in den Koordinatensystemen, die von Biomechanisten und Klinikern verwendet werden. In einem biomechanischen Labor werden die Landmarken, die zur Definition von Koordinatensystemen des Femurs und des Beckens verwendet werden, durch die Fähigkeit angetrieben, die Landmarken während der dynamischen Bewegung von der Hautoberfläche aus zu identifizieren und zu verfolgen. Im Gegensatz dazu werden chirurgische Koordinatensysteme anhand knöcherner Landmarken definiert, die während der Operation mit einem Patienten in Rückenlage oder anfällig identifizierbar sind. Die direkte Verfolgung von Oberschenkelknochen und Becken in der dualen Durchleuchtung ermöglichte die Auswertung des Einflusses verschiedener Koordinatensystemdefinitionen auf den kinematischen Output29. Die Unterschiede zwischen den Koordinatensystemdefinitionen führten zu kinematischen Offsets größer als 5°. Diese Offsets waren jedoch während der Bewegung relativ konsistent und konnten durch knöcherne Landmarkenidentifikation berücksichtigt werden.

Die Kombination von fachspezifischer Knochenmorphologie und Kinematik – Arthrokinematik – ermöglicht eine Beurteilung von Form und Funktion auf Gelenkebene. Bei Patienten mit DDH wird angenommen, dass die Unterdeckung der Oberschenkel die Ursache für die Degeneration ist, und daher werden Messungen der Abdeckung stark in der Diagnose und chirurgischen Planung verwendet. Leider beschränken sich diese Messungen oft auf statische Bilder, die mit einer individuellen Rückenlage und nur in zwei Dimensionen erhalten werden. Duale Fluoroskopie-abgeleitete Arthrokinematik wurde verwendet, um die Variabilität der Femurabdeckung während dynamischer Aktivitäten direkt zu messen26. Wichtig ist, dass starke Korrelationen zwischen der Abdeckung im Stehen und der Abdeckung während des Ganges bei vollständiger Bewertung gefunden wurden. Die regionalisierte Abdeckung variierte jedoch sowohl für die vordere als auch für die hintere Region des Femurkopfes, selbst während der Haltungsphase des Ganges.

Extraartikuläres Impingement ist eine Ursache für Schmerzen an der Hüfte und der umgebenden Region und beschreibt einen abnormalen Kontakt zwischen dem Femur und Regionen des Beckens außerhalb des Acetabulums, einschließlich des Ischiums und der vorderen unteren Beckenwirbelsäule. Die dynamische Natur des ischiofemoralen Impingements wurde durch den Vergleich klinischer MRT-basierter Messungen des ischiofemoralen Raums und derjenigen während dynamischer Aktivitäten bewertet28. Darin wurde ein verringerter Raum im Vergleich zu den klinischen Standardmaßnahmen dynamisch beobachtet; Es wurden auch geschlechtsspezifische Unterschiede identifiziert, die nicht auf kinematische Unterschiede zurückzuführen sind. Diese Methoden könnten auch angewendet werden, um den Gelenkraum dynamisch zu bewerten und Einen einblick in die Variabilität der Position des Femurkopfes innerhalb des Acetabulums und die Variabilität zwischen Patientenkohorten zu geben (Abbildung 8).

Figure 1
Abbildung 1: Overhead-Ansicht des Dual-Fluoroskopie-Systems, das über dem instrumentierten Laufband für eine linke Hüfte positioniert ist. Das System ist so positioniert, dass der Effekt der Streuung minimiert und das Sichtfeld maximiert wird. Die Bildverstärker sind ca. 100-110 cm von der Quelle des Senders entfernt und um 50° voneinander abgewinkelt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 2
Abbildung 2: Ansicht von der kontralateralen (rechten) Seite eines Teilnehmers während dynamischer Aktivitäten. Der Teilnehmer wird zwischen den beiden Bildverstärkern (II) so positioniert, dass das Sichtfeld des dualen Durchleuchtungssystems über das linke Hüftgelenk zentriert ist. Auf einer Laufbandplattform werden Niveau- und Neigungsbewegungen, interne und externe Drehschwenkpunkte sowie Bewegungsaktivitäten ausgeführt. Abkürzung: FHJC = funktionelle Hüftgelenkszentrale. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 3
Abbildung 3: Overhead-Ansicht des Motion-Capture-Systems relativ zum Dual-Fluoroskopie-System. Das optische Motion-Capture-System umfasst 10 Infrarotkameras und eine einzige videobasierte Kamera und wird auf einem von der Decke hängenden Rahmen positioniert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 4
Abbildung 4: Vordere und hintere Ansicht des Markersatzes, der für die Bewegungserfassung von Hautmarkern verwendet wird. Es gibt fünf Platten mit jeweils vier Markern, die auf dem Rücken, den Oberschenkeln und den Schäften der Teilnehmer positioniert sind; alle anderen Marker werden direkt auf die Haut aufgetragen. Kalibrierungsmarkierungen werden für die dynamische Bewegungserfassung entfernt. Markerbeschriftungen, die mit einem R oder L vorangestellt sind, zeigen Marker auf der rechten oder linken Seite des Körpers an; Markerbeschriftungen mit dem Suffix S, L, R, I, A oder P zeigen Markerpositionen auf einer Markerplatte an, insbesondere überlegen, links, rechts, minderwertig, anterior oder posterior. Abkürzungen: *SHO = Schulter; CLAV = Zentrum der Schlüsselbeete; STRN = Boden des Brustbeins; BACK_* = Markierungen der Platte auf der unteren Rückseite; *ILC = Beckenkamm; *ASI = vordere obere Beckenwirbelsäule; *PSI = hintere obere Beckenwirbelsäule; GRT_TRO = größerer Trochanter; *THI_* = Markierungen der jeweiligen Platten auf dem Oberschenkel; *KNE_M = mediale Femurkondyle (Knie); *KNE_L = laterale Femurkondyle (Knie); *TIB_* = Markierungen der jeweiligen Platten auf dem Schaft (Tibia); *ANK_M = medialer Malleolus (Knöchel); *ANK_L = seitlicher Malleolus; *5TH = fünftes Metatarsophalangealgelenk; *TOE = erstes Metatarsophalangealgelenk; *HEE = Calcaneus (Ferse). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 5
Abbildung 5: Landmarken und Koordinatensysteme des Femurs und des Beckens. Landmarken der bilateralen vorderen oberen Beckenwirbelsäule (ASIS; magenta) und der hinteren oberen Beckenwirbelsäule (PSIS; cyan) und ihre Mittelpunkte werden verwendet, um das Koordinatensystem des Beckens zu definieren. Das Zentrum des Femurkopfes (orange) und der bilateralen Femurkondylen (grün), ihr Mittelpunkt und eine Zylinderpassung der Kondylen werden verwendet, um das Koordinatensystem des Femurs zu definieren (dargestellt für den linken Femur). Die dritte Achse jedes Knochens wird aus dem Kreuzprodukt der beiden angezeigten Achsen bestimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 6
Abbildung 6: Duale Durchleuchtungsbilder und zugehörige markerlose Verfolgung einer linken Hüfte. Es werden Bilder für die maximale Rotation der äußeren und internen Rotationsschwenkpunkte (Mitte) gezeigt, wobei das Bild vom vorderen Fluoroskop (links) und dem hinteren Fluoroskop (rechts) stammt. Markerlose Tracking-Lösungen für Becken (oben) und Femur (unten) für jedes Dual-Fluoroskopie-Bild. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 7
Abbildung 7: Duale Fluoroskopie gemessene Kinematik. Kinematik für 100 Frames, die die maximale Drehung (vertikale gepunktete Linie) von externen und internen Drehschwenkungen für einen repräsentativen Teilnehmer umgeben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 8
Abbildung 8: Arthrokinematik-basierter Oberflächenabstand zwischen einem linken Hemi-Becken und Femur. Arthrokinematik wird für die maximale Rotation des äußeren und inneren Rotationsschwenks (Mitte) mit entsprechenden Knochenmodellen gezeigt, die mit dualer Durchleuchtung (außen) gemessen werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Die Dual-Fluoroskopie ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Untersuchung der In-vivo-Kinematik, insbesondere für die Hüfte, die mit herkömmlicher optischer Bewegungserfassung schwer genau zu messen ist. Fluoroskopiegeräte sind jedoch spezialisiert, wobei bei der Abbildung anderer Gelenke des menschlichen Körpers ein einzigartiger Systemaufbau erforderlich sein kann. Zum Beispiel wurden mehrere Modifikationen an der Montage der Bildverstärker, der Positionierung des Systems und der Einstellung der Strahlenergie bei der Anwendung der Dualfluoroskopie zur Untersuchung der Knöchelkinematikvorgenommen 32,33,34,35. Neben der umfangreichen Studienvorbereitung erfordert die duale Durchleuchtung die Erfassung zusätzlicher Daten, einschließlich medizinischer 3D-Bildgebung und potenziell traditioneller Hautmarkerbewegungserfassung zur Verfolgung der Ganzkörperkinematik sowie langwierige Nachbearbeitung, einschließlich CT-Bildsegmentierung und markerloser Verfolgung der aufgenommenen Bilder. Glücklicherweise können vollständig verarbeitete Daten aus der Dual-Fluoroskopie in verschiedenen Anwendungen verwendet werden, wobei die Fähigkeiten weit über die mit herkömmlicher Bewegungserfassung verfügbaren hinausgehen.

Optische Bewegungserfassung nutzt die Bewegung von Markern auf der Haut, um Körpersegmentpositionen abzuschätzen, während die strahlungsbasierte Dual-Fluoroskopie eine direkte Messung nur der Knochenpositionen ermöglicht. Während erhebliche Anstrengungen unternommen wurden, um die Weichteildynamik im Verhältnis zur Knochenbewegung36,37zu quantifizieren, ist es von Natur aus schwierig, die Bewegungsmuster der großen Weichteilmasse zwischen der äußeren Hautschicht und den Knochen zu messen. Für dünnere Gewebe in direktem Kontakt mit den Knochen, wie Knorpel und Labrum der Hüfte, bietet die Kombination aus dualer Durchleuchtung und CT-Arthrogramm-Bildgebung jedoch die Möglichkeit, ihre räumliche Beziehung dynamisch zu bewerten. Die bei klinischen Supinuntersuchungen gesammelten Daten wurden verwendet, um zu zeigen, dass der Ort der klinisch beobachteten Schädigung des acetabulären Labrums mit der Kontaktposition zwischen Femur und Labrum während der Rückenimpingementuntersuchungenübereinstimmte 38. Wichtig ist, dass diese Analyse ergab, dass der Bereich des anfänglichen und größten Kontakts zwischen Femur und Labrum nicht mit der Position des kleinsten Abstands zwischen den Knochen übereinstimmte.

Personen mit Hüftpathoanatomie sind gefährdet, knorpel und Labrum zu schädigen. Die Mechanismen, die für chondrolabrale Verletzungen verantwortlich sind, sind jedoch nicht gut verstanden. Denkbar wären Arthrokinematikdaten, die aus CT-Arthrogrammdaten aufgebaut sind, um die Mechanik des Knorpels und des Labrums zu untersuchen. Zum Beispiel konnte die beobachtete Penetration zwischen Oberflächenrekonstruktionen, die Weichgewebe (z. B. Labrum, Knorpel) darstellen, und Knochen analysiert und interpretiert werden, um die Belastung dieser Gewebe anzunähern. Doch schon geringe Fehler bei der Nachverfolgung der Kinematik oder der Rekonstruktion von Oberflächen können zu drastischen Unterschieden bei den geschätzten Dehnungen und Fugenbelastungen führen. Daher können fortgeschrittenere Modellierungsmethoden, wie die FE-Methode, erforderlich sein, um die chondrolabrale Mechanik in der Hüfte umfassend zu bewerten. Daten aus der dualen Durchleuchtung, der traditionellen Hautmarkerbewegungserfassung der Ganzkörperkinematik und dem instrumentierten Laufband können als Eingabe für Modelle dienen, die Muskelkräfte und Gelenkreaktionslasten und -drehmomente abschätzen. Diese kinetischen Daten können dann als Belastungsbedingungen für FE-Modelle dienen, die chondrolabrale Spannungen und Dehnungen abschätzen.

Neben den spezifischen Schritten des Protokolls ist auch die Planung verschiedener Aspekte der Studie für eine erfolgreiche Datenerfassung relevant. Erstens muss in Studien mit Arthrogramm-Bildgebung, die aufgrund der Injektion von Kontrast in die Hüftkapsel von Natur aus invasiv ist, das Arthrogramm entweder mehrere Tage vor oder zu einem beliebigen Zeitpunkt nach Abschluss von Motion-Capture-Experimenten durchgeführt werden, um Auswirkungen auf die Bewegungsmuster des Patienten zu vermeiden. Zweitens muss die gesamte Kalibrierung vor, aber kurz vor der Ankunft des Teilnehmers durchgeführt werden, um sicherzustellen, dass die Systemkonfiguration zwischen Kalibrierung und Bilderfassung nicht verändert wird. Drittens sollte der Teilnehmer angewiesen werden, dynamische Versuche in einer zufälligen Reihenfolge durchzuführen, um jegliche Auswirkungen der Bestellung auf die Ausführung von Aufgaben zu eliminieren.

Eine weitere wichtige Überlegung für den Einsatz der Dualfluoroskopie zur Messung der Hüftkinematik ist die Strahlenbelastung. Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass 80% der geschätzten Äquivalentdosis der Strahlung im beschriebenen Protokoll aus dem CT-Scan stammt. Eine Lösung zur Reduzierung der Exposition ist die Substitution der Ct-Bildgebung durch Magnetresonanztomographie (MRT). Während die MRT für die Oberflächenrekonstruktion verwendet werden kann, beruht die Verfolgung von Dual-Fluoroskopie-Bildern auch auf der Projektion von Knochendichten aus den digital rekonstruierten Röntgenaufnahmen. Obwohl die MRT die Knochendichte nicht direkt messen kann, bieten spezifische Sequenzen, wie der Dual Echo Steady State (DESS), eine gewisse Differenzierung zwischen dem dichteren kortikalen Knochen und dem weniger dichten Cancellous-Knochen. Diese Bilder können transformiert werden, um ein ähnliches Aussehen wie CT-Bilder zu haben und könnten möglicherweise die Strahlenbelastung von Teilnehmern an dualen Durchleuchtungsstudien reduzieren.

Aufgrund der großen Menge an Weichgewebe, das das Hüftgelenk umgibt, muss die spezifische Positionierung des Dual-Fluoroskopie-Systems optimiert werden, um die Röntgenstreuung zu reduzieren. Die Position des Teilnehmers relativ zu den Röntgenstrahlern und der Winkel zwischen den Bildverstärkern erwiesen sich als wichtige Faktoren. Dieses Protokoll zeigt die Positionierung des dualen Durchleuchtungssystems an, das zur Untersuchung der Hüftbewegung bei Teilnehmern während gewichtstragender Aktivitäten verwendet wird. Es ist jedoch auch relevant zu beachten, dass die Teilnehmerkohorte auf Personenmit einem BMI von weniger als 30 kg/m2 beschränkt war. Ein ähnlicher BMI-Grenzwert wird empfohlen, wenn Doppelfluoroskopiebilder von Gelenken, die von großen Weichteilmassen umgeben sind, erfasst werden.

Das hier beschriebene Protokoll kann auf verschiedene Konfigurationen und Gelenke des dualen Durchleuchtungssystems angewendet werden, einschließlich Rücken- und gewichtstragender Hüftkinematik, sowohl Laufband- als auch oberirdische gewichtstragende Knöchelkinematik und sitzende Schulterkinematik16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25,  26, 27, 28, 29, 30, 31, 32, 33, 34, 35. Aufgrund der minimalen globalen Bewegung des Hüftgelenks während des Laufbandgangs wurde ein instrumentiertes Laufband zur Beurteilung der gewichtstragenden Kinematik des Hüftgelenks verwendet. Ohne ein Laufband oder ein bewegliches Fluoroskopsystem wäre es nur möglich, das Hüftgelenk bei Aktivitäten in einem begrenzten Sichtfeld zu erfassen. Die Verwendung eines Laufbandes ist jedoch nicht für alle Gelenke geeignet. Als Beispiel erfasste die Anwendung dieses Protokolls auf die Untersuchung der Knöchelkinematik während des Laufbandgehens aufgrund der inhärenten Bewegung des Laufbandes32,35nureinen kleinen Teil des Ganges, während der oberirdische Gang in der Lage war, einen größeren Teil des Ganges zu erfassen, der von vor dem Fersenschlag bis nach dem Zehenabschlag33,40,41reichte.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte.

Acknowledgments

Diese Forschung wurde von den National Institutes of Health (NIH) unter den Fördernummern S10 RR026565, R21 AR063844, F32 AR067075, R01 R077636, R56 AR074416, R01 GM083925 unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offiziellen Ansichten des NIH dar.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amira Software ThermoFisher Scientific Version 6.0
Calibration Cube Custom 36 steel beads (3 mm diameter, spacing 6.35 cm, uncertainty 0.0036 mm)
Calibration Wand Vicon Active Wand
CT Scanner Siemens AG SOMATOM Definition 128 CT
Distortion Correction Grid Custom Acrylic plate with a grid of steel beads spaced 10 mm and 31 beads across the diameter (2 mm diameter)
Dynamic Calibration Plate Custom Acrylic plate with 3 steel beads spaced 30 mm (2 mm diameter, uncertainty 0.0013 mm)
Emitter (2) Varian Interay; remanufactured by Radiological Imaging Services Housing B-100/Tube A-142
Epinephrine Hospira Injection, USP 10 mg/mL
FEBioStudio Software FEBio.org Version 1.3 Mesh processing and kinematic visualization
Graphical Processing Unit Nvidia Tesla
Hare Traction Splint DynaMed Trac-III, Model No. 95201
High-speed Camera (2) Vision Research, Inc. Phantom Micro 3
Image Intensifier (2) Dunlee, Inc.; remanufactured by Radiological Imaging Services T12964P/S
Iohexol injection GE Healthcare Omnipaque 240 mgI/mL 517.7 mg iohexol, 1.21 mg tromethamine, 0.1 mg edetate calcium disodium per mL
ImageJ National Institutes of Health and Laboratory for Optical and Computational Instrumentation
Lidocaine HCl Hospira Injection, USP 10 mg/mL
Laser and Mirror Alignment System Custom Three lasers adhered to acrylic plate that attaches to emitter, mirror attaches to face of image intensifier
Markless Tracking Workbench Henry Ford Hospital, Custom Software Custom
MATLAB Software Mathworks, Inc. Version R2017b
Motion Capture Camera (10) Vicon Vantage
Nexus Software Vicon Version 2.8 Motion capture
Phantom Camera Control (PCC) Software Vision Research, Inc. Version 1.3
Pre-tape Spray Glue Mueller Sport Care Tuffner
Retroreflective Spherical Skin Markers 14 mm
Split Belt Fully Instrumented Treadmill Bertec Corporation Custom
Visual3D Software C-Motion Inc. Version 6.01 Kinematic processing

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. National Center for Health Statistics (US). Health, United States, 2016: with chartbook on long-term trends in health. National Center for Health Statistics. , Hyattsville (MD). Report No.: 2017-1232 (2016).
  2. Singh, J. A., Yu, S., Chen, L., Cleveland, J. D. Rates of total joint replacement in the United States: Future projections to 2020-2040 using the national inpatient sample. Journal of Rheumatology. 46 (9), 1134-1140 (2019).
  3. HCUPnet: A tool for identifying, tracking, and analyzing national hospital statistics. , Available from: https://hcupnet.ahrq.gov/ (2021).
  4. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip: An integrated mechanical concept. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  5. Harris, W. H. Etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 213, 20-33 (1986).
  6. Frank, J. M., et al. Prevalence of femoroacetabular impingement imaging findings in asymptomatic volunteers: A systematic review. Arthroscopy - Journal of Arthroscopic and Related Surgery. 31 (6), 1199-1204 (2015).
  7. Anderson, L. A., et al. The 2015 Frank Stinchfield Award: Radiographic Abnormalities Common in Senior Athletes With Well-functioning Hips but Not Associated With Osteoarthritis. Clinical Orthopaedics and Related Research. 474 (2), 342-352 (2016).
  8. Kapron, A. L., et al. Radiographic prevalence of femoroacetabular impingement in collegiate football players: AAOS exhibit selection. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 93 (19), 1-10 (2011).
  9. Kapron, A. L., et al. The Prevalence of radiographic findings of structural hip deformities in female collegiate athletes. American Journal of Sports Medicine. 43 (6), 1324-1330 (2015).
  10. Garling, E. H., et al. Soft-tissue artefact assessment during step-up using fluoroscopy and skin-mounted markers. Journal of Biomechanics. 40, Suppl 1 18-24 (2007).
  11. Fuller, J., Liu, L. J., Murphy, M. C., Mann, R. W. A comparison of lower-extremity skeletal kinematics measured using skin-and pin-mounted markers. Human Movement Science. 16 (2-3), 219-242 (1997).
  12. Leardini, A., Chiari, A., Della Croce, U., Cappozzo, A. Human movement analysis using stereophotogrammetry Part 3. Soft tissue artifact assessment and compensation. Gait and Posture. 21 (2), 212-225 (2005).
  13. Peters, A., Galna, B., Sangeux, M., Morris, M., Baker, R. Quantification of soft tissue artifact in lower limb human motion analysis: A systematic review. Gait and Posture. 31 (1), 1-8 (2010).
  14. Camomilla, V., Dumas, R., Cappozzo, A. Human movement analysis: The soft tissue artefact issue. Journal of Biomechanics. 62, 1-4 (2017).
  15. Miranda, D. L., Rainbow, M. J., Crisco, J. J., Fleming, B. C. Kinematic differences between optical motion capture and biplanar videoradiography during a jump-cut maneuver. Journal of Biomechanics. 46 (3), 567-573 (2013).
  16. Lin, C. C., Lu, T. W., Lu, H. L., Kuo, M. Y., Hsu, H. C. Effects of soft tissue artifacts on differentiating kinematic differences between natural and replaced knee joints during functional activity. Gait and Posture. 46, 154-160 (2016).
  17. Kessler, S. E., et al. A direct comparison of biplanar videoradiography and optical motion capture for foot and ankle kinematics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 199 (2019).
  18. Henak, C. R., et al. Computed tomography arthrography with traction in the human hip for three-dimensional reconstruction of cartilage and the acetabular labrum. Clinical Radiology. 69 (10), 381-391 (2014).
  19. Winter, D. A. Biomechanics and motor control of human movement. , John Wiley and Sons Inc. (2009).
  20. Camomilla, V., Cereatti, A., Vannozzi, G., Cappozzo, A. An optimized protocol for hip joint centre determination using the functional method. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1096-1106 (2006).
  21. MacWilliams, B. A., Davis, R. B. Addressing some misperceptions of the joint coordinate system. Journal of Biomechanical Engineering. 135 (5), 54506 (2013).
  22. Fiorentino, N. M., et al. Accuracy of functional and predictive methods to calculate the hip joint center in young non-pathologic asymptomatic adults with dual fluoroscopy as a reference standard. Annals of Biomedical Engineering. 44 (7), 2168-2180 (2016).
  23. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Foreman, K. B., Anderson, A. E. In-vivo quantification of dynamic hip joint center errors and soft tissue artifact. Gait and Posture. 50, 246-251 (2016).
  24. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Bo Foreman, K., Anderson, A. E. Soft tissue artifact causes underestimation of hip joint kinematics and kinetics in a rigid-body musculoskeletal model. Journal of Biomechanics. 108, 109890 (2020).
  25. Atkins, P. R., et al. In vivo pelvic and hip joint kinematics in patients with cam femoroacetabular impingement syndrome: a dual fluoroscopy study. Journal of Orthopaedic Research. 38 (4), 823-833 (2020).
  26. Uemura, K., Atkins, P. R., Maas, S. A., Peters, C. L., Anderson, A. E. Three-dimensional femoral head coverage in the standing position represents that measured in vivo during gait. Clinical Anatomy. 31 (8), 1177-1183 (2018).
  27. Uemura, K., Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Hip rotation during standing and dynamic activities and the compensatory effect of femoral anteversion: An in-vivo analysis of asymptomatic young adults using three-dimensional computed tomography models and dual fluoroscopy. Gait and Posture. 61, 276-281 (2018).
  28. Atkins, P. R., et al. In vivo measurements of the ischiofemoral space in recreationally active participants during dynamic activities: a high-speed dual fluoroscopy study. American Journal of Sports Medicine. 45 (12), 2901-2910 (2017).
  29. Uemura, K., Atkins, P. R., Anderson, A. E. The effect of using different coordinate systems on in-vivo hip angles can be estimated from computed tomography images. Journal of Biomechanics. 95, 109318 (2019).
  30. Kapron, A. L., et al. Accuracy and feasibility of dual fluoroscopy and model-based tracking to quantify in vivo hip kinematics during clinical exams. Journal of Applied Biomechanics. 30 (3), 461-470 (2014).
  31. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. In-vivo hip arthrokinematics during supine clinical exams: Application to the study of femoroacetabular impingement. Journal of Biomechanics. 48 (11), 2879-2886 (2015).
  32. Roach, K. E., et al. In vivo kinematics of the tibiotalar and subtalar joints in asymptomatic subjects: a high-speed dual fluoroscopy study. Journal of Biomechanical Engineering. 138 (9), 0910061-0910069 (2016).
  33. Roach, K. E., Foreman, K. B., Barg, A., Saltzman, C. L., Anderson, A. E. Application of high-speed dual fluoroscopy to study in vivo tibiotalar and subtalar kinematics in patients with chronic ankle instability and asymptomatic control subjects during dynamic activities. Foot and Ankle International. 38 (11), 1236-1248 (2017).
  34. Lenz, A. L., et al. Compensatory motion of the subtalar joint following tibiotalar arthrodesis: an in vivo dual-fluoroscopy imaging study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 102 (7), 600-608 (2020).
  35. Wang, B. Accuracy and feasibility of high-speed dual fluoroscopy and model-based tracking to measure in vivo ankle arthrokinematics. Gait and Posture. 41 (4), 888-893 (2015).
  36. Challis, J. H., Pain, M. T. G. Soft tissue motion influences skeletal loads during impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 36 (2), 71-75 (2008).
  37. Dumas, R., Jacquelin, E. Stiffness of a wobbling mass models analysed by a smooth orthogonal decomposition of the skin movement relative to the underlying bone. Journal of Biomechanics. 62, 47-52 (2017).
  38. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. Subject-specific patterns of femur-labrum contact are complex and vary in asymptomatic hips and hips with femoroacetabular impingement. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (12), 3912-3922 (2014).
  39. Fiorentino, N. M., et al. Soft tissue artifact causes significant errors in the calculation of joint angles and range of motion at the hip. Gait and Posture. 55, 184-190 (2017).
  40. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Subject-specific axes of rotation based on talar morphology do not improve predictions of tibiotalar and subtalar joint kinematics. Annals of Biomedical Engineering. 45 (9), 2109-2121 (2017).
  41. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Predicting tibiotalar and subtalar joint angles from skin-marker data with dual-fluoroscopy as a reference standard. Gait and Posture. 49, 136-143 (2016).
  42. Kolz, C. W., et al. Reliable interpretation of scapular kinematics depends on coordinate system definition. Gait and Posture. 81, 183-190 (2020).
  43. Kolz, C. W., et al. Age-related differences in humerothoracic, scapulothoracic, and glenohumeral kinematics during elevation and rotation motions. Journal of Biomechanics. 117, 110266 (2021).

Tags

Medizin Ausgabe 173 Duale Durchleuchtung Doppeldecker-Videoradiographie Kinematik Arthrokinematik Hüfte markerloses Tracking
<em>Im lebenden Organismus</em> Quantifizierung der Hüftarthrokinematik bei dynamischen tragenden Aktivitäten mittels Dual-Fluoroskopie
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Atkins, P. R., Fiorentino, N. M.,… More

Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. In Vivo Quantification of Hip Arthrokinematics during Dynamic Weight-bearing Activities using Dual Fluoroscopy. J. Vis. Exp. (173), e62792, doi:10.3791/62792 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter