Summary
يصف البروتوكول الحالي طريقة بسيطة وفعالة لجمع الدم من الوريد تحت الترقوة في الفئران. إنه يتيح أخذ عينات سريعة وفي الوقت المناسب ويمكن التعرف عليها بسهولة دون تخدير ويحصل على دم عالي الجودة من خلال جمع العينات المتكررة.
Abstract
تستخدم الفئران على نطاق واسع في دراسات الحرائك الدوائية (PK) ودراسات الحركية السمية (TK) التي تحتاج إلى جمع كمية معينة من الدم في نقاط زمنية محددة للكشف عن التعرض للمخدرات. تحدد طريقة أخذ عينات دم الفئران جودة البلازما وتؤثر بشكل أكبر على دقة نتائج الاختبار. تقوم طريقة جمع دم الوريد تحت الترقوة الموصوفة في هذا البروتوكول بجمع عينات الدم بشكل متكرر في الحالة الواعية للحيوانات لتلبية احتياجات اختبارات PK و TK. تضمن مهارات التعامل مع ضبط النفس والإجراء المناسب لشق الإبرة معدل نجاح جمع الدم. إنه سهل التشغيل مع ضمان جودة البلازما وفي نفس الوقت تلبية رعاية الحيوان. ومع ذلك ، تتطلب هذه الطريقة عملية ماهرة ، وقد تتسبب الطريقة غير المناسبة في ضعف الحيوانات والألم والعرج وحتى الوفيات. تم استخدام الطريقة الحالية في مرفق الاختبار لدراسة السمية الفموية لمدة 4 أسابيع في فئران Sprague Dawley (SD) مع TK. لم يتجاوز الحد الأقصى لكمية الدم التي تم جمعها خلال 24 ساعة 20٪ من إجمالي دم الحيوان. كان وزن جسم الحيوانات أكثر من 200 غرام للذكور والإناث. أظهرت البيانات أن وزن جسم الحيوانات يزداد بشكل مطرد كل أسبوع ، وكانت الملاحظة السريرية طبيعية بعد جمع العينات المتكررة.
Introduction
وفقا للمبادئ التوجيهية1 للمؤتمر الدولي المعني بتنسيق المتطلبات التقنية لتسجيل المستحضرات الصيدلانية للاستخدام البشري (ICH) والمبادئ التوجيهية2 للإدارة الوطنية للمنتجات الطبية (NMPA) ، يجب أن يفي عدد النقاط الزمنية لجمع الدم للفئران في دراسة الحركية السمية (TK) بمتطلبات التقييم الديناميكي للتعرض للأدوية. إجمالي حجم الدم التقريبي للفأر هو 55-70 مل / كجم من وزن الجسم3. تكون النقاط الزمنية للجمع مكثفة بشكل عام في غضون 30 دقيقة بعد الجرعات وتنخفض بعد ذلك ، ويجب جمع أكثر من عشر عينات دم في غضون 48 ساعة في الاختبار الروتيني4. على سبيل المثال ، يتم جمع عينات الدم في 12 نقطة زمنية (0 دقيقة ، 5 دقائق ، 10 دقائق ، 15 دقيقة ، 30 دقيقة ، 45 دقيقة ، 1 ساعة ، 2 ساعة ، 3 ساعات ، 4 ساعات ، 8 ساعات ، و 12 ساعة) في دراسة المعارف التقليدية للعقاقير التي يتم تناولها عن طريق الفم. يجب على الباحثين جمع 200-250 ميكرولتر من الدم بشكل متكرر في الفئران للحصول على بلازما عالية الجودة لاختبار المعارف التقليدية5.
تشمل مواقع جمع الدم في الفئران الأوعية الدموية للذيل ، وريد الضفيرة المدارية ، والوريد تحت الفك السفلي ، والقلب ، والشريان الأورطيالبطني 6 ، وما إلى ذلك. من بينها ، جمع الدم من الوريد الذيلي للفئران هو طريقة مستخدمة بشكل متكرر ، والتي تتطلب مشغلين ذوي خبرة ومهارة 7,8. لجمع الدم من الوريد الضفيرة المدارية الرجعية أقل تعقيدا. ومع ذلك ، لا ينصح بهذه الطريقة لأنها قد تلحق الضرر ببصر الفئران9 ، والدم من القلب والشريان الأورطي البطني مناسب فقط لأخذ عينات الدم النهائية10. هناك طريقة أخرى لجمع الدم من الوريد تحت الفك السفلي في الفئران الواعية التي أدت إلى المزيد من المضاعفات وكشفت عن عدم كفاية جودة عينة الدم11. لذلك ، قد يقوم الباحثون بتخدير الحيوان لتقليل صعوبة أخذ العينات. ومع ذلك ، فإن التخدير يزيد أيضا من تكلفة التجربة ، والأخطر من ذلك ، أنه سيؤثر على الحالة الأيضية للفئران12. يستخدم البروتوكول الحالي طريقة سريعة ومباشرة لجمع الدم في الأوردة تحت الترقوة للفئران دون تخدير ، مما يسمح بتحديد المواقع بدقة وجمع الدم بالتناوب الثنائي للحصول على عينات عالية الجودة في الوقت المناسب وبطريقة متكررة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات الموصوفة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) التابعة لشركة Guangdong Lewwin Pharmaceutical Research Institute Co.، Ltd. تم استخدام ذكور وإناث فئران Sprague Dawley (SD) ، ~ 6-11 أسبوعا للتجارب. تمت تربية الفئران باتباع الإرشادات الخاصة برعاية واستخدام المختبر13.
1. إعداد الحيوانات
ملاحظة: كانت جميع فئران SD المستخدمة في هذه الدراسة مستيقظة ولم يتم تخديرها / القتل الرحيم. هناك حاجة إلى مهارة التعامل مع ضبط النفس عن طريق الإمساك بالجلد على ظهر الحيوان.
- العثور على أدنى نقطة من الحفرة المثلثة تحت الترقوة بين الرقبة والمقدمة في الفئران. تحرك ~ 2-3 مم باتجاه الرأس والوصول إلى نقطة الإبرة في موقع جمع الدم (الشكل 1). قم بإزالة الشعر باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
ملاحظة: اعتمادا على الاحتياجات التجريبية ، قد تكون هناك حاجة إلى مصل أو بلازما. تؤخذ البلازما كمثال في هذا البروتوكول ، ولن تؤثر على عملية جمع الدم. - تحضير مسحات القطن الملطخة بالكحول بنسبة 75 ٪ للمسح والتطهير ومسحات القطن الجافة للمسح.
2. أخذ عينات من الدم
ملاحظة: يجب على الأقل 2 من الأشخاص ، وكلاهما يجب أن يكون من ذوي الخبرة في جمع الدم وتقنيات ضبط الفئران تنفيذ هذه الخطوات.
- أمسك الجلد الموجود على الجزء الخلفي من الرقبة بيد واحدة للحفاظ على رأس الجرذ ورقبته وثديه في وضع مستقيم وكشف موقع الحقن (فيديو 1). قم بتصويب الطرف الأمامي على جانب موقع الحقن للحفاظ على مستواه.
- حافظ على المحقنة موازية لرأس الجرذ باليد الأخرى وقم بإمالة المحقنة للخارج 5 درجات -10 درجات بحيث يميل الطرف نحو الاتجاه البطني.
- أدخل الإبرة بالكامل في التجويف الأمامي. اسحب المحقنة للخلف للحفاظ على الضغط السلبي داخل الأنبوب.
- حرك الإبرة ببطء من العمق إلى الضحلة وقم بعمل نسخة احتياطية من نفس المسار. عندما يدخل الدم إلى إبرة المحقنة ، ثبت موضع الإبرة (فيديو 2).
ملاحظة: سيتم بعد ذلك ملء الدم بمعدل ثابت في المحقنة ، كما هو موضح في الشكل 2A (منظر أمامي) والشكل 2B (منظر جانبي). - مراقبة الحد الأقصى لكمية الدم وفقا للمعايير التي وضعتها لجنة رعاية واستخدام الحيوان في المؤسسة. هذا يعتمد على وزن وصحة الحيوان. في حالة عدم وجود متطلبات أخرى ، لا تقم بإزالة أكثر من 20 ٪ من إجمالي حجم الدم للحيوان في غضون 24 ساعة ، الأمر الذي يتطلب ~ 3 أسابيع من الاستجمام14.
- عندما يتم جمع عينة دم كافية ، اسحب المحقنة على الفور واستعد لعلاج الدم (الخطوة 3).
- اضغط على موقع حقن الفئران لمدة ~ 1-2 دقيقة لوقف النزيف. نظرا لأن موقع التجميع يقع في الجزء السفلي من الرقبة ، قم بقرص جلد الوريد تحت الترقوة لوقف النزيف بالضغط عليه (الشكل 3).
ملاحظة: يمكن جمع الدم بالتناوب من الوريد تحت الترقوة الثنائي عند الحاجة إلى جمع الدم بشكل متكرر. - أعد الفئران إلى القفص ولاحظ حالتها.
3. معالجة عينة الدم
- أخرج الإبرة من المحقنة وتخلص منها في حاوية الأدوات الحادة. انقل الدم ببطء من المحقنة إلى أنبوب سعة 1.5 مل. اضغط على المحقنة على الحائط لتجنب تكوين الفقاعات ، إن وجدت.
ملاحظة: بما أن الضغط قد يتسبب في تمزق خلايا الدم الحمراء ، قم بإزالة الإبرة لمنع انحلال الدم14. - قم بتغطية أنبوب الطرد المركزي الدقيق ، ونفضه برفق ، وقم بقلبه رأسا على عقب خمس مرات على الأقل لخلط الدم تماما مع مضاد التخثر.
- الطرد المركزي عينة الدم الكاملة في 2000 × ز لمدة ~ 10-15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة في غضون 120 دقيقة بعد جمع البلازما.
- استخدم مسدس ماصة (انظر جدول المواد) لنقل البلازما العلوية إلى أنبوب طرد مركزي دقيق فارغ. لا تلمس رأس الماصة بالدم الكامل السفلي. تخلص من البلازما الملوثة بخلايا الدم الحمراء أو أعد جهاز الطرد المركزي.
- استخدم العينات على الفور أو قم بتخزينها في درجة حرارة -30 درجة مئوية.
ملاحظة: تحدد خصائص الدواء وقت التخزين. عينات البلازما التي تم الحصول عليها من الوريد تحت الترقوة شفافة وصفراء فاتحة. انحلال الدم قد يحول البلازما إلى اللون الأحمر.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
كانت عينات البلازما الجيدة من الوريد تحت الترقوة صفراء شاحبة شفافة (الشكل 4 ، الأنبوب الأيسر). أدى جمع الدم أو التلاعب به بشكل غير صحيح إلى انحلال الدم (الشكل 4 ، الأنبوب الأيمن).
أظهرت بيانات مرفق الاختبار أنه في دراسة سمية فموية لمدة 4 أسابيع لقطرة العين في فئران SD مع TK ، تم جمع عينات الدم مرتين في 9 نقاط زمنية (0 ساعة ، 0.167 ساعة ، 0.5 ساعة ، 1 ساعة ، 2 ساعة ، 4 ساعات ، 8 ساعات ، 12 ساعة ، و 24 ساعة) بين الأول (اليوم 1) وآخر يوم للجرعات (اليوم 28). كانت جرعة الفئران TKB و TKC و TKD 10 مجم / كجم و 30 مجم / كجم و 100 مجم / كجم على التوالي ، وكان حجم الجرعة 10 مل / كجم. كان حجم جمع الدم لأخذ العينات الأولى ~ 0.2 مل ، وكان عمر الحيوان ~ 6-7 أسابيع ، وكان وزن جسم الحيوان الذكر ~ 268-297 جم ، وكان وزن الأنثى ~ 214-239 جم. كان حجم الدم لأخذ العينات الأخيرة ~ 0.3 مل ، وكان عمر الحيوان ~ 10-11 أسبوعا ، وكان وزن جسم الحيوان الذكر ~ 376-462 جم ، وكان وزن الحيوان الأنثوي ~ 254-300 جم. كان هناك فاصل زمني قدره 28 يوما بين وقتي جمع الدم للمعارف التقليدية. زاد وزن جسم الحيوانات بشكل مطرد كل أسبوع ، وكانت الملاحظة السريرية طبيعية. يبلغ إجمالي كمية الدم من الفئران 250 غرام حوالي 16 مل15 ، والحد الأقصى لكمية الدم التي تم جمعها في غضون 24 ساعة لم يتجاوز 20 ٪ من إجمالي دم الحيوان. يتم عرض بيانات وزن الجسم للحيوانات الإناث في الجدول 1 ، وبيانات وزن الحيوانات الذكور موضحة في الجدول 2.
الشكل 1: تصوير نقطة الإبرة في موقع جمع الدم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 2: عملية استخراج الدم. تم الحصول على الدم بسلاسة. (أ) منظر أمامي. (ب) منظر جانبي. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 3: تمثيل طريقة مرقئ. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 4: ظهور العينة بعد الطرد المركزي. أظهر الأنبوب الأيسر صورة بلازما مؤهلة. أظهر الأنبوب الأيمن عينة انحلال الدم. بدت البلازما وردية أو حمراء. كلما كان اللون أغمق ، ارتفع معدل انحلال الدم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 5: تشريح الوريد تحت الترقوة. يقع هذا الوريد تحت الترقوة ، ويمكن أن تصل إليه الإبرة التي تمر عبر الحفرة المثلثة تحت الترقوة التي لا تزيد عن 0.5 سم. ينضم إلى الوريد الوداجي الداخلي والوريد الفقري والوريد الوداجي الخارجي لتشكيل الوريد القحفي. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الجدول 1: بيانات وزن الجسم للحيوانات الأنثوية. الرجاء الضغط هنا لتحميل هذا الجدول.
الجدول 2: بيانات وزن الجسم للحيوانات الذكور. الرجاء الضغط هنا لتحميل هذا الجدول.
فيديو 1: عرض من أعلى إلى أسفل لعملية أخذ عينات دم الفئران. الرجاء الضغط هنا لتحميل هذا الفيديو.
فيديو 2: منظر جانبي لعملية أخذ عينات دم الفئران. الرجاء الضغط هنا لتحميل هذا الفيديو.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
هناك فوائد معينة لجمع الدم من الأوردة تحت الترقوة. (1) نظرا لأن موقع جمع الدم ينفصل بسهولة ، والضفيرة الوريدية ليست منتظمة بسبب المواقف المختلفة للفئران ، يمكن للطريقة الموصوفة بسهولة تحديد موضع الضفيرة الوريدية مع الحفاظ على المواقف المستقرة والمريحة للفئران. (2) العملية سهلة ومواتية للتطور السريع لمهارات الفنيين وألم أقل للحيوانات. (3) وضع التشغيل لجعل الحيوان مرتاحا يقلل بشكل كبير من السلوكيات المضطربة ويمنع تناثر الدم. (4) إنها طريقة سحب دم بسرعة عالية (20 ثانية) ، وكفاءة عالية ، وتكلفة منخفضة ، وبدون تخدير ، مما يقلل من خطر تخدير الحيوانات ووقت ضبط النفس من حيث رعاية الحيوان.
في هذا البروتوكول ، يتم الاحتفاظ براحة الفئران في عملية ضبط النفس ، والاسترخاء بشكل معتدل عند التعامل وتجنب لمسة طويلة. تسمح المناولة السائبة للفئران بالتحرك بسرعة وقد تتسبب في إصابة عرضية للحيوانات أو الأشخاص ؛ على العكس من ذلك ، قد يسبب نقص الأكسجة في الفئران. من الضروري التوقف عن النزيف أثناء الضغط على موقع أخذ العينات. يحمل المشغلون الحيوان بين أذرعهم لتنعيمه في الظلام. بالإضافة إلى ذلك ، يجب ألا يكون الضغط السلبي مرتفعا جدا أثناء جمع الدم ؛ خلاف ذلك ، سوف يؤدي إلى ضعف أخذ عينات الدم. نظرا لأن دراسات PK و TK تتطلب جمع دم متكرر ، يجب التحكم في حجم الدم وفقا لوزن الحيوان وظروفه الصحية المختلفة ؛ وفي الوقت نفسه ، سيفيد موقع بديل لجمع الدم رعاية الحيوان. إذا كانت الحيوانات صغيرة أو ضعيفة ، يتم تزويدها بالجلوكوز والمكملات الأخرى بشكل مناسب في ظل الظروف التي يسمح بها الاختبار. يجب أن يكون مدخل الإبرة سلسا وخاليا من المقاومة ، وعندما لا يكون هناك دم لجمعه ، أو لا توجد مقاومة ، يجب إعادة إدخال الإبرة في اتجاه معدل قليلا أو تغيير الجوانب. في عملية أخذ عينات الدم ، من الضروري تجنب خلط الدم المأخوذ مرتين من الإدراج. عندما يكون حجم عينة الدم للحقنة الأولى غير كاف ، يلزم الحقن الثاني ، ويجب استبدال المحقنة ، ويتم أخذ الأنبوب البديل للدم الذي يتم جمعه مرة أخرى في حالة انحلال الدم. يوصى بإنهاء جمع الدم مرة واحدة. يتم توصيل الدم الموجود في المحقنة بالحائط وحقنه في أنبوب جمع الدم لتجنب الفقاعات أثناء العملية. لجمع الدم في الوقت المناسب ، يحتاج المشغل إلى الاستعداد الكامل قبل 2 دقيقة من الجمع وحقن 1 دقيقة قبل ذلك. عندما يكون الحيوان أقل تعاونا أو تحديا في العمل ، يجب تهدئته مسبقا. وبالتالي ، يجب أن يكون هناك مجموعة من الفنيين المؤهلين.
الضفيرة العضدية متعامدة مع الوريد تحت الترقوة وخلفه ، لذلك قد تؤدي العملية غير السليمة إلى إصابة الضفيرة العضدية ، وألم الأطراف الأمامية ، والعرج ، والتخبط ، والأعراض السلبية الأخرى16. يمكن أيضا تطبيق هذه التقنية على خنازير غينيا وتلبية احتياجات جمع الدم في تجارب خنزير غينيا ، ولكن هناك حاجة إلى مزيد من البحث لسحب الدم من خنازير غينيا بهذه الطريقة.
يوضح الشكل 5 تشريح الوريد تحت الترقوة. يقع الوريد تحت الترقوة تحت الترقوة ، ويمكن أن تصل إليه الإبرة بمجرد المرور عبر الحفرة المثلثة تحت الترقوة التي لا يزيد حجمها عن 0.5 سم. وبالتالي فإن الطريقة محفوفة بالمخاطر وتتطلب محترفا مؤهلا. سيؤدي المحترف غير المؤهل إلى فرط نشاط الحيوان ، أو صعوبة التحكم ، أو ضعف الدورة الدموية ، أو ضعف الحيوانات ، أو حتى الوفيات بعد جمع الدم المتسلسل. الجراحة غير الصحيحة ستتلف الصدر أو الشريان أيضا. نتيجة لذلك ، من الأهمية بمكان إشراك محترف مؤهل لتحقيق تجربة ناجحة.
في الختام ، يقدم هذا البروتوكول طريقة بديلة لجمع الدم من الوريد تحت الترقوة للفئران ، والذي يوفر الدعم الفني لدراسات PK و TK.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
لدى Limei Wang و Jianmin Guo و Xiaoman Zhong و Yali Sheng و Qiwen Lai و Hui Song و Wei Yang مصلحة مالية في معهد Guangdong Lewwin للبحوث الصيدلانية المحدودة ، والتي ، مع ذلك ، لم تدعم هذا العمل. يعلن المؤلفون الآخرون عدم وجود مصالح متنافسة.
Acknowledgments
تم تمويل هذا البحث من قبل مختبر مقاطعة قوانغدونغ الرئيسي للتقييم والبحوث غير السريرية للأدوية (رقم 2018B030323024) والبرنامج الرئيسي "إنشاء دواء جديد" لخطة البحث والتطوير الرئيسية في قوانغدونغ (رقم 2019B020202001) ، مشروع أبحاث مؤسسة قوانغتشو الأساسية والتطبيقية (رقم 202002030249 ورقم 202002030156).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.0 mL syringe (with needle, 26 G, 0.45 mm x 15.5 mm) | Jiangxi Hongda Medical Equipment Group LTD.(Nanchang, Jiangxi Province, China) | 20210629 | |
| 75% alcohol | Shandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd. (Dezhou, Shandong Province, China) | 210717 | |
| Animal source | Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd. | grade: SPF | laboratory animal production license number: SCXK (Hunan) 2019-0004, laboratory animal quality certificate number: 4307272101972847 |
| Cotton swab | Caoxian Hualu Sanitary Materials Co., Ltd.(Heze, Shandong Province, China) | 20210301 | Need to be sterilized. |
| Electric shaver | Shenzhen Codos Electric Appliance Co. , Ltd.(Shenzhen, Guangdong Province, China) | CP-6800 | |
| EP tube, 1.5 mL | Genetimes ExCell Technology,Inc.(Shanghai, China) | ||
| Heparin sodium (2 mL:12500 IU) | Tianjin biochem pharmaceutical Co.,Ltd(Tianjing, China) | 51200702 | Prepare 1250 IU/mL heparin sodium solution. Add heparin sodium solution into the EP tube in advance and make it evenly distributed on the wall of the EP tube, and dry it at 60°C for use. |
| Labtip (volume range 5-200 μL) | Thermo Fisher Scientific Oy | 94300120 | |
| Low speed refrigerated centrifuge | Hunan Xiangyi Laboratory Instrument Development Co., Ltd.(Changsha, Hunan Province, China) | L535R | |
| Pipette gun (20-200 μL) | BRAND | 12N92305 | |
| Rats (SD) | Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd. (Changsha, Hunan Province, China) | ||
| Sharp tool container | Taizhou Huangyan Yikang Plastic Factory (Taizhou, Zhejiang Province, China) | ||
| Eye drop | This reagent is not a commodity and the manufacturer requires it to be tested. In the principle of confidentiality, the manufacturer and model cannot be provided. |
References
- Shravya, K., et al. International conference on harmonization of technical requirements for registration of pharmaceuticals for human use. ICH M2 EWG. Electronic common technical document. , (2014).
- Tan, Y., et al. The China Food and Drug Administration (CFDA). , Springer International Publishing. (2015).
- McGuill, M. W., Andrew, N. R. Biological effects of blood loss: Implications for sampling volumes and techniques. ILAR Journal. 31 (4), 5-20 (1989).
- Aguilar-Mariscal, H., et al. Oral pharmacokinetics of meloxicam in the rat using a high-performance liquid chromatography method in micro-whole-blood samples. Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 29 (9), 587-592 (2007).
- Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
- JoVE. JoVE Science Education Database. Blood Withdrawal I. JoVE. , Cambridge, MA. (2021).
- Yang, H., et al. Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).
- Zou, W., et al. Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Itziar, F., Arantza, P., Nahia, D., Virginia, P., Juan, R. Clinical biochemistry parameters in C57BL/6J mice after blood collection from the submandibular vein and retroorbital plexus. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (2), 202-206 (2010).
- Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. Sublingual and submandibular blood collection in mice: A comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage. Laboratory Animals. 44 (4), 352-358 (2010).
- Wren-Dail, M. A., et al. Effect of isoflurane anesthesia on circadian metabolism and physiology in rats. Comparative Medicine. 67 (2), 138-146 (2017).
- National Institute of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edition. , National Academies Press. Washington DC. (2011).
- Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
- Diehl, K., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).
- Casal, D., et al. Functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat. Journal of Visualized Experiments. (158), e59767 (2020).
