Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Evaluering av auditiv hjernestammerespons i kylling hatchlings

Published: April 1, 2022 doi: 10.3791/63477
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2,3
1Roxelyn and Richard Pepper Department of Communication Sciences and Disorders, Northwestern University, 2Knowles Hearing Research Center, Northwestern University, 3Department of Neurobiology, Northwestern University

Summary

Vi har brukt standard auditive hjernestammeresponsteknikker (ABR) og brukt dem på hatchling kyllinger, en forgjengelig fuglemodell for auditiv funksjon. Protokollen skisserer dyreforberedelse og ABR-oppkjøpsteknikker i detalj, med trinn som kan oversettes til andre fugle- eller gnagermodeller.

Abstract

Den auditive hjernestammeresponsen (ABR) er en uvurderlig analyse i klinisk audiologi, ikke-menneskelige dyr og menneskelig forskning. Til tross for den utbredte bruken av ABR-er i måling av auditiv nevral synkron og estimering av hørselsfølsomhet i andre virveldyrmodellsystemer, har metoder for registrering av ABR i kyllingen ikke blitt rapportert på nesten fire tiår. Kyllinger gir en robust dyreforskningsmodell fordi deres hørselssystem er nær funksjonell modning i sen embryonale og tidlige klekkestadier. Vi har demonstrert metoder som brukes for å fremkalle en eller tokanals ABR-opptak ved hjelp av subdermale nåleelektrodekjeder i kylling hatchlings. Uavhengig av elektrodeopptakskonfigurasjon (dvs. montasje), inkluderte ABR-opptak 3-4 positive toppbølgeformer i løpet av de første 6 ms av en suprathreshold klikk stimulans. Topp-til-trough bølgeform amplituder varierte fra 2-11 μV på høyintensitetsnivåer, med positive topper som viser forventede latensintensitetsfunksjoner (dvs. økning i latens som en funksjon av redusert intensitet). Standardisert øretelefonposisjon var avgjørende for optimale opptak da løs hud kan okkludere ørekanalen, og dyrebevegelse kan løsne stimulanstransduseren. Toppamplituder var mindre, og latencies var lengre etter hvert som dyrekroppstemperaturen senket, og støttet behovet for å opprettholde fysiologisk kroppstemperatur. For unge hatchlings (<3 h post-hatch dag 1), terskler ble forhøyet med ~ 5 dB, peak latencies økte ~ 1-2 ms, og topp til trough amplitudes ble redusert ~ 1 μV sammenlignet med eldre hatchlings. Dette antyder et potensielt ledende problem (dvs. væske i mellomørehulen) og bør vurderes for unge hatchlings. Samlet sett tillater ABR-metodene som er skissert her, nøyaktig og reproduserbar registrering av in-vivo auditiv funksjon i kyllingluker som kan brukes på forskjellige utviklingsstadier. Slike funn sammenlignes lett med menneskelige og pattedyrmodeller av hørselstap, aldring eller andre hørselsrelaterte manipulasjoner.

Introduction

Studien av fremkalte nevrale responser på lydstimuli dateres tilbake over et halvt århundre1. Den auditive hjernestammeresponsen (ABR) er et fremkalt potensial som har blitt brukt som et mål på auditiv funksjon hos både ikke-menneskelige dyr og mennesker i flere tiår. Den menneskelige ABR presenterer med fem til syv bølgeform topper konvensjonelt merket av romerske tall (I-VII)2. Disse toppene analyseres basert på ventetid (forekomsttid i millisekunder) og amplitude (topp-til-trough-størrelse i mikrovolt) av nevrale responser. ABR er medvirkende til å evaluere funksjonen og integriteten til hørselsnerven, samt hjernestamme og hørselsterskelfølsomhet. Underskudd i hørselssystemet fører til fraværende, reduserte, langvarige eller unormale ABR-ventetider og amplituder. Bemerkelsesverdig er disse parametrene nesten identiske hos mennesker og andre dyr, noe som gjør det til en konsekvent objektiv test av auditiv funksjon på tvers av virveldyrmodeller3.

Et slikt modellsystem er kyllingen, og det er spesielt nyttig av en rekke årsaker. Fugler kan klassifiseres som altricial eller precocial4. Altricial fugler klekkes med sanser som fortsatt utvikler seg; For eksempel viser låveugler ikke en konsistent ABR før fire dager etter luke5. Forgjengelige dyr som kyllingluken med nær modne sanser. Utbruddet av hørselen skjer i embryonal utvikling, slik at dager før luke (embryonal dag 21), er hørselssystemet nær funksjonell modning 6,7,8. Altricial fugler og de fleste pattedyrmodeller er utsatt for ekstrinsiske faktorer som påvirker utviklingen og krever husdyrhold til hørselen er moden. Kylling ABRs kan utføres samme dag som luken, og forløper behovet for fôring eller et beriket miljø.

Den embryonale kyllingen har vært en godt studert modell for fysiologi og utvikling, spesielt i den hørbare hjernestammen. Spesifikke strukturer inkluderer kylling cochlea nucleus, delt inn i kjernen magnocellularis (NM) og nucleus angularis (NA), og fuglekorrelasjonen av medial overlegen oliven kjent som nucleus laminaris (NL)6,7. ABR er ideell for å fokusere på sentral auditiv funksjon før nivået av forebrain og cortex. Oversettelse mellom in-vivo ABR-målinger og in-vitro nevronale studier av utvikling8, fysiologi9, tonotopy10 og genetikk11,12 gir ideelle forskningsmuligheter som støtter studier av generell auditiv funksjon.

Selv om ABR har blitt grundig studert i pattedyrmodeller, har det vært mindre fokus for avians. Tidligere fugle ABR-studier inkluderer karakteriseringer av budgerigaren13, hakkespett14, måke15, dykkerfugler16, sebrafink17, daglige raptors18, kanarifugl19, tre arter av ugle 5,20,21,22 og kylling23. Gitt de nesten fire tiårene siden den siste grundige karakteriseringen av kyllingen ABR, har mange av utstyret og teknikkene som tidligere ble brukt endret. Innsikt fra studier i andre fuglemodeller kan bidra til å utvikle moderne kylling ABR-metodikk, samtidig som den fungerer som en sammenligning med kyllingen ABR. Dette papiret vil skissere det eksperimentelle oppsettet og designet for å tillate ABR-opptak i hatchling kyllinger som også kan brukes på embryonale utviklingsstadier og andre små gnager- og fuglemodeller. I tillegg, gitt den forgjengelige utviklingen av kyllingen, kan utviklingsmanipulasjoner utføres uten omfattende husdyrhold. Manipulasjoner til et utviklende embryo kan evalueres bare noen få timer etter at dyret klekker seg med nesten modne hørselsevner.

Protocol

Eksperimentene beskrevet her ble godkjent av Northwestern University's Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) og utført i samsvar med National Institutes of Health Guide for care and use of Laboratory Animals.

1. Kyllinghold

  1. Skaff befruktede hvite leghorn kyllingegg.
    MERK: Det er flere kyllingraser som brukes i vitenskapelig forskning, men resultatene vist her er fra hvit leghorn kylling (Gallus gallus domesticus). Mens ABR-variasjon mellom raser er ukjent, er det funnet noen forskjeller når man sammenligner voksne eggleggende kyllinger med kjøttproduserende kyllingekyllinger24,25.
  2. Inkuber egg ved 38 °C, fuktighet ved 50 %, i 21 dager før ønsket testdato.
    MERK: Hvis egg ikke umiddelbart inkuberes ved 38 °C, kan de oppbevares ved 14 °C, fuktighet ved 40 %. Men jo lengre egg holdes ved 14 °C, jo mindre sannsynlig er det at de utvikler seg til levedyktige hatchlings. Etter 7 dager kan egg levedyktigheten falle så lavt som 50% avhengig av hvor lenge egg holdes ved 14 °C. Egg levedyktighet vil også falle i vintermånedene.
  3. Snu eggene regelmessig 2-3 ganger om dagen. De fleste inkubatorer har en mekanisme for å utføre dette automatisk.
  4. Hvis du bruker en Styrofoam inkubator eller en inkubator som holder mer enn 6 egg, overfør egg til en liten 38 ° C inkubator dagen før luke, embryonal dag 20 (E20). Egg skal klekkes 21 dager (E21) etter å ha blitt satt i inkubatoren.
    MERK: I klekkingsprosessen vil dyret begynne å "pipping" ut av egget, noe som gjør et lite hull som til slutt går rundt hele egget. Hvis forholdene er for tørre, kan egget tørke opp, og dyret vil ikke kunne klekkes. Fuktigheten bør holdes rundt 50%, basert på tidligere studier på egg klekking levedyktighet 26,27,28,29.
  5. Bestem dyrets alder. Hvis luken ikke er vitne til personlig, er den eneste indikasjonen på alder den 2-3 timer det tar for fostervann å tørke.
    MERK: Hatchling inkubatoren skal rengjøres grundig daglig med 70% isopropylalkohol basert på hvor mange hatchlings som behandles. Kylling hatchlings forlater ofte ekskrement, fjær og fostervann i inkubatoren, noe som kan forurense forhold og luftkvalitet.

2. Legemiddelforberedelse

  1. Vei dyret ved å plassere det i en stor veiebåt. Med en mild nok plassering bør dyret ikke bevege seg.
    MERK: Massen kan variere fra 30-45 g. Yngre dyr er ofte tyngre på grunn av eggeplommereserver og utskiller ennå ikke avfall. Eldre dyr som nærmer seg 24 timers alder og P2 veier vanligvis mindre.
  2. Forbered en bedøvelsescocktail av Ketamin (100 mg/ml) og Xylazine (20 mg/ml) slik at dosen er 50 mg/kg Ketamin og 16,68 mg/kg Xylazine basert på dyrevekt.
    MERK: Denne legemiddelcocktailen kan gjøres med 1 ml Ketamin (100 mg/ml), 1,5 ml Xylazin (20 mg/ml) og 2,5 ml H2O. Bedøvelsescockjeksjoner vil variere fra 0,05-0,1 ml basert på 30-45 g-serien i dyrevekt.

3. Legemiddelinjeksjon og dyreforberedelse

  1. Hold dyret i den ene hånden, sørg for å holde bena nede.
  2. Føl deg for dyrets brystben, kjølen. På hver side av kjølen vil være brystmuskel.
  3. Bruk en 29 G nål og sprøyte til å trenge 5 mm inn i huden og injisere Ketamin/Xylazine-cocktailen i brystmuskelen. Injiser mellom 0,05-0,1 ml basert på dyrevekt.
  4. Plasser dyret tilbake i inkubatoren etter injeksjon. Opprettholde dyrs kroppstemperatur i noen minutter når bedøvelsen trer i kraft.
    1. Bruk tang til å klemme tåen på dyret og sjekk om nakken er slapp. Hvis det ikke er refleks og en slapp nakke, er dyret bevisstløs.
  5. Bestem kyllingens kjønn ved hjelp av vingefjærene. Hvis fjærene er like lange, er dyret mannlig. Hvis fjærene varierer i lengde, er dyret kvinne30.
    MERK: En annen metode for sexing av dyret er ventilasjon. De mannlige kjønnsorganene kan ses i cloaca31. Denne metoden er svært vanskelig og kan skade dyret hvis det ikke gjøres riktig. Det anbefales å bruke vingefjærmetoden.
  6. Påfør depilatorisk krem med en bomullsspissapplikator på hodet og nakkeområdet, spesielt i nærheten av øreåpningen for fuglen.
  7. Bruk 70% isopropylalkoholservietter for å tørke av fjær, eventuell gjenværende depilatorisk krem og huden på hodet og nakken.
  8. Bruk en 70% isopropylalkoholserviett for å sterilisere subdermale elektroder og rektal sonde.
  9. Plasser dyret i et lydisolasjons- og elektrisk skjermet kammer. Sørg for at miljøet har minimal elektrisk og akustisk støy for de beste opptakene.
    MERK: Eksperimentene her ble gjort i et tilpasset lydisolert kabinett som måler 24 x 24 x 25 tommer. Ethvert kammer eller rom som eliminerer akustisk støy, samt elektrisk støy fra vekselstrøm (60 Hz i USA), er tilstrekkelig.
  10. Bruk en varmepute eller temperaturkontrollsystem for å opprettholde kroppstemperaturen til dyr.
  11. Sett inn den smurte rektalsonden for å sikre at dyrets temperatur opprettholdes mellom 37-41 °C og 32,33.
    MERK: Hvis sonden har feil størrelse, kan dyret ligge oppå temperatursonden.
  12. Fest dyrets hode på plass eller hvil nebbet mot et objekt for å unngå uønsket bevegelse. Dette kan gjøres med modellering av leire hvis pusten ikke er blokkert.
  13. Administrer en supplerende injeksjon av bedøvelsescocktail som er halvparten av den opprinnelige dosen hvis dyret begynner å gjenvinne bevisstheten under testing.
    MERK: Enhver kroppsbevegelse eller vokalisering er et tegn på at en supplerende dose må administreres. Miniscule nebbbevegelser indikerer pust og er akseptable.

4. Plassering av elektrode

  1. Bruk tre rustfritt stål, sølvklorid nåleelektroder med følgende betegnelser: referanseelektroden, den aktive elektroden og den vanlige jordelektroden.
    MERK: Referanseelektroden kalles også invertering eller "-". Den aktive elektroden kalles også ikke-inverterende eller "+".
  2. Plasser hver elektrode sub-dermally 2-3 mm inn i hodet, men ikke dypt nok til å trenge inn i skallen. Bruk elektroder som er 7 mm lange og 0,4 mm i diameter.
  3. Stikk elektroden ut av huden og eksponer spissen. Dette bidrar til å minimere kontakt med huden og sikre konsistent innsettingsdybde over dyr34.
    MERK: Elektrodetråden skal ha tilstrekkelig slakk slik at det ikke er spenning som trekker den ut eller trekker huden stramt etter at du har plassert elektroden.
  4. For enkanalsopptak, plasser den aktive elektroden over skallen ved midtlinjen, så langt kaudal som ørekanalen.
    1. Plasser referanseelektroden bak øret der stimulansen skal leveres, og plasser jordelektroden bak den kontralaterale ørekanalen i nakken.
      MERK: Hvis du utfører kirurgi på dyrets hodeskalle eller ørekanal, plasser referanseelektroden i nakken ved dyrets midtlinje. Både denne og trinn 4.4.1 betraktes som horisontale elektrodeopptaksmontasjer.
  5. For tokanals opptak, bruk to negative elektroder og en kombinert positiv elektrode som krever en adapterkabel. Plasser jordelektroden subdermalt i nakken og en referanseelektrode bak hver ørekanal.
  6. Kontroller elektrodeimpedansen. Påse at den totale elektrodeimpedansen ikke overstiger 5,0 kΩ. Oppretthold interelektrodimpedansen under 3,0 kΩ.

5. ABR-opptak

  1. Avhengig av anskaffelsesmaskinvare og -programvare, må du sørge for å utføre kalibrering for riktige lydnivåer på tvers av stimulusfrekvenser som brukes.
    MERK: Kalibreringsteknikker vil variere avhengig av utstyr (se diskusjon). For noen programmer kan lyddemping redigeres i programvaren. Kalibreringsprosedyrer utført her involverte bruk av en 1/8-tommers B&K 4138 kondensatormikrofon for å registrere frekvensstimuli i et lukket koblingssystem som tilnærmet kyllingørekanalen (~ 5 mm). Et kylling hatchling kalibreringsbord er gitt som et supplerende bord.
  2. Flytt lydtransduserapparatet mot dyrets aktive øre. Plasser lydtransduseren på en grunn dybde på 2 mm i øregangen.
    MERK: Avhengig av lydtransduseren kan en plastspekulum festes og settes inn i ørekanalen. Spekulumplasseringen er kritisk. Hvis lyden er blokkert av kanalveggen eller ørekanalen er klemt lukket, vil ABRs være fraværende eller ligne et ~ 40 dB skift i terskelen.
  3. Sjekk dyret under testing hvis resultatene ser unormale eller fraværende ut. Hvis de er det, omplasserer du lydtransduseren i ørekanalen.
    MERK: Siden huden er løs og dyrebevegelse er mulig, kan spekulumplasseringen skifte under opptak. Men med riktig bedøvelsesinjeksjon og dyret helt bevisstløs, kan registreringen gå uavbrutt i 30-45 min.

6. Datainnsamling

  1. Bruk tilstrekkelig utstyr/programvare for å generere lydstimuli og ta opp/anskaffe ABR-opptak.
    MERK: Det er mange kommersielt tilgjengelige eller tilpassede systemer for ABR-oppkjøp. For disse eksperimentene ble den kommersielt tilgjengelige Intelligent Hearing Systems (IHS) SmartEP USB-plattformen brukt. Evnen til å manipulere registreringsparametere er kritisk; Disse inkluderer, men er ikke begrenset til, stimulansintensitet, stimuluslengde, stimulusfrekvens, stimuluspresentasjonshastighet, høyt pass- og lavpassfilter, artefaktavvisning, antall feiringer, samplingsfrekvens, konvoluttform og stimulanspolarisering.
  2. Sett artefaktavvisning (AR) øvre og nedre grenser til ±25 μV, slik at dyrebevegelse eller støy under en feie vil utelukke at feie fra analysen. På tvers av befolkningen som ble testet, ble mindre enn 1% av de totale feiringen avvist på grunn av gjenstander.
  3. Samle minst 1024 feiringer for å få en stor gjennomsnittlig respons. Dette kan gjøres i to opptak på 512 feier hver. Dette sikrer også at responsen er stimulus-fremkalt og repeterbar.
  4. Sett forsterkningen til 100 000, low pass-filteret til 100 Hz og høypassfilteret til 3000 Hz.
    MERK: Filterinnstillingene for lav og høy pass var optimale for opptak ved hjelp av IHS-systemet. Derfor er disse parametrene anbefalinger. ABR-opptak i andre fuglearter ved hjelp av BIOSIG-programvaren filtrerte signalet mellom 30 og 3000 Hz 5,13,14,16,22.
  5. Angi stimulanspresentasjonsraten mellom 10 og 20 stimuli per sekund. Høye presentasjonsrater vil skifte ABR-toppventetid, spesielt for senere topper13. Lave presentasjonsrater vil øke tiden det tar å skaffe seg ABR.
  6. Sett tidsvarigheten for klikks stimulansen til 100 μs.
    1. Hvis du bruker en toneutbruddsanmulans, må du redigere hyppigheten og varigheten av stimulansen basert på ønsket effekt. En rekkevidde på 100-4000 Hz ble brukt til toneutbruddstimuli, selv om rekkevidden av atferdshøring hos voksne kyllinger varierer fra 2-9000 Hz35.
      MERK: I IHS-systemet kan stigningen og falltiden til en toneutbruddstimulans bare endres hvis spektralkonvoluttformen er en trapesformet. Imidlertid gir cosinus kvadrert og Blackman-konvolutter en forhåndsinnstilt stigning og høsttid som ofte brukes i ABR-eksperimenter for dyr. IHS-systemet kan vise spektralkonvolutten til en tone som brister for å sikre passende øknings- og falltider. Stigningen og falltiden for en klikkstimulans kan ikke redigeres i IHS.
  7. Sett samplingsfrekvensen til den høyeste tillatte verdien (vanligvis 40 kHz) for dataene med best oppløsning.
    MERK: Noen systemer, inkludert IHS, bruker et begrenset antall prøvetakingspunkter og vil endre lengden på opptaksvinduet. En samplingsfrekvens på 40 kHz (25 μs) kan bare tillate et opptaksvindu på 12 ms, så for å fange en toneutbrudd ABR, ble en 20 kHz samplingsfrekvens (50 μs periode) brukt til å tillate et opptaksvindu på 24 ms. Hvis du sammenligner klikk- og toneutbrudds-ABR-er direkte, må du holde samplingsfrekvensen konstant for å opprettholde samme oppløsning.
  8. Sett stimulanspolariseringen til vekslende. Dette gjøres for å eliminere visualiseringen av cochleamikrofonien fra ABR-opptak. For å visualisere cochleamikrofonien, bruk sjeldenhet eller kondens for stimuluspolaritet.
    MERK: Mange innstillinger kan endres når du velger stimuli. De angitte forsterknings- og filterinnstillingene er kanskje ikke optimale for andre utstyrsoppsett. Fabrikkstandarder på de fleste ABR-maskiner er ikke satt for opptak i hatchling kylling.
  9. Hvis du tar opp 512 sveip, kombinerer du to separate tester for å lage et 1024 sveipegjennomsnitt.
  10. For en klikk- eller toneutbruddsvemulans, skaff deg en ABR med en suprathreshold-intensitet.
  11. Fortsett registreringen ved lavere og lavere intensiteter til den fremkalte responsen ikke lenger kan identifiseres.
  12. Definer ABR-terskel som den laveste stimulansintensiteten som fremkaller en påviselig fremkalt respons. Senk stimulansintensiteten med trinn på 5 dBSPL for å finne den laveste stimulansintensiteten som fremkaller en påviselig topp.

7. Eutanasi og eksperimentslutt

  1. Når ABR er anskaffet, lag en overdose (0,1 ml) eutanasioppløsning (Pentobarbital Natrium 390 mg/ml Fenytoinnatrium 50 mg/ml).
  2. Etter å ha brukt en tåklemme for å bekrefte at det ikke er refleks, injiser eutanasioppløsningen i brystmuskelen med en 29-G nål på en 5 mm dybde. Injeksjonsteknikken er den samme som bedøvelsesinjeksjonen.
    MERK: Dyret utløper etter noen minutter. Ikke manipuler eller halshugge dyret før ingen bevegelse er oppdaget. En alternativ eutanasi teknikk er å utføre en intravenøs injeksjon i brachial vene under vingen.
  3. Så snart dyret ikke er refleksivt og pust og hjerteslag har opphørt, decapitate raskt med skarp saks eller saks.
  4. Rengjør varmeputen, rektal sonde og sølvkloridelektroder med 70 % isopropylalkoholservietter.
  5. Kontroller at alle innhentede spor er lagret. For videre analyse eksporterer du filer som .txt filer som kan vises i notisblokk eller importeres til et regneark.

Representative Results

Representative ABR-opptak for hatchling kyllinger
Følgende representative og befolkningsresultater kommer fra ABR-opptak gjort hos 43 dyr. Som svar på en suprathreshold klikk stimulans (75 dBSPL), ble tre positive topper konsekvent observert på tvers av alle hatchlings. Disse toppene skjedde innen 6 ms etter stimulans utbruddet. Sjelden ble det også observert en fjerde topp på ~ 6 ms. Mens identifiseringen av ABR-topper hos fugler varierte blant dyr (se diskusjon), ble topper merket og identifisert som romerske tallbølger I-IV. En representativ ABR-bølgeform med merkede topper vises i figur 1A (toppsporing). Figur 1B viser funksjonen for latensintensitet for bølge I og III merket i det representative sporet. Wave I peak latency økte med ~ 0,3 ms for hver 20 dB reduksjon i stimulusintensitet. I gjennomsnitt oppstod Waves I-III på henholdsvis 1,50 ms (±0,02 ms), 3,00 ms (±0,06 ms) og 4,13 ms (±0,09 ms) ved henholdsvis 75 dBSPL (figur 1C). Wave I og Wave III presenteres alltid som en entall topp. Av og til for Wave II ble det sett flere små topper mellom 2,5-3,2 ms. Hver topp hadde et tilsvarende trough, og topp-til-trough-amplituden til Wave I - den største av alle toppene - i gjennomsnitt 7 μV og nærmet seg en maksimal amplitude på 11 μV ved 75 dB SPL.

I tillegg til den største amplituden, presenterte Wave I av kyllingen ABR minst variasjon i topp latens blant dyr. Derfor ble denne toppen brukt til å estimere hørselsterskelfølsomhet. ABR-terskler ble definert som den laveste stimulansintensiteten som fremkalte en identifiserbar og repeterbar bølgeformtopp. Dette ble subjektivt bestemt av eksperimentet og kryssjekket av en annen eksperimentør for terskelavtale. Topper var bedre definert og enklere å identifisere ved bruk av klikkstimuli, men toneutbrudd genererte også definerte og identifiserbare topper som varierte avhengig av stimulusfrekvens og dens parametere (figur 1D, n = 4 kyllinger). Den klikk-fremkalte ABR-terskelen var lavere enn toneutbruddet fremkalte terskelen, med unntak av 1000 Hz. Terskler varierte mellom 10-30 dBSPL for klikkstimuli. Click-evoked ABRs som ikke viste identifiserbare topper >30 dBSPL var ofte et resultat av at spekulumet ble løsnet fra ørekanalen på grunn av dyrebevegelse.

Redusert kroppstemperatur øker ABR-ventetiden
Hastigheten på nevral aktivitet - målt ved toppforekomsten av en bølgeformamplitude (dvs. latens) - er kjent for å redusere ved lavere kroppstemperaturer36,37. Dette fenomenet ble observert i hatchling kylling ABRs ved hjelp av en 75 dBSPL klikk stimulans. Et representativt spor vises i figur 2A. Etter hvert som kroppstemperaturen gikk ned fra 39 °C, oppstod ventetiden til ABR-toppene senere i tid, til tross for samme stimulansintensitetsnivå. Figur 2B viser ventetiden til Waves I og III som en funksjon av lavere kroppstemperaturer for det representative sporet. Det var en sterk sammenheng (R2 = 0,89) mellom lavere kroppstemperaturer og forekomsten av Wave I peak latency (Figur 2C, n = 5 kyllinger). Disse resultatene viser behovet for å opprettholde en nesten normal kroppstemperatur under ABR-opptak. Hvis nesten normal kroppstemperatur ikke opprettholdes, er latensintensitetsfunksjoner og amplitudemålinger av ABR svært variable og ofte unøyaktige.

Latens- og amplitudeforskjeller i tidlige hatchlings
Forskning har vist at nevral aktivitet relatert til hørselsde begynnelse for kyllingen er nær modning ved sen embryonalalder 8 år. For en undergruppe av svært tidlige hatchlings (<3 h post-hatch) observerte vi imidlertid et topp latensskift av ABR-bølgeformer (n = 4) som svar på en 75 dB SPL klikk stimulans eller fremkalte potensialer var ikke identifiserbare (n = 2 kyllinger). I 2 unge hatchlings kunne ingen toneutbrudd ABR fremkalles, og klikkterskler ble forhøyet med 50 dBSPL. Dette kan skyldes et ledende problem der det fortsatt er væske i dyrets ørekanal / mellomørehule, eller en underutviklet nevral komponent. Pattedyrstudier har rapportert terskelforskyvninger på 50 dB hos nyfødte38,39. Representative dyr som ble brukt her var >3 timer gamle, som også sammenfalt med tiden det tar for fjærene å tørke. Figur 3A viser ABR-er registrert fra unge (P1, <3 h gamle) og eldre hatchlings (P2). For analyse presenterte bare 3 unge hatchlings alle tre ABR-toppene. Peak waveform latencies var betydelig forlenget, og bølgeform amplituder ble litt redusert sammenlignet med eldre hatchlings (figur 3B-C, henholdsvis).

Referanseelektrodeplassering og tokanals ABR-opptak
I figur 4 ble referanseelektrodeplasseringen modifisert mellom 2 forskjellige steder, men resulterte likevel i sammenlignbare ABR-opptak. En sammenligning mellom 75 dBSPL-klikkspor i samme dyr med de to referanseelektrodeplasseringene viste minimale forskjeller i bølgeformamplituder fra topp til trough og toppbølgeformforsinkelser (figur 4A). Mastoidplasseringen var metodisk som pattedyr ABR-eksperimenter som plasserer referanseelektroden på mastoiden eller pinna. Bruk av nakkeplassering for referanseelektroden ville være gunstig hvis manipulering eller kirurgi ble utført på begge øret. Interessant nok skjedde Wave II peak amplitude for mastoidplasseringen (rød spor) 1 ms etter Wave II-toppen for nakkeplasseringen (svart spor). Denne tidsforskjellen gjenspeiler sannsynligvis stedet(e) til ABR nevral generering i forhold til elektrodeplasseringen.

Ved hjelp av et tokanals oppsett ble en aktiv opptakselektrode (øverst på hodeplasseringen) og to referanseelektroder (mastoidplasseringer) brukt til å oppnå ABR-er for både venstre og høyre ører (figur 4B). Responsene mellom de to ørene var like, med mindre endringer i toppamplituder sannsynligvis på grunn av øretelefonposisjonering. Ventetiden til både venstre og høyre øre som tilsvarer støttet den like sunne funksjonen til både ører og hjernestammehalvdeler i klekkekyllingen. Tokanals opptaksmontasjen kan også brukes til binaurale ABR-er, men det vil være ytterligere hensyn som er nødvendige for disse opptakene.

Figure 1
Figur 1: Representative opptak av klekkende kyllinger til klikk- og tone-fremkalte stimuli. (A) Representative ABR-opptak fra en hatchling chick (P2) som en funksjon av forskjellige stimulusintensitetsnivåer. Tre til fire positive topper i mikrovolt (μV) kan identifiseres innen 6 ms post-stimulus utbrudd (tid = 0 ms). Bølger ble identifisert ved hjelp av romerske tall. Topp-til-trough amplituder reduseres ved lavere stimulansintensitetsnivåer. (B) Latensintensitetsfunksjoner for waves I og III for det representative sporet vist i (A). Bare disse toppene ble analysert, da Wave II vanligvis ikke ble observert ved intensiteter <45 dBSPL. (C) Latens av klikk-fremkalte ABR topp bølgeformer (n = 43 kyllinger). Feilfelt angir standardfeilen for gjennomsnittet (SEM). (D) Gjennomsnittlig tone-fremkalte ABRs (svarte spor) for fire hatchling kyllinger ved tre forskjellige frekvenser. Røde spor = standardfeil av gjennomsnittet (SEM) Stimuli = 75 dBSPL. I dette og påfølgende tall betegner feilfelt SEM, og høyre øre var stimulansøret. (unntak for figur 4B der begge ørene ble stimulert). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Effekt av kroppstemperatur på ABR-opptak. (A) Representative ABR-opptak fra en hatchling chick (P2) som en funksjon av kroppstemperatur. For lavere kroppstemperaturer økte peak waveform-latencies mens topp-til-trough amplituder forble relativt uendret. (B) Latenstemperaturfunksjonen til Waves I og III for de representative sporene vist i (A). (C) Populasjonsdata som viser sammenhengen mellom latens og temperaturendringer for 5 kyllinger (p < 0,01, R2 = 0,89). En lignende trend ble observert for Waves II og III (data ikke vist). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Aldersrelaterte forskjeller på ABR-opptak. (A) Representative ABR-opptak (overlappet) av en representativ hatchling chick på P2 (svart spor) og P1 (<3 h post-hatch, red trace). (B) Peak waveform latencies for Waves I, II, og III som en funksjon av alder. Ventetidene for Waves I-III var signifikant forskjellige mellom aldre (P < 0,05, n = 6 kyllinger). (C) Topp-til-trough bølgeform amplituder av Waves I, II, og III som en funksjon av alder. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Elektrodeplassering og tokanals ABR-opptak: (A) Representative ABR-opptak (overlappet) fra samme klekkekylling (P2) med referanseelektroden plassert i nakken (svart spor) eller mastoid (rød spor). Den aktive elektroden ble plassert midt på skallen for begge elektrodeopptaksmontasjene. Ventetiden til Waves I og III, og amplituden til Waves I og III er nesten identiske under begge forhold. Ventetiden til Wave II er tidligere, og amplituden er større for elektroden plassert i nakkevevet. (B) Tokanalsopptak mens du sekvensielt stimulerer høyre og venstre ører. Representative ABR-opptak (overlappet) fra samme hatchling chick (P2) med referanseelektrodene plassert i mastoiden til venstre øre (blå spor) og høyre øre (røde spor) på tre forskjellige intensitetsnivåer. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Supplerende tabell: Kylling hatchling kalibreringsbord. Klikk her for å laste ned denne tabellen.

Discussion

Fuglens auditive hjernestamme er godt studert, og mange strukturer er analoge med pattedyrets auditive vei. Den hørbare nerven gir eksitatoriske innganger på de to førsteordens sentrale kjernene, cochleakjernen magnocellularis (NM) og angularier (NA). NM sender en eksitatorisk projeksjon bilateralt til sitt auditive mål, nucleus laminaris (NL)7. NL prosjekter til kjernen mesencephalicus lateralis, pars dorsalis (MLd)40,41. NL projiserer også til den overlegne olivary kjernen (SON), som gir tilbakemeldingshemming til NM, NA og NL42. Denne lavere auditive hjernestammemikrociraldrakten er utsøkt bevart for funksjonen den underdaniggjør, lydlokalisering og binaural hørsel33. De øvre hørbare hjernestammeområdene til fuglen har også kjerner analoge med pattedyret lateral lemniscus og dårligere colliculus i midbrain. Gitt disse likhetene, er sammensetningen av fuglen ABR opp til den hørbare midbrain sammenlignbar på tvers av alle vertebrater.

Mens flere fuglearter viser tre positive topper innen 6 ms etter stimulans utbruddet, har korrelasjonen mellom ABR-topper med sentrale auditive strukturer en viss variasjon. Bølge I kan med rimelighet antas å være den første nevrale responsen fra perifer basilar papilla og auditiv nerve og viser liten variasjon blant individer (figur 1C). Etterfølgende bølgeidentifikasjon er mindre sikker og kan variere mellom arter. Kuokkanen et al.17 fastslo nylig at Bølge III av låveuglens ABR genereres av NL; Det er derfor rimelig å argumentere for at Wave II stammer fra NM og NA i cochleakjernen20. Imidlertid ble ugle wave III definert som den positive toppen generert 3 ms etter stimulans utbruddet. Dette tilsvarer Wave II som definert i hatchling kylling ABR. I låveuglen ABR ble bølger I og II kombinert.

Mens klekkekyllingen vanligvis presenteres med tre topper innen 6 ms, ble det av og til observert en fjerde topp (f.eks. se figur 1A). Befolkningsdata, større utvalgsstørrelse og flere eksperimentelle paradigmer ville være nødvendig for å støtte en fjerde bølge, og i noen tilfeller en fem-bølge kylling ABR. Det mest konsistente funnet var de tre topprepresentasjonene som vises her.

Siden ABR er definert som et mål på nevral synkron, kan de viktigste kjernene i den hørbare banen representere hver positive topp i ABR. Signalet som går fra hørselsnerven til NM/NA og deretter til NL kan definere henholdsvis Waves I, II og III i klekkekyllingen ABR. I tillegg kan den senere forekommende fjerde toppen av kyllingen ABR representere en øvre hjernestamme eller midbrain auditiv struktur. Karakteriseringen av fugle ABRs bør også vurdere forskjellen mellom prekociale og altricial fugler. Modningen av hørselsresponser vil variere mellom arter og påvirkes også av andre kritiske trekk som rovdyradferd og/eller vokal læring4. Uansett brukes metodene og teknikkene som er beskrevet lett på en rekke fugle- og virveldyrarter.

Betydningen av å opprettholde dyrekroppstemperaturen er illustrert i figur 2. Etter hvert som den indre kroppstemperaturen gikk ned, økte ventetiden for ABR-responser for samme stimulansintensitetsnivå. Dette er mer uttalt når kroppstemperaturen faller under 32 °C36,37. Den omtrent 1 ms latens økningen i ABR er mindre enn tidligere rapportert i kylling23. Katayama23 brukte imidlertid en 12-dagers gammel klekking som ble avkjølt og deretter oppvarmet over en 4 timers periode. Dataene i figur 2 ble registrert under kjøleprosessen over en periode på 20 minutter. For å oppnå den beste kvaliteten og de mest konsistente opptakene, må dyrets kroppstemperatur opprettholdes, og alle opptak bør gjøres ved samme fysiologiske temperatur blant dyr.

Effekten av alder på ABR er liten, men viktig å vurdere. Mens bare ventetiden til Waves I og II av ABR var betydelig forskjellig, er dette delvis fordi bare tre unge hatchlings ble brukt i figur 3; de tre andre var ikke til stede med tre identifiserbare ABR-topper. ABR-amplitude og terskelforskyvninger kan også være tydelige ved bruk av store utvalgsstørrelser eller sammenligning av frekvensspesifikke ABR-er. Denne aldersrelaterte effekten kan skyldes væske i kyllingens mellomøre. Slike ledende endringer fører til en markert økning i ABR-terskler for både menneskelige og andre pattedyrmodeller38,39.

Ved hjelp av to forskjellige opptaksmontasjer ble lignende svar observert (figur 4A). Mens den vanligste montasjen plasserer referanseelektroden bak stimulansen som mottar øret, kan det være nyttig å ha referanseelektroden i nakkevevet hvis det er kirurgisk inngrep som følger med ABR. Men hvis tokanals ABR-opptak brukes, bør referanseelektrodene plasseres separat og symmetrisk, noe som er vanskelig hvis du plasserer referanseelektroden i nakken. Mastoidposisjonen for referanseelektroden anbefales å standardisere så mange aspekter ved opptak som mulig. Tokanals ABR-opptak er et effektivt verktøy som krever lite ekstra forberedelse og resulterer i lignende svar mellom ørene. Mindre amplitudeforskjeller skyldtes sannsynligvis plasseringen av øretelefonen. Tokanalsopptak gir enkel sammenligning mellom et eksperimentelt manipulert øre eller hjernehalvdel kontra en kontroll. Dette oppsettet vil også være nødvendig for testing av binaurale ABR-er. Fremtidige eksperimenter ved hjelp av kyllingen ABR kan referere til tidligere litteratur om opptakskonfigurasjoner og montasjer34.

Denne metodikken har flere begrensninger. Som nevnt i trinn 5.1, kan dårlig spekulumplassering føre til et 40 dBSPL-skifte som svar. Dette kan føre til feil tolkning av et manipulert eller modifisert dyr. Følgende forholdsregler anbefales: Skaff et stort utvalg av kontrolldata før du anskaffer ABR-ene til manipulerte eller mutante modeller. Ikke reduser stimulusintensiteten med mer enn 20 dBSPL mellom opptakene. Hvis amplituden eller latensen skifter mer enn forventet, kontroller dyret og spekulumposisjonen. Gjenta ABR-stimulansen for å observere endringer. Hvis spekulumet har beveget seg, må du ta tilbake tidligere tester. En annen begrensning er kalibrering av ABRs. Uten riktig kalibrering for å registrere lydtrykknivået, er intensiteten som presenteres for dyret ukjent. Ved måling av lydutgang, bruk samme spekulum som i eksperimentell opptak og en liten mikrofon inne i et hulrom som tilnærmer dyrets ørekanallengde (~ 5 mm). Mål de samme tonefrekvensene som brukes i eksperimenter, da kalibreringer er frekvensspesifikke. Håndboken for både maskinvare- og programvaresystemer kan komme med kalibreringsinstruksjoner. Det er også flere filtre som lineær fase og minimum fase filtre, som kan forbedre klikk og tone burst ABRs43. Disse filtrene ble ikke brukt i den nåværende studien. Ytterligere hensyn, som stigning og falltid for en tone, sprakk spektralkonvolutten som endret seg som en funksjon av frekvens eller endring av stignings- og falltiden for klikkstimuliene ble heller ikke undersøkt. Dette er gode fremtidige undersøkelser når pålitelige og konsistente ABR-er kan anskaffes.

Sammenligningen av hatchling kylling til andre fuglemodeller er lovende. Budgerigars og østlige screech-ugler viser også tre positive mikrovolttopper i løpet av de første 6 ms av ABR13,22. I forskjellige arter av speil blir også tre topper sett, men ventetiden er senere i tide. I tillegg er rekkevidden av beste frekvensfølsomhet i speil mellom 1500 og 4000 Hz, noe som er noe høyere enn kyllingens beste terskel på 1000 Hz. I voksenkyllingen er den beste følsomheten ved 2000 Hz35, så det kan være forbedret hørsel av høye frekvenser når kylling hatchlings utvikler seg til voksne. Denne utviklingen vil variere blant fuglearter, med tanke på dyrets altricial eller forgjengelige utvikling4.

De eksperimentelle metodene som er skissert her, kan bidra til å bestemme hvilke faktorer som fører til skade eller endringer i hørselsresponser og terskler, samt studier på ulike stadier av embryonal utvikling. Genetisk manipulasjon, aldring og støyeksponering er alle kjente manipulasjoner hos dyr og andre fuglemodeller 24,25,44,45. Disse metodene bør utvides til kyllingmodellen nå som teknikker som in-ovo-elektroporasjon tillater uttrykk for proteiner som er fokalt og temporalt kontrollert på den ene siden av den hørbare hjernestammen12,46. Dette tillater direkte sammenligning av ABRs fra det genetisk manipulerte øret til det kontralaterale kontrolløret ved hjelp av et tokanals opptaksparadigme.

Totalt sett er ABR av hatchling kyllinger en nyttig forskningsmetode, nesten identisk med tiltak for hørselsfunksjon i menneskelige og andre pattedyrmodeller. Det er også en ikke-invasiv, in-vivo-metodikk . Bortsett fra bedøvelsesinjeksjon og subdermal elektrodeplassering av noen få millimeter, er det ikke nødvendig med annen fysisk manipulasjon. En hatchling kan teoretisk testes flere ganger i løpet av et utviklingstidsforløp på dager eller uker hvis den holdes i et passende miljø. Denne protokollen legger ikke bare ut de nødvendige trinnene og registreringsparametrene for hatchling kylling ABR, men den foreslår egenskaper ved en fugle ABR som kan informere videre testing i auditiv hjernestammefunksjon.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet støttes av NIH/NIDCD R01 DC017167

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8 inch B&K Microphone Brüel & Kjær 4138 Type 4138-A-015 also works
Auditory Evoked Potential Universal Smart Box Intelligent Hearing Systems M011110
Custom Sound Isolation Chamber GK Soundbooth Inc N/A Custom built
DC Power Supply CSI/Speco PSV-5
ER3 Insert Earphone Intelligent Hearing Systems M015302 Used as sound transducer
Euthasol Virbac 710101 Controlled Substance; euthanasia solution
Insulin Syringe (29 G) Comfort Point 26028
Ketamine Covetrus 11695-0703-1 Controlled Substance
Power Supply Powervar 93051-55R
Rectal Probe YSI 401 (10-09010) Any 400 series probe will work with the YSI temperatuer monitor
Subdermal needles Rhythmlink RLSND107-1.5
Temperature Monitor YSI 73ATA 7651 Works with any 400 series rectal probe
Xylazine Anased 59399-110-20 Used with ketamine and water for anesthetic

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wever, E. G., Bray, C. W. Action currents in the auditory nerve in response to acoustical stimulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 16 (5), 344-350 (1930).
  2. Jewett, D. L., Williston, J. S. Auditory-evoked far fields averaged from the scalp of humans. Brain. 94 (4), 681-696 (1971).
  3. Corwin, J. T., Bullock, T. H., Schweitzer, J. The auditory brain stem response in five vertebrate classes. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 54 (6), 629-641 (1982).
  4. Carey, C. Avian Growth and Development. Evolution within the Altricial Precocial Spectrum. , Oxford University Press. Oxford. (1998).
  5. Kraemer, A., Baxter, C., Hendrix, A., Carr, C. E. Development of auditory sensitivity in the barn owl. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 203 (10), 843-853 (2017).
  6. Rebillard, G., Rubel, E. W. Electrophysiological study of the maturation of auditory responses from the inner ear of the chick. Brain Research. 229 (1), 15-23 (1981).
  7. Parks, T. N., Rubel, E. W. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: organization of projections from n. magnocellularis to n. laminaris. Journal of Comparative Neurology. 164 (4), 435-448 (1975).
  8. Hong, H., Rollman, L., Feinstein, B., Sanchez, J. T. Developmental profile of ion channel specializations in the avian nucleus magnocellularis. Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 80 (2016).
  9. Leao, R. M. The ion channels and synapses responsible for the physiological diversity of mammalian lower brainstem auditory neurons. Hearing Research. 376, 33-46 (2019).
  10. Oline, S. N., Ashida, G., Burger, R. M. Tonotopic optimization for temporal processing in the cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 36 (32), 8500-8515 (2016).
  11. Kopp-Scheinpflug, C. Your genes decide what you are listening to. Channels. 11 (5), 355-356 (2017).
  12. Sid, H., Schusser, B. Applications of gene editing in chickens: A new era is on the horizon. Frontiers in Genetics. 9, 456 (2018).
  13. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Gleich, O. Auditory brainstem responses in adult budgerigars (Melopsittacus undulatus). The Journal of the Acoustical Society of America. 112 (3), Pt 1 999-1008 (2002).
  14. Lohr, B., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses and auditory thresholds in woodpeckers. The Journal of the Acoustical Society of America. 133 (1), 337-342 (2013).
  15. Counter, S. A. Brain-stem evoked potentials and noise effects in seagulls. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 81 (4), 837-845 (1985).
  16. Crowell, S. E., et al. A comparison of auditory brainstem responses across diving bird species. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 201 (8), 803-815 (2015).
  17. Noirot, I. C., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Masked auditory thresholds in three species of birds, as measured by the auditory brainstem response (L). Journal of the Acoustical Society of America. 129 (6), 3445-3448 (2011).
  18. McGee, J., et al. Auditory performance in bald eagles and red-tailed hawks: a comparative study of hearing in diurnal raptors. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 205 (6), 793-811 (2019).
  19. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Ryals, B., Gleich, O. Electrophysiological and morphological development of the inner ear in Belgian Waterslager canaries. Hearing Research. 269 (1-2), 56-69 (2010).
  20. Kuokkanen, P. T., Kraemer, A., Kempter, R., Koppl, C., Carr, C. E. Auditory brainstem response wave iii is correlated with extracellular field potentials from nucleus laminaris of the barn owl. Acta Acustica United with Acustica. The Journal of the European Acoustics Association (EEIG). 104 (5), 874-877 (2018).
  21. Beatini, J. R., Proudfoot, G. A., Gall, M. D. Frequency sensitivity in Northern saw-whet owls (Aegolius acadicus). Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 204 (2), 145-154 (2018).
  22. Brittan-Powell, E. F., Lohr, B., Hahn, D. C., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses in the Eastern Screech Owl: an estimate of auditory thresholds. The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (1), 314-321 (2005).
  23. Katayama, A. Postnatal development of auditory function in the chicken revealed by auditory brainstem responses (ABRs). Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 62 (5), 388-398 (1985).
  24. Durham, D., Park, D. L., Girod, D. A. Breed differences in cochlear integrity in adult, commercially raised chickens. Hearing Research. 166 (1-2), 82-95 (2002).
  25. Kaiser, C. L., Girod, D. A., Durham, D. Breed-dependent susceptibility to acute sound exposure in young chickens. Hearing Research. 203 (1-2), 101-111 (2005).
  26. Hamdy, A. M., Vander Hel, W., Henken, A. M., Galal, A. G., Abd-Elmoty, A. K. Effects of air humidity during incubation and age after hatch on heat tolerance of neonatal male and female chicks. Poultry Science. 70 (7), 1499-1506 (1991).
  27. Bruzual, J. J., Peak, S. D., Brake, J., Peebles, E. D. Effects of relative humidity during the last five days of incubation and brooding temperature on performance of broiler chicks from young broiler breeders. Poultry Science. 79 (10), 1385-1391 (2000).
  28. vander Pol, C. W., van Roovert-Reijrink, I. A. M., Maatjens, C. M., vanden Brand, H., Molenaar, R. Effect of relative humidity during incubation at a set eggshell temperature and brooding temperature posthatch on embryonic mortality and chick quality. Poultry Science. 92 (8), 2145-2155 (2013).
  29. Buhr, R. J. Incubation relative humidity effects on allantoic fluid volume and hatchability. Poultry Science. 74 (5), 874-884 (1995).
  30. Galli, R., et al. Sexing of chicken eggs by fluorescence and Raman spectroscopy through the shell membrane. PLoS One. 13 (2), 0192554 (2018).
  31. Otsuka, M., Miyashita, O., Shibata, M., Sato, F., Naito, M. A novel method for sexing day-old chicks using endoscope system. Poultry Science. 95 (11), 2685-2689 (2016).
  32. Kaiser, A. The ontogeny of homeothermic regulation in post-hatching chicks: its influence on the development of hearing. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 103 (1), 105-111 (1992).
  33. Kuba, H., Yamada, R., Ohmori, H. Evaluation of the limiting acuity of coincidence detection in nucleus laminaris of the chicken. The Journal of Physiology. 552, Pt 2 611-620 (2003).
  34. Shaheen, L. A., Valero, M. D., Liberman, M. C. Towards a diagnosis of cochlear neuropathy with envelope following responses. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (6), 727-745 (2015).
  35. Hill, E. M., Koay, G., Heffner, R. S., Heffner, H. E. Audiogram of the chicken (Gallus gallus domesticus) from 2 Hz to 9 kHz. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 200 (10), 863-870 (2014).
  36. Rossi, G. T., Britt, R. H. Effects of hypothermia on the cat brainstem auditory evoked response. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 57 (2), 143-155 (1984).
  37. Doyle, W. J., Fria, T. J. The effects of hypothermia on the latencies of the auditory brainstem response (ABR) in the rhesus monkey. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (3), 258-266 (1985).
  38. Guan, X., Gan, R. Z. Effect of middle ear fluid on sound transmission and auditory brainstem response in guinea pigs. Hearing Research. 277 (1-2), 96-106 (2011).
  39. Ravicz, M. E., Rosowski, J. J., Merchant, S. N. Mechanisms of hearing loss resulting from middle-ear fluid. Hearing Research. 195 (1-2), 103-130 (2004).
  40. Wang, Y., Zorio, D. A. R., Karten, H. J. Heterogeneous organization and connectivity of the chicken auditory thalamus (Gallus gallus). Journal of Comparative Neurology. 525 (14), 3044-3071 (2017).
  41. Wang, Y., Karten, H. J. Three subdivisions of the auditory midbrain in chicks (Gallus gallus) identified by their afferent and commissural projections. Journal of Comparative Neurology. 518 (8), 1199-1219 (2010).
  42. Fukui, I., Burger, R. M., Ohmori, H., Rubel, E. W. GABAergic inhibition sharpens the frequency tuning and enhances phase locking in chicken nucleus magnocellularis neurons. Journal of Neuroscience. 30 (36), 12075-12083 (2010).
  43. Beutelmann, R., Laumen, G., Tollin, D., Klump, G. M. Amplitude and phase equalization of stimuli for click evoked auditory brainstem responses. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (1), 71-77 (2015).
  44. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies. F1000Research. 6, 927 (2017).
  45. Efrati, A., Gutfreund, Y. Early life exposure to noise alters the representation of auditory localization cues in the auditory space map of the barn owl. Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2522-2535 (2011).
  46. Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (124), e55628 (2017).

Tags

Nevrovitenskap Utgave 182 auditiv hjernestammerespons ABR hørselsterskel sentral auditiv behandling elektrofysiologi auditiv vei kylling
Evaluering av auditiv hjernestammerespons i kylling hatchlings
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan,… More

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan, S., Sanchez, J. T. Evaluation of Auditory Brainstem Response in Chicken Hatchlings. J. Vis. Exp. (182), e63477, doi:10.3791/63477 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter