ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Myokardinfarkt (MI) dyremodeller som emulerer den naturlige prosessen med sykdommen hos mennesker, er avgjørende for å forstå patofysiologiske mekanismer og teste sikkerheten og effekten av nye nye behandlinger. Her beskriver vi en MI-svinemodell opprettet ved å distribuere en perkutan emboliseringsspole.
Abstract
Hjerteinfarkt (MI) er den ledende årsaken til dødelighet over hele verden. Til tross for bruk av evidensbaserte behandlinger, inkludert koronar revaskularisering og kardiovaskulære legemidler, utvikler en betydelig andel av pasientene patologisk venstre-ventrikulær ombygging og progressiv hjertesvikt etter MI. Derfor har nye terapeutiske alternativer, som blant annet cellulære og genterapier, blitt utviklet for å reparere og regenerere skadet myokardium. I denne sammenhengen er dyremodeller av MI avgjørende for å utforske sikkerheten og effekten av disse eksperimentelle terapiene før klinisk oversettelse. Store dyremodeller som svin foretrekkes fremfor mindre på grunn av den høye likheten mellom svin og menneskelige hjerter når det gjelder koronararterieanatomi, hjertekinetikk og post-MI-helbredelsesprosessen. Her hadde vi som mål å beskrive en MI-modell i gris ved permanent spoleutplassering. Kort sagt består det av en perkutan selektiv koronararteriekannasjon gjennom retrograd femoral tilgang. Etter koronar angiografi er spolen utplassert ved målgrenen under fluoroskopisk veiledning. Til slutt bekreftes fullstendig okklusjon ved gjentatt koronarangiografi. Denne tilnærmingen er gjennomførbar, svært reproduserbar, og emulerer patogenesen av menneskelig ikke-revascularized MI, unngår den tradisjonelle åpen brystkirurgi og den påfølgende postoperative betennelsen. Avhengig av oppfølgingstidspunktet er teknikken egnet for akutte, sub-akutte eller kroniske MI-modeller.
Introduction
Hjerteinfarkt (MI) er den mest utbredte årsaken til dødelighet, sykelighet og funksjonshemming over hele verden1. Til tross for dagens terapeutiske fremskritt utvikler en betydelig andel av pasientene negativ ventrikulær ombygging og progressiv hjertesvikt etter MI, noe som resulterer i dårlig prognose på grunn av ventrikulær dysfunksjon og plutselig død 2,3,4. Nye terapeutiske alternativer for å reparere og/eller regenerere skadet myokard er dermed under gransking, og translasjonelle MI-dyremodeller er avgjørende for å teste sikkerhet og effekt. Selv om flere modeller har blitt brukt til kardiovaskulær forskning, inkludert rotter 5,6, mus 7,8, hunder9 og sauer10, er griser et av de beste valgene for modellering av hjerte iskemistudier på grunn av deres høye likhet med mennesker når det gjelder hjertestørrelse, koronararterieanatomi, hjertekinetikk, fysiologi, metabolisme og post-MI-helbredelsesprosessen 11, 12,13,14,15.
I denne sammenhengen er mange forskjellige åpne kirurgiske og perkutane tilnærminger tilgjengelige for å utvikle MI svinemodeller. Åpen bryst tilnærming innebærer en venstre lateral thoracotomy prosedyre og er nyttig i å utføre kirurgisk koronar arterie ligation16,17, myokard kryo-skade, cauterization12, og koronar arterie plassering av en hydraulisk occlude18 eller en ameroid constrictor19, blant andre. Kirurgisk koronar okklusjon har blitt mye brukt til å teste nye terapeutiske alternativer som hjertevevsteknikk og celleterapi, da det gir bred tilgang og visuell vurdering av hjertet; Men i motsetning til menneskelig MI, kan det resultere i kirurgiske vedheft, tilstøtende arrdannelse og postoperativ betennelse17. Myokard kryoskade og cauterisering er lett reproduserbare teknikker, men reproduserer ikke den patofysiologiske MI-progresjonen observert hos mennesker12. På den annen side er det utviklet flere perkutane teknikker for å produsere midlertidig eller permanent koronarblokkering. Disse består av transkoronær eller intrakoronær etanol ablasjon 20,21, okklusjon ved ballong angioplastikk22, eller levering av trombogene materialer som agarose gel perler23, fibrinogen blandinger 9, eller spole embolisering17,24. Mens ballong angioplastikk er bedre egnet for iskemi / reperfusjonsstudier, er koronar spoledistribusjon et av de beste valgene for modellering av ikke-revaskulær MI. Denne perkutane tilnærmingen er gjennomførbar, konsekvent reproduserbar, og unngår åpen brystkirurgi. Det gir presis kontroll over den infarkterende plasseringen og resulterer i patofysiologi som ligner på en menneskelig ikke-reperfused MI. Videre er spoleemboliisering egnet for modellering av akutt, sub-akutt eller kronisk MI; kronisk kongestiv hjertesvikt; eller valvulær sykdom17.
Den nåværende protokollen tar sikte på å beskrive hvordan man utvikler en MI-svinemodell ved permanent spoledistribusjon. Kort sagt består det av en perkutan selektiv koronararteriekannasjon gjennom retrograd femoral tilgang. Etter koronar angiografi er en spole utplassert ved målgrensarterien under fluoroskopisk veiledning. Til slutt bekreftes fullstendig okklusjon ved gjentatt koronarangiografi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne studien ble godkjent av Animal Experimentation Unit Ethical Committee of the Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) og Government Authorities (Generalitat de Catalunya; Kode: 10558 og 11208), og følger alle retningslinjer for bruk av dyr i forskning og undervisning som definert av Veileder for pleie og bruk av forsøksdyr25.
1. Preprocedural forberedelse av dyr
- Bruk crossbred Landrace X Store hvite griser (30-35 kg) av begge kjønn.
- Hold dyrene i fastende tilstand i 12 timer før prosedyren.
2. Sedasjon, anestesi og analgesi
- Sedate dyret med en intramuskulær (IM) injeksjon av ketamin (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) og deksmedetomidin (0,03 mg/kg). Vent i ca 10-15 min.
- Når grisen er bedøvet, ventiler den med et oksygen (90-100%)-isofluran (1-2%) blanding og en ansiktsmaske for å sikre optimal sedasjon.
- Plasser veterinærsalve på grisens øyne for å forhindre tørrhet.
MERK: Gjenta hvert 20. - Plasser intravenøst (IV) et 20 G kateter i en lateral øretåre. Administrer propofol (1-2 mg/kg) for å indusere anestesi.
- Når grisen ikke har svelgende refleks, intuber dyret ved hjelp av et endotrakealrør (størrelse 6,5-7,0 for 30-35 kg).
MERK: Juster størrelsen på endotrakealrøret i henhold til grisens størrelse. Intubasjon bør utføres raskt for å forhindre et dypere bedøvelsesplan og langvarig apné. - Administrer IV buprenorfin (0,01 mg/kg) for intrakirurgisk analgesi. Bruk en fentanyltransdermal patch (100 μg/t) for postoperativ analgesi.
MERK: Fentanylplasteret påføres den inguinale huden, og den er aktiv i 72 timer for å begrense postoperativ smerte. Den farmakologiske effekten starter ikke umiddelbart etter levering, og bruker den derfor før du starter prosedyren. - Utfør luftveismaskeposeenhetsventilasjon (20 inflasjoner/min) under transport av grisen til det vaskulære intervensjonsradiologirommet (VIR).
- Koble endotrakealrøret til anestesimaskinen utstyrt med en luftveissensor og kapnografiopptak.
- Start mekanisk positiv trykkventilasjon med FiO2 0,50, med et tidevannsvolum på 10 ml/kg og en frekvens på 16-20 pust/min. Oppretthold anestesi med isofluran (1-3%).
MERK: For å bekrefte riktig kirurgisk bedøvelsesplan, bør dyret ikke respirere spontant eller ha hornhinnen eller pupillens lysreflekser.
3. Hemodynamisk overvåking og forberedelse av det kirurgiske området
- Plasser dyret på operasjonsbordet i liggende stilling og fest lemmer til bordet med tape eller bandasje.
- Plasser elektrokardiogramprober (EKG) subkutant i dyrets ekstremiteter for registrering av endringer i ST-segment, T-bølger og hjertefrekvens under eksperimentell prosedyre.
- Plasser et pulsoksymeter på tungen eller et hjørne av dyrets leppe og den ikke-invasive trykkmansjetten på forbenet.
- Mål rektal/esophageal temperatur med en sonde.
- Rengjør høyre lårbensområde med kirurgisk såpe etterfulgt av vekslende antiseptisk povidon-jodoppløsning og alkohol 3 ganger under sterile forhold.
- Forsikre deg om at kirurgen utfører kirurgisk håndvask og bærer en steril kjole og sterile hansker.
- Dekk dyret med en steril kirurgisk gardin.
- Forbered og skyll med heparinisert saltløsning nålen, en 6F vaskulær hylse, en 0,035-tommers J-tipped ledning, en 6F JR4 90 cm styrekateter, en 0,014-tommers 200 cm ledetråd, et 150 cm lengde / 0,017-tommers mikrokateter med indre diameter og kontrastmedieinjeksjonsmanifoldsettet.
4. Vaskulær tilgang
- Punkter høyre lårarterie via en perkutan tilnærming med ultralydstyrt punktering. Finn bifurkasjonen mellom den overfladiske lårarterien og den dype lårarterien.
- Plasser svingeren 2-3 cm proksimal til bifurkasjonen, i den vanlige lårarterien, og juster midten av svingeren med den vanlige lårarterien.
- Plasser nålen i midten av svingeren og punkter arterien ved en vinkel på ca. 45°. Sett deretter inn en 6F vaskulær kappe ved hjelp av den modifiserte Seldinger-teknikken26.
MERK: Ved betydelig spasme eller hematom, kryss over til den kontralaterale lårarterien. - Skyll kateterene med heparinisert saltoppløsning. (5000 IE ufraksjonert heparin/1000 ml på 0,9 % NaCL).
- Administrer heparin gjennom hylsen (300 IE/kg).
5. Koronar angiografi
- Sett J-tip-ledningen inn i JR4 føringskateteret og før ledningen gjennom hylsen inn i stigende aorta, og plasser deretter kateteret opp over den valvulære overflaten.
- Fjern ledningen og koble kateteret til injeksjonsmanifoldsystemet. Tøm hele systemet.
- Under fluoroskopi engasjerer du kateteret i venstre hoved koronararterie og injiserer 10 ml jodkontrastmedium for å visualisere det venstre koronarsystemet (figur 1A, C).
MERK: Det er viktig å sikre at arteriell trykkbølgeform ikke dempes før injisering for å unngå risiko for koronar disseksjon. - Utfør angiogrammer i to ortogonale visninger: venstre fremre skrå 40° og høyre fremre skrå 30° projeksjoner.
- Før en 0,014-tommers ledetråd forhåndsmontert på mikrokateteret til midten til venstre fremre synkende (LAD) eller distal venstre circumflex (LCX) koronararterie under fluoroskopisk veiledning.
6. Spoleimplantasjon
- Under fluoroskopisk veiledning, før mikrokateteret gjennom ledningen til ønsket sted der spoleimplantatet skal utplasseres. Når det gjelder LAD-okklusjon, plasser spolen distal til den første diagonale grenen, og for LCX, plasser spolen distal til den første marginale grenen.
MERK: Proksimale tilnærminger (før de første diagonale eller første marginale grenene) har svært lave overlevelsesrater. - Fjern ledningen og velg spolen.
MERK: Det er viktig å velge optimal spolestørrelse og -lengde. En liten eller kort spole kan ikke plasseres godt i fartøyets lumen og har en svært høy risiko for distal migrasjon på grunn av kontrastinjeksjoner eller spontan, noe som resulterer i mindre infarktstørrelse. En stor eller lang spole kan prolaps proksimalt til fartøyet og produsere et større infarkt enn ønsket. Valget av riktig spole er spesielt viktig hvis ikke-påvisbare spoler brukes, da de ikke kan fjernes. Den optimale størrelsen er 1-2 mm større enn lumen på fartøyet som skal emboliseres, og lengden mellom 20-60 mm er vanligvis tilstrekkelig for 30-40 kg griser. - Lever spolen via mikrokateter og injiser sakte 5 ml jodet kontrastmedium under fluoroskopi for å visualisere den riktige posisjonen til spolen.
- Fjern mikrokateteret inne i føringskateteret og plasser føringen i en sidegren for å utføre kontrollinjeksjoner og for å sikre tilgang til arterien i tilfelle en annen spole må implanteres.
- Vent til spolen er trombose og okkluder arterien.
MERK: Når arterien er okkludert, kan endringer i elektrokardiogrammet observeres. En annen måte å kontrollere fullstendig arteriell okklusjon på er å utføre langsomme injeksjoner av jodkontrast hvert 10. Hvis arterien ikke okkluderer innen 20-30 min, kan det være nødvendig med et annet spoleimplantat.
7. Slutt på prosedyren
- Når arterien er okkludert, administrer en kontinuerlig IV-infusjon av lidokain (50-100 μg/kg/min) i minst 1 time for å forhindre arytmiske episoder.
- Utfør et angiogram for å sikre at det ikke er noen strømning som er distal for okklusjonen.
- Fjern ledningen, mikrokateteret og ledekateteret.
- Fjern hylsen og utfør manuell kompresjon i 20 min.
8. Postoperativ prosedyre og dyregjenvinning
- Overvåk dyret til det er fullstendig gjenopprettet, ved hjelp av EKG, rektal temperatur, pulsoksymetri og kapnografi.
MERK: Ved ventrikulære arytmier, administrer en bolus av lidokain (1,5-3,5 mg/kg). - Administrer en IM-injeksjon av tulatromycin (2,5 mg/kg) som profylaktisk postoperativ antibiotikabehandling. For postkirurgisk analgesi administreres en transdermal fentanylplaster før den kirurgiske prosedyren (trinn 2.6).
- Slå av isofluranen og hold mekanisk ventilasjon til dyret begynner å puste spontant.
- Når grisen gjenoppretter svelgerefleksen, fjern endotrakealrøret. MERK: Sjekk om dyret har en god SpO2 (mer enn 95%) før og etter overflod.
- Transport dyret til et individuelt bur. Plasser dyret over et varmt vannteppe og dekk det med en termisk gardin for å unngå postkirurgisk hypotermi.
MERK: Ikke returner grisen til selskap med andre dyr før den er fullstendig gjenopprettet. - Overvåk dyret til det har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal heftelse.
9. Postoperativ smertevurdering og overvåking
- Under den postkirurgiske oppfølgingen, overvåk dyrenes generelle tilstand, inkludert åndedrettsfrekvens, mat- og vanninntak, aktivitet og interaksjon med de andre individer, utseende og fargelegging av huden, og utviklingen av det kirurgiske såret.
- Bruk en daglig tilsynsprotokoll i henhold til følgende poengkriterier: - Vekt:
0: Normal
1: <10% vekttap
2: 10-20% vekttap
3:> 20% vekttap
- Kroppstilstand:
0: God: ikke-fremtredende ryggvirvler, bekken eller ryggben
2: Regelmessig: tegn på spinal segmentering, håndgripelige bekkenben
3: Emaciation: ekstremt merket skjelett, lite eller ingen kjøtt å dekke
- Oppførsel:
0: Normal: Aktiv og interaktiv i miljøet ditt
1: Svak nedgang i aktivitet og mindre interaktiv
2: Unormal: markert nedgang i aktivitet, isolert
3: Unormal: Immobil eller hyperaktivitet, mulig selvskading
- Fysisk utseende:
0: Normal: hud / hår skinnende og øynene lyse
1: Forsvinner balsamering, hud /hår uten glans
2: Dårlig hud/nese sekresjoner
3: Dårlig hud, unormal eller hakket holdning
- Atferdsforstyrrelser:
0: Ingen
1: Manglende evne til å bevege seg normalt
2: Kan ikke nå mat/drikke, isolert fra andre dyr
3: Intensjon om å gjemme seg / hjørne, reagerer ikke på stimuli (døende)
- Kliniske tegn:
0: Ingen
1: Hypotermi, feber, mild respirasjonssvikt
2: Infeksjon av det kirurgiske såret, moderat luftveissvikt med muco-blodige sekreter
3: Hjertesvikt, alvorlig respirasjonssvikt (cyanose, åpen munn)
Score:
- 1-5: Overvåk dyrene en gang om dagen.
- 6-12: Gi støttende behandling om nødvendig.
- Ethvert dyr med en poengsum på 3 i noen av de ovennevnte parametrene eller med en total poengsum >12 vil bli euthanized.
MERK: Dyrene bør overvåkes daglig av dyrepleiepersonalet og to ganger i uken av forsknings- og veterinærteamet. - Selv om ingen smerte og nød forventes fra prosedyren, hvis noe dyr viser tegn på smerte, gi smertestillende terapi (tramadol, oral, 2-4 mg / kg, daglig). Hvis noe dyr ikke reagerer på smertestillende medisiner og viser tegn på kronisk smerte (svært lav sannsynlighet), euthanize dyret med bedøvelse overdose (natriumtiopental, IV, 200 mg / kg).
- Hvis det kirurgiske såret viser tegn på infeksjon (lav sannsynlighet) til tross for antibiotikabehandling administrert, behandle såret daglig og initiere et nytt antibiotikaregime (cefquinome sulfat, IM, 2 mg / kg, daglig).
10. Eutanasi metode
- Under tidligere sedasjon og anestesi, som tidligere beskrevet, administrere en IV natrium tiopental overdose (200 mg / kg).
- Bekreft kardiorespiratorisk arrestasjon og død ved å overvåke vitale tegn (elektrokardiogram, blodtrykk, kapnografi).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
MI overlevelsesrate og plassering
Femtisju griser gjennomgikk koronarspoleimplantasjon i LCX marginal gren (n = 25; 12 kvinner og 13 menn) eller i LAD mellom første og andre diagonale grener (n = 32; 16 kvinner og 16 menn) av koronararterien og ble fulgt opp i 30 dager. Overlevelsesraten for dyr som ble sendt til en MI ved LCX marginalgrenen var 80% (n = 20). Tre griser døde som følge av dødelige komplikasjoner relatert til atrioventrikulær (AV) blokk og asystole før spoleutplassering, og 2 griser døde etter ventrikulær fibrillasjon (VF) relatert til transmural MI etter spoleplassering. Overlevelsesraten for dyr som ble sendt til MI ved LAD var 72% (n = 23): 1 gris døde på grunn av en AV-blokk og asystole etter spoleutplassering og 8 dyr etter VF (5 etter spoleutplassering, 2 ved 12-48 h post-MI og en 26 dager etter MI). Overlevelsesratene varierte mellom LCX marginalgren (2-2,5 mm i diameter) og mellom-LAD (2,5-3 mm i diameter) MI, sannsynligvis på grunn av den større infarktforlengelsen i LAD-modellen.
Magnetisk resonansavbildning (MR) ble utført hos alle dyr 30 dager etter MI. Figur 2 illustrerer sen gadoliniumforbedrede MR-bilder av LCX marginalgrenen (figur 2A, C) og distal LAD (figur 2B,D) infarktmodeller. Som avbildet påvirker spoleutplassering i LCX marginal koronararterie LV lateralveggen, mens interventrikulær septum er det mest berørte området i distal LAD-plassering. Disse resultatene ble også bekreftet etter hjerteseksjon (figur 2E,F).
Figur 1: Koronar angiografi, anteroposterior projeksjon. Representative bilder av pre- (A, B) og post-spole (hvite piler) utplassering (C,D) i LCX marginal gren og distal LAD koronar arterie. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Magnetisk resonansavbildning og hjertevevsseksjoner. Representative T1 3-kammer (A, B) og kortakse (C, D) forsinket forbedringsbilder for LCX marginal og distal LAD-infarkt. Bilder avslører sunt (svart) og infarktet (hvitt) myokardium. Fotografier av hjerteseksjoner etter LCX marginal (E) og distal LAD MI (F). Piler angir plasseringen og utvidelsen av det infarkterte området. Skalastang = 1 cm Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En spole utplassert i en koronararterie gir en reproduserbar og konsistent preklinisk ikke-reperfused MI-modell i svin som kan brukes til å utvikle og teste nye kardiovaskulære terapeutiske strategier.
I våre hender var dødelighet ved oppfølging 19% relatert til komplikasjoner av MI, hovedsakelig innenfor de første 24 t av prosedyren. Alle disse dødsfallene er relatert til den naturlige historien til den ikke-reperfused MI og var de primære resultatene av studien. Et av de mest kritiske trinnene i denne protokollen er avhengig av at mikrokateteret kommer inn i koronararteriene. I noen tilfeller forårsaket mikrokateterutvikling en vagal reaksjon som førte til alvorlig hypotensjon, AV-blokk og til slutt asystole. Likevel kan dette unngås ved å administrere en IV-bolus av adrenalin (0,001 mg/kg) før du fremmer mikrokateteret. En annen komplikasjon er forekomsten av ondartede arytmier som kan føre til VF. Disse episodene forekommer vanligvis 30 min etter MI-instaurering. Vi anbefaler å bruke en lidokain kontinuerlig infusjonshastighet (50-100 μg/kg/min) i minst 1 t for å redusere risikoen for ventrikulære arytmier. Som et alternativ kan en kontinuerlig infusjon av amiodaron (50-80 μg/kg/min) administreres. Men hvis ventrikulære arytmiske hendelser oppstår, anbefaler vi å levere en bolus av lidokain (1,5-3,5 mg/kg). Ved alvorlig bradykardi anbefaler vi administrering av atropinbolus (0,01 mg/kg), noradrenalinperfusjon (0,05-3 μg/kg/min) for mild eller moderat hypotensjon, og adrenalin (0,03 mg/kg) for alvorlig hypotensjon, elektromekanisk dissosiasjon, AV-blokk eller asystol. Men når en VF oppstår, må en 320J ventrikulær defibrillering påføres med en monofasisk hjertedefibrillator og gjentas til dyret gjenoppretter hjerterytmen. Når flere ventrikulære defibrilleringer er nødvendig eller asystole oppstår, utfør manuelle brystkompresjoner (80-90 kompresjoner / min), deprimere ribben 4 tommer, og koble dyret til den mekaniske respiratoren under 100% O2.
Hvis intervensjonsprosedyren forlenges i mer enn en time, er det nyttig å overvåke antikoagulasjonsnivået med den aktiverte koaguleringstidstesten for å sikre at den er større enn 300 sekunder. Hvis det er kortere, bør en ekstra dose heparin administreres.
I tilfelle en okklusiv trombe ikke dannes etter koronar arterie spole distribusjon, anbefaler vi plassering av en annen spole. Et annet alternativ kan være å administrere protamin (1mg/100IU av UFH) for å lette blodproppdannelse, selv om det er fare for trombedannelse i ledekateteret og påfølgende embolisering under kontrollinjeksjon.
Mange andre okklusjonsmodeller har blitt beskrevet for å simulere MI basert på opphør av koronarstrøm ved arteriell ligasjon, en ameroid constrictor eller ballonginflasjon. En utplassert spole setter imidlertid av koagulasjonskaskaden med trombedannelse som okkluderer koronararterien. Denne mekanismen simulerer så nært som mulig patofysiologien til menneskelig MI, sammenlignet med andre ikke-invasive teknikker som ballong okklusjon. Til tross for at ikke-reperfused MI resulterer i mer omfattende arrdannelse, mindre levedyktig myokard, og en større reduksjon i form av hjertefunksjon enn iskemi-reperfusjonsmodeller27, er det mer egnet for screening av antiinflammatoriske terapier, omvendt hjerteoppussing og gen- eller stamcellebehandling for behandling av kardiovaskulær sykdom28.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre
Acknowledgments
Vi uttrykker vår takknemlighet til Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) og ansatte for deres bidrag til dyremodellutførelsen. Dette arbeidet ble støttet av Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología og Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Dette arbeidet ble også finansiert av Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] og CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] prosjekter, som en del av planen Nacional de I+D+I, og cofunded av ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe ble støttet av et stipend fra det spanske kardiologiforeningen (Madrid, Spania).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R.
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
Tags
Medisin utgave 177 hjerteinfarkt svin spoledistribusjon preklinisk modell.Erratum
Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
- During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
- Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
- Weight:
0: Normal
1: <10% weight loss
2: 10-20% weight loss
3:> 20% weight loss
- Body condition:
0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover
- Behavior:
0: Normal: Active and interactive in your environment
1: Slight decline in activity and less interactive
2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm
- Physical appearance:
0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
1: Disappears embalming, skin/hair without shine
2: Poor skin/nasal secretions
3: Poor skin, abnormal or hunched posture
- Behavioral disorders:
0: None
1: Inability to move normally
2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)
- Clinical signs:
0: None
1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)
Score:
- 1-5: Supervise the animals once a day.
- 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team. - Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
- If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).
10. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
