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Modelo mejorado de roedores de isquemia miocárdica y lesión por reperfusión

Published: March 7, 2022 doi: 10.3791/63510
Automatic Translation
*1,2,3, *3, 3, 4, 5, 3, 5, 6, 1,2, 7
1Department of Cardiology, Affiliated Hospital of Nanjing University of Chinese Medicine, 2Department of Cardiology, Jiangsu Province Hospital of Chinese Medicine, 3First College of Clinical Medicine, Biological Technology Center for Innovation in Chinese Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 4School of Health Preservation and Rehabilitation, Key Laboratory of Acupuncture and Medicine Research of Ministry of Education, 5Department of Cardiology, Jiangsu Provincial Hospital of Chinese Medicine, 6Department of Cardiology, Yancheng TCM Hospital Affiliated to Nanjing University of Chinese Medicine, 7Jiangsu Collaborative Innovation Center of Traditional Chinese Medicine (TCM) Prevention and Treatment of Tumor, Nanjing University of Chinese Medicine
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

El modelo de isquemia-reperfusión miocárdica del corazón de rata se mejora mediante el uso de un retractor de fabricación propia, un tubo de cloruro de polivinilo y un método de anudado único. El electrocardiograma, el cloruro de trifeniltetrazolio y la tinción histológica, y los resultados del análisis de supervivencia porcentual mostraron que el grupo modelo mejorado tiene mayores tasas de éxito y supervivencia que el grupo modelo ya existente.

Abstract

La isquemia miocárdica y la lesión por reperfusión (MIRI), inducida por la enfermedad coronaria (CHD), causan daño a los cardiomiocitos. Además, la evidencia indica que el tratamiento trombolítico o la intervención coronaria percutánea primaria (IBP) no previenen la lesión por reperfusión. Todavía no existe un modelo animal ideal para MIRI. Este estudio tiene como objetivo mejorar el modelo MIRI en ratas para hacer que la cirugía sea más fácil y factible. Un método único para establecer MIRI se desarrolla mediante el uso de un tubo blando durante un paso clave del período isquémico. Para explorar este método, treinta ratas se dividieron aleatoriamente en tres grupos: grupo simulado (n = 10); grupo de modelos experimentales (n = 10); y el grupo modelo existente (n = 10). Los hallazgos de tinción de cloruro de trifeniltetrazolio, electrocardiografía y porcentaje de supervivencia se comparan para determinar las precisiones y las tasas de supervivencia de las operaciones. Sobre la base de los resultados del estudio, se ha concluido que el método de cirugía mejorado se asocia con una mayor tasa de supervivencia, un segmento ST-T elevado y un mayor tamaño del infarto, que se espera que imite mejor la patología de MIRI.

Introduction

La cardiopatía isquémica es la principal causa de mortalidad en todo el mundo. La mortalidad cardiovascular tiene un papel crucial en la salud pública y la epidemiología a nivel mundial1. La isquemia miocárdica y la lesión por reperfusión desempeñan funciones esenciales en la cardiopatía isquémica, que se refiere a un proceso fisiopatológico complejo que incluye el agotamiento del trifosfato de adenosina2, la generación excesiva de especies reactivas de oxígeno3, las reacciones inflamatorias4 y la disfunción mitocondrial debido a la sobrecargade calcio 5, que desencadena un infarto agudo de miocardio a través de disfunción metabólica y daño estructural6.

Sin embargo, los mecanismos detallados que subyacen a la isquemia miocárdica y la lesión por reperfusión (MIRI) siguen siendo desconocidos. El presente trabajo tiene como objetivo desarrollar un modelo animal único que simule adecuadamente la presentación clínica y el tratamiento de MIRI. De lo contrario, en el proceso de investigación del modelo MIRI, los animales grandes7 (como los cerdos) requieren cirugía intervencionista, lo cual es costoso. Los animales pequeños (como conejos8, ratones 9,10,11,12 y ratas13) requieren cirugía delicada bajo microscopía10, sáculos a control remoto 8,11 o exprimir el corazón de la cavidad9, lo que requiere un alto nivel de tecnología y puede causar varias complicaciones postoperatorias que perturban la precisión de los hallazgos. Un modelo MIRI ideal con una mayor tasa de supervivencia y un menor costo desempeñará un papel crucial en la investigación patológica.

Este estudio tuvo como objetivo combatir estos problemas mediante el establecimiento de un modelo más accesible y factible de MIRI en ratas para facilitar la investigación sobre la patología de MIRI, lo que podría conducir al descubrimiento de terapias clínicas para MIRI.

Protocol

El estudio fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Medicina China de Nanjing (permiso no. 202004A002). El estudio siguió estrictamente las directrices de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) sobre el uso de animales de laboratorio (publicación de los NIH No. 85-23, revisada en 2011). Treinta ratas Sprague-Dawley macho (peso, 300 ± 50 g; edad, 12 ± 14 semanas) fueron utilizadas en este trabajo.

1. Preparación animal

  1. Privar a las ratas de comida y agua durante 12 h antes de la cirugía. El ayuno preoperatorio tiene como objetivo prevenir la aspiración pulmonar14.
  2. Esterilice todos los instrumentos antes de la cirugía con un esterilizador de vapor de alta presión.
  3. Anestesiar a las ratas administrando pentobarbital sódico (1,5%, 75 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal (ver Tabla de Materiales).
  4. Evalúe la efectividad de la anestesia mediante la realización de la prueba de pellizco del dedo del pie.
    NOTA: La rata se considera suficientemente anestesiada si no se observan reflejos cuando su pata trasera está sostenida por las pinzas.
  5. Endereza la sección central de dos clips para formar una forma de "S". Tire hacia abajo de la amplia sección de cada "S" para formar un pequeño retractor.
  6. Cortar un tubo de cloruro de polivinilo (PVC) de 2 mm de diámetro en trozos de 7 mm de longitud. Inserte una sutura 4-0 de 10 cm de largo en el tubo de PVC y ate sus extremos.
  7. Ligar la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) y el tubo de PVC juntos usando una sutura 6-0. Corte una ranura en el medio del tubo de PVC con tijeras oftálmicas y use la ranura para enhebrar la sutura 6-0 a través del tubo para evitar que se caiga.
    NOTA: El tubo de PVC y los retractores en forma de "S" se muestran en la Figura Suplementaria 1.

2. Procedimiento quirúrgico

  1. Realice la cirugía para generar el modelo de rata MIRI mejorado siguiendo los pasos a continuación.
    NOTA: El grupo de modelos animales generado por el método MIRI mejorado se conoce como el grupo de modelos experimentales a lo largo del artículo.
    1. Después de la anestesia (paso 1.2), fije las extremidades de la rata con cinta adhesiva colocando la rata en la tabla quirúrgica en posición supina. Afeitarse el cuello y la zona anterior izquierda del pecho con crema depilatoria, y limpiar la piel con alcohol al 75% y exfoliante de yodóforo.
    2. Corte la piel del cuello longitudinalmente a lo largo de la línea cervical mediana usando tijeras oftálmicas.
    3. Separe los músculos del cuello con pinzas oftálmicas y coloque un retractor (paso 1.4) a cada lado para retraerlos aún más.
      NOTA: Es necesario exponer la tráquea adecuadamente, ya que es fundamental para prevenir el sangrado de la glándula tiroides durante este paso.
    4. Después de exponer la tráquea, identifique el espacio entre el cuarto y quinto anillo traqueal. Este espacio es el punto de punción.
    5. Marque este punto usando el borde romo de la punta de una aguja. Haga una incisión de 3 mm paralela al cartílago cricoideo en este punto.
    6. Inserte un trócar de succión (ver Tabla de materiales) en la tráquea a través de la incisión (paso 2.1.5) y ventile mecánicamente a la rata para mantener la respiración normal a una velocidad de 80 respiraciones/ min y un volumen corriente de 8 ml / kg.
    7. A continuación, haga una incisión de 4-5 cm desde la xifoides hasta la mitad del segundo espacio intercostal izquierdo mientras sostiene el bisturí en un ángulo de 45 °. Suave y lentamente, separe los músculos pectoral mayor y serratus anterior usando pinzas oftálmicas para acceder al espacio intercostal.
    8. Haga una incisión de 1,5 cm transversalmente entre la tercera y cuarta costilla izquierda usando tijeras oftálmicas.
    9. Si es necesario, corte la cuarta costilla para exponer el corazón cubierto por el pulmón izquierdo. Esto da una mejor visibilidad.
    10. Para prevenir lesiones, coloque bolas de algodón empapadas en la solución salina fisiológica sobre los pulmones en la cavidad torácica. Diseccionar el pericardio con pinzas oftálmicas, levantar el apéndice auricular izquierdo con pinzas e identificar el ostium coronario presente en la raíz de la arteria aórtica.
    11. En la sección entre el pulmón izquierdo y la aurícula, ligar el LAD y el tubo corto prepreparado (paso 1.6) juntos con una sutura quirúrgica 6-0, y átelo con un nudo deslizante. Coloque el slipknot en la ranura del tubo de PVC y apriete el tubo ligado y la LAD usando un segundo slipknot durante 45 min15 (Figura 1A, B).
    12. Registre el cambio de color en la parte anterior del ventrículo izquierdo y la elevación del segmento ST en el electrocardiograma (ECG) durante el período de isquemia.
      NOTA: La parte anterior del ventrículo izquierdo se vuelve pálida durante el período de isquemia.
    13. Pinte los músculos del pecho y la piel con un clip de arteria y cubra la herida con una gasa salina húmeda.
    14. Afloje el nudo deslizante y retire el tubo corto preparado previamente después de 45 min15 (Figura 1C).
    15. Mantenga las ratas anestesiadas durante la reperfusión durante 2 h.
  2. Realizar cirugía para generar el modelo de rata siguiendo el procedimiento previamente publicado16.
    NOTA: Este grupo de modelos animales se conoce como el grupo de modelos existentes a lo largo del artículo.
    1. Antes de la ligadura de la arteria coronaria LAD, realice los mismos pasos que el grupo modelo experimental.
    2. Durante el período isquémico, ligar la arteria coronaria LAD proximal de cada rata con un slipknot solo usando una sutura quirúrgica 6-0 en la misma posición que el grupo modelo experimental y atar un slipknot durante 45 min.
    3. Después de la ligadura, afloje el nudo deslizante con pinzas, suture las incisiones de la rata con una aguja de sutura y pinzas, y mantenga al animal en anestesia profunda de pentobarbital sódico al 1,5% durante todo el período de reperfusión 17,18,19 durante 2 h antes de cosechar los corazones de la rata.

3. Evaluación de la tinción de cloruro de trifeniltetrazolio

  1. Al final de la reperfusión, las ratas son eutenizadas mientras aún están profundamente anestesiadas. Sacrifica a las ratas y cosecha sus corazones16,20 inmediatamente. Lave los corazones en solución de PBS y guárdelos a -20 °C durante ~20 min para endurecer los tejidos.
  2. Posteriormente, corte los corazones en rodajas de 2 mm con una cuchilla de microtomo, incube con cloruro de trifeniltetrazolio (TTC) al 2% (consulte la Tabla de materiales) a 37 ° C durante ~ 30 min, y fíjelos en formalina neutra al 10%.
  3. Fotografíe las rebanadas de corazón y calcule las áreas de infarto utilizando un programa de procesamiento de imágenes del software ImageJ (consulte la Tabla de materiales).
    NOTA: Debido a la tinción, los sitios del infarto aparecen de color blanco pálido, mientras que los tejidos normales aparecen de color rojo oscuro.

4. Tinción histológica

  1. Cosechar los corazones bajo anestesia profunda de pentobarbital sódico al 1,5% al final del período de reperfusión.
  2. Fijar los corazones en formalina al 10% a 4 °C durante 48 h.
  3. Posteriormente, seccione los corazones con un microtomo en al menos 6 rodajas (5 μm de espesor) y asegure al menos tres rebanadas para hematoxilina y eosina (H&E) y tinción de Masson20,21.
  4. Observe las diapositivas bajo un microscopio de luz y fotografíelas.

5. Evaluación del ECG

  1. Divida aleatoriamente los animales en grupos de modelos MIRI experimentales o existentes o grupos simulados para evaluar los cambios en el ECG.
  2. Anestesiar a todas las ratas durante las ligaduras quirúrgicas y evaluar el rastreo estándar de plomo II de la extremidad20,21 para identificar los cambios en el ECG y confirmar la isquemia miocárdica.
  3. Almacene todas las imágenes en una biblioteca digital.

6. Análisis estadístico

  1. Realizar análisis estadísticos utilizando software de gráficos científicos y estadísticas (ver Tabla de Materiales).
  2. Expresar todos los datos como media ± error estándar de la media. Después de las pruebas de normalidad y lognormalidad de cada grupo, realice un análisis unidireccional de la varianza y las pruebas t22 para determinar diferencias significativas entre los grupos. Considere el valor p <0,05 como estadísticamente significativo.

Representative Results

Tinción TTC
Las secciones cardíacas de ratas que se sometieron al procedimiento MIRI existente o mejorado o a una cirugía simulada se tiñeron con TTC, y las imágenes se almacenaron digitalmente y se analizaron utilizando ImageJ. Las ratas que se sometieron a los procedimientos MIRI ya existentes o mejorados tuvieron infartos de miocardio, mientras que las ratas del grupo simulado no lo hicieron (Figura 2B). En comparación con las ratas en el grupo simulado, las ratas en los grupos modelo MIRI existentes (p < 0,0001) y experimentales (p < 0,0001) tuvieron una diferencia significativa en el tamaño del infarto de miocardio, y el grupo modelo experimental tuvo un tamaño de infarto de miocardio más grande que el grupo modelo existente (p = 0,0176) (Figura 3B).

Tinción histológica
El análisis de especímenes teñidos con tinciones de H&E y Masson22,23 mostró que, en comparación con el grupo simulado, los cardiomiocitos tanto del grupo experimental como del modelo existente habían experimentado daños críticos y nucleólisis y fueron infiltrados por numerosos neutrófilos (Figura 3).

Prueba de ECG
Los segmentos ST-T de ECG de ratas en los grupos de modelos MIRI existentes y experimentales se elevaron en comparación con los de ratas en el grupo simulado (Figura 4A), y las diferencias entre el modelo experimental y los grupos simulados (p < 0,0001) o el modelo existente y los grupos simulados (p < 0,0001) fueron significativas (Figura 4B). Además, el segmento ST-T fue más elevado en el grupo del modelo experimental que en el grupo del modelo existente (p = 0,0274) (Figura 4C).

Porcentaje de supervivencia
La tasa de supervivencia fue significativamente diferente entre los dos grupos del modelo MIRI (Figura 4D). Cuatro de las diez ratas murieron en el grupo modelo existente. La tasa de mortalidad fue del 40% durante el período de reperfusión. En contraste, ninguna de las ratas en el grupo del modelo experimental murió durante la cirugía, lo que demuestra que el modelo mejorado actual tenía una tasa de supervivencia más alta (p = 0,0291).

Figure 1
Figura 1: Pasos clave de la cirugía modelo de lesión isquémica y de reperfusión miocárdica (MIRI). Los puntos verdes indican el protocolo de ligadura durante el período isquémico, incluida la colocación del tubo blando en las arterias coronarias (A), el enganche de la línea de sutura en el surco del tubo blando prepreparado (B), el aflojamiento del nudo deslizante y la eliminación del tubo blando cuando se inició el período de reperfusión (barra de escala = 1 cm) (C ). LAA: Apéndice auricular izquierdo, RAA: Apéndice auricular derecho, LAD: Descendente anterior izquierdo, RCA: Arteria coronaria derecha, IVC: Vena cava inferior, SVC: Vena cava superior, AO: Arteria aorta, PA: Arteria pulmonar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Todo el procedimiento quirúrgico y las diferencias en la tinción de cloruro de trifeniltetrazolio (TTC) entre diferentes grupos. Se muestra el retractor pequeño pre-preparado (barra de escala = 15 mm), el tubo blando (barra de escala = 10 mm) y toda la cirugía (barra de escala = 15 mm) (A). Treinta ratas se dividieron aleatoriamente en los grupos experimental (n = 10), grupo simulado (n = 10) y modelo existente (n = 10). La tinción TTC indicó que tanto el grupo experimental como el de los modelos existentes tuvieron cambios significativos en comparación con el grupo simulado (B). La pared anterior del miocardio en los grupos experimentales y la pared lateral en los grupos de modelos existentes se volvieron de color blanco pálido, confirmando la ubicación del área isquémica (barra de escala = 5 mm). El "modelo existente" se representa como el "modelo antiguo" en la figura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Diferencias en la tinción de H&E y Masson entre grupos. Treinta ratas macho Sprague Dawley se dividieron aleatoriamente en los grupos experimental (n = 10), grupo simulado (n = 10) y modelo existente (n = 10), y se muestra la comparación de los cambios morfológicos celulares entre grupos (barra de escala = 2 mm). La hematoxilina y la eosina (H&E), y la tinción de Masson muestran que las células miocárdicas del modelo experimental y los grupos modelo existentes tienen daño crítico, nucleólisis, y están infiltradas por numerosos neutrófilos en comparación con los del grupo simulado (barra de escala = 100 μm). El "modelo existente" se representa como el "modelo antiguo" en la figura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Diferencias en los resultados estadísticos entre grupos. Treinta ratas macho Sprague Dawley se dividieron aleatoriamente en los grupos experimental (n = 10), grupo simulado (n = 10) y modelo existente (n = 10). Los hallazgos del electrocardiograma muestran que, en comparación con el grupo modelo ya existente, el grupo modelo experimental tiene un mayor tamaño de infarto de miocardio (*p < 0,0001, *p = 0,0176) (A), una mayor elevación del segmento ST (****p < 0,0001, *p = 0,0274) (B) y un mayor porcentaje de supervivencia (p = 0,0291) (C ). Especialmente, las ratas del grupo modelo existente tenían más probabilidades de morir al comienzo del período de isquemia y al comienzo del período de reperfusión (D). El "modelo existente" se representa como el "modelo antiguo" en la figura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura complementaria 1: Los detalles del retractor pre-preparado y el tubo de PVC. Se muestran el retractor (A) y el tubo de PVC (B) prepreparados. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discussion

La principal diferencia entre los métodos ya existentes y mejorados fue el uso de tubos de PVC en el proceso de ligadura. En el método de cirugía existente, el tejido miocárdico se aligó utilizando la sutura de seda 6-0 solamente, lo que indujo daño al miocardio durante la ligadura que resultó en la muerte intraoperatoria. Además, la pulsación del corazón aflojaría el nudo deslizante. En contraste, en el método mejorado con el tubo de PVC, el slipknot colocado en la ranura del tubo podría apretarse y el área del miocardio afectada por la ligadura aumentó. Estos beneficios se observaron durante el procedimiento experimental y se confirmaron mediante la tinción de TTC y los hallazgos porcentuales de supervivencia.

El paso crítico del método de cirugía mejorado fue colocar el tubo blando en la arteria coronaria laD proximal, acompañado de nervios, vasos linfáticos y tejido miocárdico durante la ligadura en el período isquémico. Este tubo blando preparado previamente puede actuar como un cojín que protege los tejidos periféricos (nervios, miocardia y vasos linfáticos) y disminuye la mortalidad durante la ligadura de la arteria coronaria. La cirugía realizada por el método ya existente fue similar a la cirugía para el infarto de miocardio. Los hallazgos porcentuales de supervivencia indicaron que las ratas en el grupo modelo existente murieron principalmente durante el período isquémico (dos ratas murieron a los 2 minutos después de la ligadura y dos ratas murieron a los 45 minutos después de la ligadura). De lo contrario, las causas subyacentes de la muerte aún no están claras, y hay una serie de hipótesis, incluido el daño adicional a las estructuras nerviosas23, los vasos linfáticos y la miocardia.

En cuanto al daño nervioso, estudios previos han indicado que durante el período isquémico en el modelo animal, además de los efectos locales directos de la isquemia sobre las estructuras nerviosas, también hay probablemente una disminución significativa en los niveles de neuropéptido Y (NPY) que contribuyen a alteraciones en el transporte axoplasmático en la inervación simpática24. Este hallazgo concuerda con los resultados reportados por Han et al.25, quienes revelaron que se produjo una desaparición gradual de NPY dentro del miocardio infartado después de la ligad de la arteria coronaria LAD en ratas. Sin embargo, el papel del NPY en este contexto sigue sin estar claro. Su deleción atenúa la disfunción cardíaca y la apoptosis durante el infarto agudo de miocardio26, y se asocia con arritmia27, presión arterial alta y función microvascular coronaria28.

Además, la obstrucción adversa del flujo linfático cardíaco ocurrió durante el período isquémico, lo que provocó edema cardíaco severo, disfunción izquierda y hemorragias29, que podría ser otra causa de muerte en ratas. Durante este proceso patológico, la ligadura de la arteria coronaria LAD podría atribuirse a la obstrucción de las arterias coronarias o al transporte linfático cardíaco dentro del área del infarto, lo que puede causar complicaciones adicionales, como remodelación adversa de los linfáticos colectores epicárdicos, reducción del flujo linfático y edema persistente30.

Por lo tanto, la circulación en los vasos linfáticos desempeña un papel funcional en la homeostasis cardíaca31 y la cicatrización de heridas32, y los hallazgos porcentuales de supervivencia en este estudio sugieren que el procedimiento quirúrgico MIRI mejorado podría evitar el daño linfático y promover la reperfusión linfática al colocar el tubo blando en la arteria coronaria LAD durante la ligadura. En comparación, el método de cirugía existente es más probable que desgarre el músculo cardíaco y cause una hemorragia masiva durante la ligadura de la arteria coronaria LAD, sin el efecto amortiguador del tubo blando. Además, el diámetro del tubo blando preparado previamente era mucho mayor que la sutura de seda 6-0, y el tubo puede haberse contraído e inducido un tamaño de infarto más grande cuando el nudo se ató al tubo durante el período isquémico.

Este estudio tuvo algunas limitaciones. El tamaño del infarto del corazón se analizó en el experimento preliminar. La fórmula de sustitución (N = 7,75) se calculó utilizando una ecuación33 previamente informada. Teniendo en cuenta la posible muerte de ratas durante la operación, N se elevó en un 25%; por lo tanto, se decidió n = 10 (diez ratas para cada grupo). De lo contrario, el método ya existente para generar el modelo MIRI tenía una alta tasa de mortalidad. Por lo tanto, pocos casos (bajo tamaño de la muestra) en el grupo del modelo experimental influyeron en los hallazgos estadísticos. Varias evaluaciones, incluida la ecocardiografía30, la tinción azul de Evans34 y la medición de la enzima miocárdica35, fueron esenciales para la evaluación y el análisis de la función cardíaca. Debido al bajo tamaño muestral de este trabajo, estas evaluaciones no se realizaron y se describirán en un estudio futuro de investigación farmacodinámica en MIRI. Sin embargo, considerando que el procedimiento quirúrgico existente para generar el modelo MIRI se asocia con daño miocárdico extenso, vale la pena informar este método actual para mejorar el modelado de MIRI en ratas y aportar luz a este modelo preclínico que simula correctamente la cardiopatía isquémica.

En conclusión, el método de cirugía mejorado para generar el modelo MIRI tuvo una tasa de supervivencia más alta, un segmento ST-T elevado y un tamaño de infarto más grande que el método de generación del modelo MIRI existente, lo que sugiere que el modelo mejorado simula mejor la patología MIRI.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por la Administración de Medicina Tradicional China [SLJ0204], el Hospital Provincial de Medicina China de Jiangsu (Y21017), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China [81973763, 81973824,82004239].

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% Neutral Formalin Chunyu, China _
2,3,5-Triphenyl-2H-Tetrazolium Chloride Solarbio, China T8107
75% Alchol SCR, China 10009261
Artery Clip Zhonglin Dongsheng, China 6.5cm
Camera Olympus Corporation, Japan EPL5
Cotton ball Huachen, China _
Dpilatory cream Veet, China _
Eye speculum Shanghai Jingzhong, China _
Gauze Zhonggan, China _
GraphPad GraphPad Software, USA 8.0
H&E Kit Solarbio, China G1120
High-pressure steam sterilizer TOMY, Japan SX-500
ImageJ NIH, USA _
Masson Kit Solarbio, China G1340
Medical Tape Mr.Song, China _
Microscope Olympus Corporation, Japan CKX31
Microscopy TEKSQRAY, China _
Microtome Leica, Germany RM2235
Microtome Blade Leica, Germany 819
Needle holder Shanghai Jingzhong, China _
Ophthalmic scissors Shanghai Jingzhong, China _
Ophthalmic tweezers Shanghai Jingzhong, China _
Paper clip Chenguang, China ABS91613
Physiological saline solution Kelun, China _
Powerlab ECG ADINSTRUMENTS ,China 4/35
PVC tube Guanzhijia, China _
Small animal ventilator TECHMAN, China HX-101E
Sodium Pentobarbital SIGEMA, USA 1030001
Suction trocar TECHMAN, China HX-101E
Suture line Lingqiao, China 4-0
Suture needle with thread Shanghai Pudong Jinhua Medical Products Co LTD, China 6-0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics-2016 update: a report from the American heart association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
  2. Allen, D. G., Orchard, C. H. Myocardial contractile function during ischemia and hypoxia. Circulation Research. 60 (2), 153-168 (1987).
  3. Ashraf, M. I., et al. A p38MAPK/MK2 signaling pathway leading to redox stress, cell death and ischemia/reperfusion injury. Cell Communication and Signaling. 12, 6 (2014).
  4. Hernandez-Resendiz, S., et al. The role of redox dysregulation in the inflammatory response to acute myocardial ischaemia-reperfusion injury - adding fuel to the fire. Current Medicinal Chemistry. 25 (11), 1275-1293 (2018).
  5. Heidrich, F., et al. The role of phospho-adenosine monophosphate-activated protein kinase and vascular endothelial growth factor in a model of chronic heart failure. Artificial Organs. 34 (11), 969-979 (2010).
  6. Shen, Y., Liu, X., Shi, J., Wu, X. Involvement of Nrf2 in myocardial ischemia and reperfusion injury. International Journal of Biological Macromolecules. 125, 496-502 (2019).
  7. Hinkel, R., et al. AntimiR-21 prevents myocardial dysfunction in a pig model of ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 75 (15), 1788-1800 (2020).
  8. Torrado, J., et al. Sacubitril/Valsartan averts adverse post-infarction ventricular remodeling and preserves systolic function in rabbits. Journal of the American College of Cardiology. 72 (19), 2342-2356 (2018).
  9. Guan, L., et al. MCU Up-regulation contributes to myocardial ischemia-reperfusion Injury through calpain/OPA-1-mediated mitochondrial fusion/mitophagy Inhibition. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (11), 7830-7843 (2019).
  10. Fan, Q., et al. Dectin-1 contributes to myocardial ischemia/reperfusion injury by regulating macrophage polarization and neutrophil infiltration. Circulation. 139 (5), 663-678 (2019).
  11. Huang, C., et al. Effect of myocardial ischemic preconditioning on ischemia-reperfusion stimulation-induced activation in rat thoracic spinal cord with functional MRI. International Journal of Cardiology. 285, 59-64 (2019).
  12. Li, D., et al. Cardioprotection of CAPE-oNO2 against myocardial ischemia/reperfusion induced ROS generation via regulating the SIRT1/eNOS/NF-κB pathway in vivo and in vitro. Redox Biology. 15, 62-73 (2018).
  13. Cui, Y., Wang, Y., Liu, G. Protective effect of Barbaloin in a rat model of myocardial ischemia reperfusion injury through the regulation of the CNPY2PERK pathway. International Journal of Molecular Medicine. 43 (5), 2015-2023 (2019).
  14. Lin, M. W., et al. Prolonged preoperative fasting induces postoperative insulin resistance by ER-stress mediated Glut4 down-regulation in skeletal muscles. Int J Med Sci. 11 (5), 1189-1197 (2021).
  15. Wu, J., et al. Sevoflurane alleviates myocardial ischemia reperfusion injury by inhibiting P2X7-NLRP3 mediated pyroptosis. Frontiers in Molecular Biosciences. 26 (8), 768594 (2021).
  16. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464 (2011).
  17. Zhang, C. X., et al. Mitochondria-targeted cyclosporin: A delivery system to treat myocardial ischemia reperfusion injury of rats. Journal of Nanobiotechnology. 17 (1), 18 (2019).
  18. Liu, X. M., et al. Long non-coding RNA MALAT1 modulates myocardial ischemia-reperfusion injury through the PI3K/Akt/eNOS pathway by sponging miRNA-133a-3p to target IGF1R expression. European Journal of Pharmacology. 916, 174719 (2022).
  19. Li, L., et al. Ginsenoside Rg3-loaded, reactive oxygen species-responsive polymeric nanoparticles for alleviating myocardial ischemia-reperfusion injury. Journal of Controlled Release. 317, 259-272 (2020).
  20. Mickelson, J. K., et al. Streptokinase improves reperfusion blood flow after coronary artery occlusion. International Journal of Cardiology. 23 (3), 373-384 (1989).
  21. Verscheure, Y., Pouget, G., De Courtois, F., Le Grand, B., John, G. W. Attenuation by R 56865, a novel cytoprotective drug, of regional myocardial ischemia- and reperfusion-induced electrocardiographic disturbances in anesthetized rabbits. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 25 (1), 126-133 (1995).
  22. Fan, M. L., et al. Animal model of coronary microembolization under transthoracic echocardiographic guidance in rats. Biochemical and Biophysical Research Communications. 568 (3), 174-179 (2021).
  23. Lim, M., et al. Intravenous injection of allogeneic umbilical cord-derived multipotent mesenchymal stromal cells reduces the infarct area and ameliorates cardiac function in a porcine model of acute myocardial infarction. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 129 (2018).
  24. Trautner, H., et al. Heart innervation after ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD). Histochemistry. 92 (2), 103-108 (1989).
  25. Han, C., Wang, X. A., Fiscus, R. R., Gu, J., McDonald, J. K. Changes in cardiac neuropeptide Y after experimental myocardial infarction in rat. Neuroscience Letters. 104 (1-2), 141-146 (1989).
  26. Huang, W., et al. Deletion of neuropeptide Y attenuates cardiac dysfunction and apoptosis during acute myocardial infarction. Frontiers in Pharmacology. 10, 1268 (2019).
  27. Kalla, M., et al. The cardiac sympathetic co-transmitter neuropeptide Y is pro-arrhythmic following ST-elevation myocardial infarction despite beta-blockade. European Heart Journal. 41 (23), 2168-2179 (2020).
  28. Cuculi, F., et al. Relationship of plasma neuropeptide Y with angiographic, electrocardiographic and coronary physiology indices of reperfusion during ST elevation myocardial infarction. Heart (British Cardiac Society). 99 (16), 1198-1203 (2013).
  29. Vuorio, T., Tirronen, A., Ylä-Herttuala, S. Cardiac Lymphatics - a new avenue for therapeutics. Trends in Endocrinology and Metabolism: TEM. 28 (4), 285-296 (2017).
  30. Henri, O., et al. Selective stimulation of cardiac lymphangiogenesis reduces myocardial edema and fibrosis leading to improved cardiac function following myocardial infarction. Circulation. 133 (15), 1484-1497 (2016).
  31. Oliver, G., Kipnis, J., Randolph, G. J., Harvey, N. L. The lymphatic vasculature in the 21st century: novel functional roles in homeostasis and disease. Cell. 182 (2), 270-296 (2020).
  32. Klotz, L., et al. Cardiac lymphatics are heterogeneous in origin and respond to injury. Nature. 522 (7554), 62-67 (2015).
  33. Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
  34. Miller, D. L., Li, P., Dou, C., Armstrong, W. F., Gordon, D. Evans blue staining of cardiomyocytes induced by myocardial contrast echocardiography in rats: evidence for necrosis instead of apoptosis. Ultrasound in Medicine & Biology. 33 (12), 1988-1996 (2007).
  35. Deng, C., et al. α-Lipoic acid reduces infarct size and preserves cardiac function in rat myocardial ischemia/reperfusion injury through activation of PI3K/Akt/Nrf2 pathway. PLoS ONE. 8 (3), 58371 (2013).

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Medicina Número 181

Erratum

Formal Correction: Erratum: Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury
Posted by JoVE Editors on 07/27/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury. The Authors section was updated.

The Authors section was updated from:

Hua-Qin Tong*1
Man-Lu Fan*1
Tong Sun1
Hao-Wen Zhang2
Jie Han3
Meng-Xi Wang1
Jian-Dong Chen3
Wei-Xin Sun4
Xiao-Hu Chen3
Mian-Hua Wu5
1First College of Clinical Medicine, Biological Technology Center for Innovation in Chinese Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine
2School of Health Preservation and Rehabilitation, Key Laboratory of Acupuncture and Medicine Research of Ministry of Education
3Department of Cardiology, Jiangsu Provincial Hospital of Chinese Medicine
4Department of Cardiology, Yancheng TCM Hospital Affiliated to Nanjing University of Chinese Medicine
5Jiangsu Collaborative Innovation Center of Traditional Chinese Medicine (TCM) Prevention and Treatment of Tumor, Nanjing University of Chinese Medicine
* These authors contributed equally

to:

Hua-Qin Tong*1,2,3
Man-Lu Fan*3
Tong Sun3
Hao-Wen Zhang4
Jie Han5
Meng-Xi Wang3
Jian-Dong Chen5
Wei-Xin Sun6
Xiao-Hu Chen1,2
Mian-Hua Wu7
1Department of Cardiology, Affiliated Hospital of Nanjing University of Chinese Medicine
2Department of Cardiology, Jiangsu Province Hospital of Chinese Medicine
3First College of Clinical Medicine, Biological Technology Center for Innovation in Chinese Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine
4School of Health Preservation and Rehabilitation, Key Laboratory of Acupuncture and Medicine Research of Ministry of Education
5Department of Cardiology, Jiangsu Provincial Hospital of Chinese Medicine
6Department of Cardiology, Yancheng TCM Hospital Affiliated to Nanjing University of Chinese Medicine
7Jiangsu Collaborative Innovation Center of Traditional Chinese Medicine (TCM) Prevention and Treatment of Tumor, Nanjing University of Chinese Medicine
* These authors contributed equally

Modelo mejorado de roedores de isquemia miocárdica y lesión por reperfusión
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Tong, H. Q., Fan, M. L., Sun, T.,… More

Tong, H. Q., Fan, M. L., Sun, T., Zhang, H. W., Han, J., Wang, M. X., Chen, J. D., Sun, W. X., Chen, X. H., Wu, M. H. Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (181), e63510, doi:10.3791/63510 (2022).

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