Summary
Drosophila melanogaster yetişkin sinekleri, konakçı antimikrobiyal doğuştan gelen immün yanıtların ve mikrobiyal enfeksiyon stratejilerinin altında yatan moleküler mekanizmaları araştırmak için model organizmalar olarak yaygın olarak kullanılmaktadır. D. melanogaster larva aşamasını ek veya alternatif bir model sistem olarak tanıtmak için, bir larva enjeksiyon tekniği tanımlanmıştır.
Abstract
Doğuştan gelen bağışıklık ve patojen virülansını incelemek için geleneksel olmayan modellerin kullanılması, maliyetli olabilecek ve etik sorunları gündeme getirebilecek memeli modellerine değerli bir alternatif sunmaktadır. Geleneksel olmayan modeller çok ucuz, kullanımı kolay ve kültürlüdür ve fazla yer kaplamaz. Genetik olarak uygundurlar ve tam genom dizilimlerine sahiptirler ve kullanımları etik bir husus sunmaz. Örneğin, meyve sineği Drosophila melanogaster, çeşitli davranış, gelişim, metabolizma ve bağışıklık araştırmaları hakkında büyük bilgiler sağlamıştır. Daha spesifik olarak, D. melanogaster yetişkin sinekleri ve larvaları, omurgalı hayvanlarla paylaşılan birkaç doğuştan gelen savunma reaksiyonuna sahiptir. İmmün yanıtları düzenleyen mekanizmalar çoğunlukla D. melanogaster modelinde genetik ve moleküler çalışmalarla ortaya konmuştur. Burada, D. melanogaster larvalarında doğuştan gelen bağışıklık süreçlerinin araştırılmasını daha da teşvik edecek ve çok çeşitli mikrobiyal enfeksiyonların patogenezini araştıracak yeni bir larva enjeksiyon tekniği sunulmaktadır.
Introduction
Drosophila melanogaster, biyolojik ve biyomedikal araştırmalarda birkaç on yıldır yoğun bir şekilde kullanılmaktadır, çünkü sofistike genetik ve moleküler araçlar dizisi çok çeşitli çalışmaların analizi için istikrarlı bir şekilde gelişmiştir1,2,3,4. D. melanogaster'deki gelişim, homeostaz ve doğuştan gelen bağışıklığın evrimsel olarak korunmuş yönleri, onu çeşitli insan ve böcek hastalıklarını incelemek için değerli bir model organizma haline getirmiştir5,6. Özellikle, D. melanogaster modelinin bağışıklığı incelemek için temel rolü, yetişkin sinek çalışmalarında büyük ölçüde örneklenmiştir. Bununla birlikte, D. melanogaster larva çalışmaları da mevcut bilgiye katkıda bulunmuş ve esas olarak böcek kütikülünden kaynaklanan yaban arısı ve nematod enfeksiyonları için hücresel bağışıklık tepkilerini araştırmıştır7,8,9,10. Drosophila melanogaster larvaları, topluca hemositler olarak adlandırılan üç farklı kan hücresi tipine sahiptir: plazmatositler, kristal hücreler ve lamellositler11,12,13. Bu hücreler, D. melanogaster larvaları bakteri, mantar, virüs ve parazitler gibi patojenlerle enfekte olduğunda bir dizi bağışıklık tepkisi oluşturabilir14,15,16. Hücresel immün yanıtlar, küçük moleküllerin veya bakterilerin doğrudan yutulmasını (fagositoz), melanizasyonu, parazitoid yumurtalar gibi daha büyük patojenlerin kapsüllenmesini ve reaktif oksijen türlerinin (ROS) ve Nitrik oksit sentezlerinin (NOS) üretimini içerir 17,18,19.
Buna karşılık, humoral immün yanıtları analiz etmek için D. melanogaster larva modelinin kullanımı hakkında daha az çalışma yayınlanmıştır. Bunun temel nedeni, D. melanogaster larvalarının oral enfeksiyonu için beslenme tahlillerinin uygulanması ve larvaların hassas bir şekilde ele alınması ve özellikle penetrasyon sırasında mikroiğnenin uygun kullanımı da dahil olmak üzere mikroenjeksiyon larvaları ile ilişkili çeşitli zorluklardır20,21. Bu nedenle, larva enfeksiyonu ve teknik zorluklar (yani yüksek mortalite) hakkındaki sınırlı bilgi, D. melanogaster larva modelinin kullanımını zorlaştırmıştır. Bir larva modeli, konakçı-patojen etkileşimleri ve patojenik enfeksiyonlara karşı spesifik konakçı doğuştan gelen immün yanıtların indüksiyonu hakkında daha fazla bilgi sağlayacak yeni moleküler mekanizmaları tanımlama potansiyeline sahip olacaktır.
Burada, D. melanogaster larvalarını bakteri gibi çeşitli patojenlerle enjekte etmek için kullanılabilecek basit ve etkili bir protokol ayrıntılı olarak açıklanmaktadır. Özellikle, D. melanogaster larvaları, insan patojeni Photorhabdus asymbiotica ve patojenik olmayan bakteri Escherichia coli ile enjeksiyonlar için kullanılır. Bu yöntem, D. melanogaster'in çeşitli mikrobiyal enfeksiyonlara karşı bağışıklık tepkilerinin manipülasyonu ve analizi için kullanılabilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Sinek yetiştiriciliği
NOT: D. melanogaster yaşam döngüsü dört aşamaya ayrılmıştır: embriyo, larva, pupa ve yetişkin. Laboratuvarda optimum yetiştirme koşullarına (~ 25 ° C, % 60 nem ve yeterli gıda) sahip üretim süresi, döllenmiş yumurtadan kapalı yetişkine kadar yaklaşık 10 gündür. Dişiler günde ~ 100 embriyo bırakır ve embriyogenez yaklaşık 24 saat 22 sürer. Larvalar üç gelişim aşamasından geçer (instars; L1-L3) ~ 4 gün içinde (L1 ve L2: 24 saat ve L3: 48 saat). İlk instar larvaları ortamın yüzeyinde hemen beslenmeye başlar. İkinci instar larvaları ortama girerken, üçüncü instar larvaları ortamı terk eder ve şişe duvarlarında dolaşır, 24-48 saat boyunca puparite edilecek bir yer ararlar.
- Mısır unu soya bazlı bir diyet içeren kuru yiyecekleri, 1/5 ila 2/5 hacim aboue kadar dar bir polistiren şişesine (25 mm x 95 mm) ekleyin. Daha sonra 9 mL su ekleyin ve diyet tamamen nemlendirilene kadar şişenin 1 dakika oturmasına izin verin.
- Şişeye yaklaşık 10 granül kuru fırıncı mayası ekleyin ve en az 20 yeni ortaya çıkan erkek ve dişi yetişkin sineğin bir karışımını yerleştirin.
- Şişeyi 12:12 saatlik bir ışıkta 25 ° C'de inkübe edin: karanlık fotoperiyodik döngü.
- Yaşam döngüsünün ilerlemesini sağlamak için, sinek şişelerini günlük olarak kontrol edin ve ilk geliştirme aşamalarını kaydedin.
2. Enfeksiyon için larva seçimi
- Larvaları, enfeksiyonun gerçekleştirileceği gün dolaşan üçüncü instar aşamasına ulaştıklarında ince bir boya fırçası ile seçin (deve kılı en iyisidir) (Şekil 1).
- Seçilen larvaları, orijinal şişelerinden çıkarıldıktan sonra küçük bir Petri kabında (100 mM NaCl, 1.8 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 5 mM HEPES pH 6.9) Ringer çözeltisi (60 mm x 15 mm) ile yıkayın23.
- Larvaları, yaklaşık 5 mL Ringer çözeltisi ile hafifçe nemlendirilmiş filtre kağıdına (150 mm çapında) bir Petri kabına (100 mm x 15 mm) yerleştirin (Şekil 2A).
- Kuruluk ve larva kurumamasını önlemek için filtre kağıdına günlük ~ 1 mL Ringer çözeltisi ekleyin.
3. Bakteriyel preparat
- Kültür P. Luria Bertani (LB) agar ortamındaki asymbiotica bakterileri 48 saat boyunca 28 °C'de.
- 10 mL LB ortamında sıvı bir kültürü aşılamak için tek bir P. asymbiotica kolonisini aktarmak için bir biyogüvenlik seviye 2 kabini kullanın.
- P. asymbiotica sıvı kültürünü gece boyunca 28 °C'de 220 rpm'ye ayarlanmış döner bir çalkalayıcıda inkübe edin.
- Kültür E. coli bakterileri benzer şekilde, ancak agar ortamında ilk büyümeyi ve sıvı kültür inkübasyonunu gece boyunca 37 ° C'de gerçekleştirir.
- Her gece bakteri kültürünü 13.000 x g ve 4 ° C'de 3 dakika boyunca santrifüj edin.
- Süpernatantı atın ve elde edilen bakteri peletlerini 10 mL steril PBS ile üç kez yıkayın.
- Peletleri 13.000 x g ve 4 °C'de 3 dakika boyunca tekrar santrifüj yapın.
- Bir spektrofotometre kullanarak, bakteri konsantrasyonlarını P. asymbiotica için 0.25 ve E. coli için 0.015 optik yoğunluğa (600 nm) ayarlamak için her peleti steril PBS ile seyreltin; bu, bir spektrofotometre kullanarak, her bakteri preparatının larvası başına 100-300 koloni oluşturma birimine karşılık gelir.
4. Enjektör hazırlığı
- 3,5" cam kılcal tüpler ve bir mikropipet çektirme makinesi kullanarak kılcal damarlar hazırlayın. Cihazı aşağıdaki gibi ayarlayın: ısı: 580; çekme: 143; hız: 25; gecikme: 1; basınç: 500.
- Cam kılcal damarı larvalara minimum zarar verirken deneysel tedavilerin verilmesine izin verecek derecede açmak için düz tırtıklı orta nokta forseps kullanın (Şekil 2B). Enjeksiyonları uygularken bu prosedürü optimize etmek için, enjekte ederken sızıntıyı ve mavi larvaların hayatta kalmasını kolayca izlemek için Trypan Blue çözeltisini kullanın (stoku% 0.4 ila% 0.2 ile% 0.2 oranında seyreltin).
- Kılcal damarı, hipodermik bir iğne (22 G, 25 mm uzunluğunda) ile plastik, tek kullanımlık 20 mL şırınga kullanarak mineral yağ ile doldurun.
- Nanolitre enjektörün kurulmasını sağlayın ve yağı kılcal damardan dışarı çıkarın (Şekil 2C).
- Kılcal damarı enjeksiyon için istenen bakteriyel preparatla doldurun. Çözeltiyi parafilm üzerine yerleştirilen bir damladan (~ 20 μL) alın. Bu protokolde, iki bakteri stokunun 50.2 nL'si enjekte edildi.
5. Larva enjeksiyonu
- İşlemden önce ~ 2 dakika boyunca karbondioksit kullanarak D. melanogaster larvalarını anestezi altına alın.
- Anestezi altındaki larvaları, stereomikroskop altında enjeksiyona hazırlanırken Ringer'ın çözeltisinde nemlendirilmiş bir filtre kağıdına yavaşça aktarın. Larvalar bu noktada uyuşuk veya pasif olacaktır.
- Larvaları enjekte etmek için, forseps kullanarak arka ucun dorsal tarafına (trakeal spiracles arka uçta belirgindir, ön uçta siyah ağız kısımlarına karşı belirgindir) sert baskı uygulayın (Şekil 2D).
- İğneyi larvaların arka ucuna, kütikülün yanına yatay olarak yerleştirin. Başarılı bir enjeksiyon, enjekte edilen çözeltinin larvalardan sızmasına neden olmaz (Şekil 3).
- İğneyi geri çekmeden önce larvaların kuyruğuna baskı uygulamak için kullanılan forsepsleri çıkarın. İlk önce çıkarılmazsa, forsepsler hemolenf ve / veya bağırsağı larvalardan yara bölgesinden dışarı zorlayabilir.
- Gerçekleştirilen çalışma için uygun sayıda larvayı enfekte edin. Bu özel protokolde, her deneysel durum için 20 larva enjekte edildi.
- Forseps kullanarak, enjekte edilen larvaları, iyileşmeye izin vermek için bir Petri kabında (çanak başına 10 larva) veya bir gıda şişesinde (deneyin amacına bağlı olarak) ayrı bir nemli filtre kağıdına yavaşça aktarın.
- Petri tabaklarını veya yiyecek şişelerini 25 ° C'de bir inkübatöre yerleştirin. Larvalar bir Petri kabında tutulursa, kurumayı önlemek için gerektiğinde Ringer çözeltisini ekleyin.
6. Hayatta kalma/mortalitenin kaydedilmesi
- Ölü ve canlı D. melanogaster larvalarının sayısını, belirlenen deneysel zaman noktalarına göre kaydedin. Canlı larvalar pupa ve yetişkinlere dönüşmeye devam edecektir.
- Ham sağkalım / mortalite verilerini girmek, bunları log-rank (Mantel-Cox) testi ile analiz etmek ve sonuçları rakamlarla temsil etmek için Prizma gibi istatistiksel programları kullanın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Doğru yapıldığında, D. melanogaster larvalarının enjeksiyonları bakteriye özgü bir etki gösterir. Sağkalım verileri, P. asymbiotica (ATCC43943 suşu), E. coli (K12 suşu) ve PBS (Şekil 4) enfeksiyonlarını takiben birkaç zaman noktasında toplandı. D. melanogaster larvaları, sağkalımı hızla tehlikeye atan P. asymbiotica'ya duyarlı iken, E. coli veya PBS kontrolleri ile enjekte edilen larvalar uzun süreli sağkalımlar sergiler24,25,26. Özellikle, enjeksiyondan 24 saat sonra% 57'lik bir sağkalım oranı sergileyen P. asymbiotica ile enfekte olmuş larvalara kıyasla, E. coli enjekte edilen larvalar aynı zamanda% 85'lik bir sağkalım oranı göstermektedir.
Şekil 1: Enjeksiyon için Drosophila melanogaster larvalarının seçimi. Drosophila melanogaster'ın yumurta döllenmesinden yetişkin yaşamına kadar yaşam döngüsü yaklaşık 10 gün sürer. Larva büyümesi sırasında larvalar, yavrulaşmaya ve yetişkinlere dönüşmeye hazır olana kadar beslenir. Enjeksiyon deneyleri amacıyla, kültür ortamını terk eden ve şişenin duvarlarında dolaşan üçüncü instar larvaları seçilir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Drosophila melanogaster larva enjeksiyon prosedürünün tasviri. (A) Dolaşan üçüncü instar larvaları seçilir, Ringer çözeltisi ile yıkanır ve enjeksiyona hazırlık olarak bir Petri kabında filtre kağıdına yerleştirilir. (B) Forseps kullanılarak, deneysel tedavilerin yapılmasına izin vermek için cam kılcal damar kırılır. (C) Programlanabilir nanolitre enjektör, stereomikroskop altında enjeksiyona hazırlık olarak kurulur. (D) Larvaları enjekte etmek için, forseps kullanılarak larvaların kuyruğunun sırt tarafına basınç uygulanır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Mikroenjeksiyon yoluyla Drosophila melanogaster larvalarına bakteri hücrelerinin verilmesinin gösterimi. Arka ucun dorsal tarafı forseps kullanılarak stabilize edilir. Daha sonra, kılcal damar, kütikülün yakınında, larvaların arka ucuna doğru yatay olarak yerleştirilir. Enjeksiyonu takiben, yara bölgesinden hemolenf sızıntısını önlemek için kılcal damarı dikkatlice çekmeden önce forseps çıkarılır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Patojenik ve patojenik olmayan bakterilerin enjeksiyonunu takiben Drosophila melanogaster larvalarının sağkalımı. D. melanogaster'in Oregon R larvalarına 50.2 nL Photorhabdus asymbiotica (ATCC43943), Escherichia coli (K12) veya PBS enjekte edildi. PBS ve E. coli kontrolleri sağkalım oranlarında bir anlam göstermezken, P. asymbiotica enjeksiyonları sineklerin sağkalımını hızla tehlikeye atmıştır. Her sağkalım eğrisi, her biri 20 larva (*** p < 0.001) içeren üç bağımsız denemeden elde edilen ölçümlerden oluşur. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Drosophila melanogaster, çeşitli mikrobiyal enfeksiyonların doğuştan gelen bağışıklığı ve patogenezinin araştırılmasında kullanılan en değerli, deneysel olarak manipüle edilmiş modeller arasındadır. Bunun nedeni, basit ve hızlı yaşam döngüsü, laboratuvarda basit bakım, köklü evrimsel genetik ve çeşitli genetik araç kutusudur. Hibrit bir mikroakışkan cihaz veya bir Narishige mikromanipülatörü kullanmak gibi önceki D. melanogaster larva enjeksiyonları yöntemleri, son derece özel ekipman gerektirir ve maliyetli olabilir21,27. Mevcut protokolde, D. melanogaster'in kullanımını genişletmek için, bakterileri D. melanogaster larvalarının hemokolüne iletmek için etkili ve hızlı bir yöntemi temsil eden basit bir enjeksiyon tekniği özetlenmiştir. Burada açıklanan tekniğin temel kısmı, bir mikroenjektör kullanılarak istenen patojenin veya diğer sıvı maddelerin gerçek enjeksiyonudur. Bu temel işlemi tanımlamanın yanı sıra, bakteri yetiştirme ve kültürleme ve malzeme taşıma gibi aksesuar yöntemlerini de açıklıyoruz.
Bu yöntemin temel avantajı, iğnenin larvaya yaklaşık olarak paralel tutulması ve bekletmenin larva üzerinde çok az baskı ile yapılması, böylece hemolenf sızıntısı, ölümcül yaralanma veya istenen maddenin yetersiz verilmesi olasılığını azaltmasıdır. İğne daha sonra enjeksiyonu tamamlamak için larvaların arka ucuna doğru yerleştirilir. Larvaları tutmanın kesin yolu, iğneyi yerleştirme şekli, istenen maddenin enjekte edilme hızı ve iğnenin çekilme yönü, uygulama ile en iyi şekilde geliştirilebilecek konulardır. Üstesinden gelinmesi gereken en zorlu adım, temel organların herhangi bir sızıntısı olmadan iğneyi larvadan çekmektir. Bununla birlikte, kesinlik ve deneyim ile, bu adım sırasında karşılaşılan zorluk daha az olur.
Bu teknik aynı zamanda, çeşitli maddeleri birkaç kez tekrarlanabilen ve böylece tutarlı sonuçlar veren tek tip bir şekilde tanıtmak için birden fazla uygulamada mükemmel bir araçtır. P. asymbiotica ile enfekte larvalarda gözlenen hızlı mortalite, bu bakteri suşunun böceklere karşı yüksek virülansını yansıtmaktadır24,25,26. P. asymbiotica, hemosit göçünü ve fagositozu inhibe ederek böcek konakçılarına karşı bakteriyel sağkalımı ve patojeniteyi artıran enfeksiyon sırasında virülans genlerini eksprese etmek için iyi belgelenmiştir24,25. Ayrıca beklenen gibi, larvalar E. coli'nin patojenik olmayan bakteri suşları ile enjeksiyonlara ve PBS ile enjeksiyonlara karşı dirençlidir, böylece bu araştırma alanındaki önceki sonuçları doğrular26. Bu nedenle, mikroenjeksiyon, hayvan canlılığı üzerinde herhangi bir olumsuz etki olmaksızın elde edilir ve çok çeşitli mikrobiyal enfeksiyonların patogenezini araştırmak için moleküler ve immünolojik çalışmalarda kullanılmasına izin verir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarlar rakip çıkarlar olmadığını beyan ederler.
Acknowledgments
George Washington Üniversitesi (GWU) Biyolojik Bilimler Bölümü üyelerine makalenin eleştirel okuması için teşekkür ederiz. GT, GWU'dan bir Harlan yaz bursu ile desteklendi. Tüm grafik figürler BioRender kullanılarak yapılmıştır.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fly Food B (Bloomington Recipe) | LabExpress | 7001-NV | Food B, in narrow vials, 100 vials/tray |
| 100 x 15, Mono Petri Dishes Fully Stackable | VWR | 25384-342 | Diameter 100 x 15 mm |
| 60 x 15, Mono Petri dishes Fully Stackable | VWR | 25384-092 | Diameter 60 x 15 mm |
| Glass capillaries | VWR | 53440-186 | |
| Grade 1 qualitative filter paper standard grade, circle | VWR | 28450-150 | Diameter 150 mm |
| Lab culture Class II Type A2 Biosafety Safety Cabinet | ESCO | LA2-4A2-E | |
| LB Agar | Fisher Scientific | BP1425-500 | LB agar miller powder 500 g |
| LB Broth | Fisher Scientific | BP1426-500 | LB broth miller powder 500 g |
| Mineral oil | Alfa Aesar, Thermo Fisher Scientific | 31911-A1 | |
| NanoDrop 2000/2000c Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | ND-2000C | |
| Nanoject III Programmable Nanoliter Injector | Drummond | 3-000-207 | |
| Narrow Drosophila Vials, Polystyrene | Genesee Scientific | 32-109 | |
| Needles, hypodermic | VWR | 89219-316 | 22 G, 25 mm |
| Next Generation Micropipette Puller | World Precision Instruments | SU-P1000 | |
| PBS | VWR | 97062-732 | Buffer PBS tablets biotech grade 200tab |
| Prism | GraphPad | Version 8 | |
| Syringes - plastic, disposable | VWR | 76124-652 | 20 mL |
| Trypan Blue | Sigma-Aldrich | T8154 |
References
- Takehana, A., et al. Overexpression of a pattern-recognition receptor, peptidoglycan-recognition protein-LE, activates imd/relish-mediated antibacterial defense and the prophenoloxidase cascade in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (21), 13705-13710 (2002).
- Senger, K., Harris, K., Levine, M. GATA factors participate in tissue-specific immune responses in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (43), 15957-15962 (2006).
- Kenmoku, H., Hori, A., Kuraishi, T., Kurata, S. A novel mode of induction of the humoral innate immune response in Drosophila larvae. Disease Models & Mech.anisms. 10, 271-281 (2017).
- Kenney, E., Hawdon, J. M., O'Halloran, D., Eleftherianos, I. Heterorhabditis bacteriophora excreted-secreted products enable infection by Photorhabdus luminescens through suppression of the Imd pathway. Frontiers in Immunology. 10, 2372 (2019).
- Cherry, S., Silverman, N. Host-pathogen interactions in Drosophila: New tricks from an old friend. Nature Immunology. 7 (9), 911-917 (2006).
- Younes, S., Al-Sulaiti, A., Nasser, E., Najjar, H., Kamareddine, L. Drosophila as a model organism in host-pathogen interaction studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 214 (2020).
- Kenney, E., Hawdon, J. M., O'Halloran, D. M., Eleftherianos, I. Secreted virulence factors from Heterorhabditis bacteriophora highlight its utility as a model parasite among Clade V nematodes. International Journal for Parasitology. 51 (5), 321-325 (2021).
- Castillo, J. C., Reynolds, S. E., Eleftherianos, I. Insect immune responses to nematode parasites. Trends in Parasitology. 27 (12), 537-547 (2011).
- Leitão, A. B., Bian, X., Day, J. P., Pitton, S., Demir, E., Jiggins, F. M. Independent effects on cellular and humoral immune responses underlie genotype-by-genotype interactions between Drosophila and parasitoids. PLoS Pathogens. 15 (10), 1008084 (2019).
- Ramroop, J. R., Heavner, M. E., Razzak, Z. H., Govind, S. A. Parasitoid wasp of Drosophila employs preemptive and reactive strategies to deplete its host's blood cells. PLoS Pathogens. 17 (5), 1009615 (2021).
- Vlisidou, I., Wood, W. Drosophila blood cells and their role in immune responses. The FEBS Journal. 282 (8), 1368-1382 (2015).
- Harnish, J. M., Link, N., Yamamoto, S. Drosophila as a model for infectious diseases. International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2724 (2017).
- Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annual Reviews of Immunology. 25, 697-743 (2007).
- Garriga, A., Mastore, M., Morton, A., Pino, F. G., Brivio, M. F. Immune response of Drosophila suzukii larvae to infection with the nematobacterial complex Steinernema carpocapsae-Xenorhabdus nematophila. Insects. 11 (4), 210 (2020).
- Trienens, M., Kraaijeveld, K., Wertheim, B. Defensive repertoire of Drosophila larvae in response to toxic fungi. Molecular Ecology. 26 (19), 5043-5057 (2017).
- Tafesh-Edwards, G., Eleftherianos, I. Drosophila immunity against natural and nonnatural viral pathogens. Virology. 540, 165-171 (2020).
- Gold, K. S., Brückner, K. Macrophages and cellular immunity in Drosophila melanogaster. Seminars in Immunology. 27 (6), 357-368 (2015).
- Dudzic, J. P., Kondo, S., Ueda, R., Bergman, C. M., Lemaitre, B. Drosophila innate immunity: regional and functional specialization of prophenoloxidases. BMC Biology. 13, 81 (2015).
- Honti, V., Csordás, G., Kurucz, É, Márkus, R., Andó, I. The cell-mediated immunity of Drosophilamelanogaster: hemocyte lineages, immune compartments, microanatomy and regulation. Developmental and Comparative Immunology. 42 (1), 47-56 (2014).
- Siva-Jothy, J. A., Prakash, A., Vasanthakrishnan, R. B., Monteith, K. M., Vale, P. F. Oral bacterial infection and shedding in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (135), e57676 (2021).
- Zabihihesari, A., Hilliker, A. J., Rezai, P. Localized microinjection of intact Drosophila melanogaster larva to investigate the effect of serotonin on heart rate. Lab on a Chip. 20 (2), 343-355 (2020).
- Flatt, T. Life-history evolution and the genetics of fitness components in Drosophila melanogaster. Genetics. 214 (1), 3-48 (2020).
- Ciche, T. A., Sternberg, P. W. Postembryonic RNAi in Heterorhabditis bacteriophora: a nematode insect parasite and host for insect pathogenic symbionts. BMC Developmental Biology. 7, 101 (2007).
- Joyce, S. A., Watson, R. J., Clarke, D. J. The regulation of pathogenicity and mutualism in Photorhabdus. Current Opinion in Microbiology. 9 (2), 127-132 (2006).
- Yang, G., Waterfield, N. R. The role of TcdB and TccC subunits in secretion of the Photorhabdus Tcd toxin complex. PLoS Pathogens. 9 (10), 1003644 (2013).
- Shokal, U., et al. Effects of co-occurring Wolbachia and Spiroplasma endosymbionts on the Drosophila immune response against insect pathogenic and non-pathogenic bacteria. BMC Microbiology. 16, 16 (2016).
- Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Development Genes and Evolution. 214 (11), 575-578 (2004).
