Summary
Denne artikel beskriver, hvordan man udfører in vivo (ved hjælp af overflade- og nåleelektrodearrays) og ex vivo (ved hjælp af en dielektrisk celle) elektrisk impedansmyografi på gnavergastrocnemiusmusklen. Det vil demonstrere teknikken hos både mus og rotter og detaljere de tilgængelige ændringer (dvs. overvægtige dyr, hvalpe).
Abstract
Elektrisk impedansmyografi (EIM) er en bekvem teknik, der kan bruges i prækliniske og kliniske undersøgelser til vurdering af muskelvævs sundhed og sygdom. EIM opnås ved at anvende en lavintensiv, retningsfokuseret, elektrisk strøm til en muskel af interesse over en frekvensrække (dvs. fra 1 kHz til 10 MHz) og registrere de resulterende spændinger. Fra disse opnås flere standardimpedanskomponenter, herunder reaktans, modstand og fase. Ved udførelse af ex vivo-målinger på udskåret muskel kan vævets iboende passive elektriske egenskaber, nemlig ledningsevnen og relativ permittivitet, også beregnes. EIM er blevet brugt i vid udstrækning hos dyr og mennesker til at diagnosticere og spore muskelforandringer i en række sygdomme, i forbindelse med simpel brug atrofi eller som et mål for terapeutisk intervention. Klinisk tilbyder EIM potentialet til at spore sygdomsprogression over tid og vurdere virkningen af terapeutiske interventioner, hvilket giver mulighed for at forkorte varigheden af kliniske forsøg og reducere kravene til stikprøvestørrelse. Fordi det kan udføres ikke-invasivt eller minimalt invasivt i levende dyremodeller såvel som mennesker, tilbyder EIM potentialet til at fungere som et nyt translationelt værktøj, der muliggør både præklinisk og klinisk udvikling. Denne artikel indeholder trinvise instruktioner om, hvordan EIM-målinger in vivo og ex vivo udføres på mus og rotter, herunder metoder til at tilpasse teknikkerne til specifikke forhold, f.eks. til brug hos hvalpe eller overvægtige dyr.
Introduction
Elektrisk impedansmyografi (EIM) giver en kraftfuld metode til vurdering af muskeltilstand, hvilket potentielt muliggør diagnosticering af neuromuskulære lidelser, sporing af sygdomsprogression og vurdering af respons på terapi 1,2,3. Det kan anvendes analogt på dyresygdomsmodeller og mennesker, hvilket giver mulighed for relativt problemfri oversættelse fra prækliniske til kliniske undersøgelser. EIM-målinger opnås let ved hjælp af fire lineært placerede elektroder, hvor de to ydre anvender en smertefri, svag elektrisk strøm over en række frekvenser (generelt mellem 1 kHz og ca. 2 MHz), og de to indre, der registrerer de resulterende spændinger1. Fra disse spændinger kan vævets impedansegenskaber opnås, herunder modstanden (R), et mål for, hvor vanskeligt det er for strøm at passere gennem vævet, og vævets reaktans (X) eller "ladning", et mål relateret til vævets evne til at lagre ladning (kapacitans). Fra reaktansen og modstanden beregnes fasevinklen (θ) via følgende ligning: 
, hvilket giver et enkelt summativt impedansmål. Sådanne målinger kan opnås ved anvendelse af enhver multifrekvens bioimpedansanordning. Da myofibre i det væsentlige er lange cylindre, er muskelvæv også meget anisotropisk, med strøm, der flyder lettere langs fibre end på tværs af dem 4,5. Således udføres EIM ofte i to retninger: med arrayet placeret langs fibrene, således at strømmen løber parallelt med dem og over musklen, således at strømmen strømmer vinkelret på dem. Ved ex vivo-målinger, hvor et kendt vævsvolumen måles i en impedansmålecelle, kan musklens iboende elektriske egenskaber (dvs. ledningsevnen og den relative permittivitet) desuden udledes6.
Udtrykket "neuromuskulære lidelser" definerer en bred vifte af primære og sekundære sygdomme, der fører til strukturel muskelændring og dysfunktion. Dette omfatter amyotrofisk lateral sklerose og forskellige former for muskeldystrofi samt enklere ændringer relateret til aldring (f.eks. Sarkopeni), brug af atrofi (f.eks. På grund af langvarig sengeleje eller mikrogravitet) eller endda skade7. Mens årsagerne er rigelige og kan stamme fra motorneuronen, nerverne, neuromuskulære kryds eller selve musklen, kan EIM bruges til at opdage tidlige ændringer i muskler på grund af mange af disse processer og til at spore progression eller respons på terapi. For eksempel har EIM hos patienter med Duchenne muskeldystrofi (DMD) vist sig at detektere sygdomsprogression og respons på kortikosteroider8. Nyligt arbejde har også vist, at EIM er følsom over for forskellige disusetilstande, herunder fraktioneret tyngdekraft9, som det ville blive oplevet på Månen eller Mars, og virkningerne af aldring10,11. Endelig bliver det ved at anvende prædiktive og maskinindlæringsalgoritmer på datasættet opnået med hver måling (multifrekvens og retningsafhængige data) muligt at udlede histologiske aspekter af vævet, herunder myofiberstørrelse 12,13, inflammatoriske ændringer og ødem14 og bindevæv og fedtindhold 15,16.
Flere andre ikke-invasive eller minimalt invasive metoder bruges også til at evaluere muskelsundhed hos mennesker og dyr, herunder nåleelektromyografi17 og billeddannelsesteknologier såsom magnetisk resonansbilleddannelse, computertomografi og ultralyd18,19. EIM viser imidlertid tydelige fordele sammenlignet med disse teknologier. For eksempel registrerer elektromyografi kun myofibermembranernes aktive elektriske egenskaber og ikke de passive egenskaber og kan derfor ikke give en sand vurdering af muskelsammensætning eller struktur. I en vis henseende er billeddannelsesmetoder tættere forbundet med EIM, da de også giver information om vævets struktur og sammensætning. Men i en vis forstand giver de for meget data, hvilket kræver detaljeret billedsegmentering og ekspertanalyse snarere end blot at give et kvantitativt output. På grund af deres kompleksitet påvirkes billeddannelsesteknikker også i høj grad af specifikationerne for både hardware og software, der anvendes, hvilket ideelt set kræver brug af identiske systemer, så datasæt kan sammenlignes. I modsætning hertil betyder det faktum, at EIM er meget enklere, at det er mindre påvirket af disse tekniske problemer og ikke kræver nogen form for billedbehandling eller ekspertanalyse.
Følgende protokol viser, hvordan man udfører in vivo EIM hos rotter og mus ved hjælp af både ikke-invasive (overfladearray) og minimalt invasive (subdermal nålearray) teknikker samt ex vivo EIM på frisk udskåret muskel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle metoder, der er beskrevet her, er godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee of Beth Israel Deaconess Medical Center under protokolnumre (031-2019; 025-2019). Brug korrekt PPE-udstyr til at håndtere dyr og overholde IACUC-retningslinjerne for alt dyrearbejde.
1. In vivo overflade EIM
- Placer dyret i en anæstesiboks for at fremkalde anæstesi.
BEMÆRK: Til rotter blev der anvendt 1,5%-3,5% isofluran og 2 O 2 L·min-1, og til mus blev der anvendt 2% isofluran og 1 O2 L·min-1. - Når den er fuldt bedøvet, som det fremgår af fraværet af respons efter klemning af dyrets fod, skal du placere musen på bænken i en udsat position og bruge næsekeglen til at opretholde anæstesi ved hjælp af 1,5% isofluran og en iltstrøm på 1 L · min-1.
- Placer dyrets ben, der skal analyseres i en 45 ° vinkel med hofteleddet (knæet forlænget), og fastgør foden med medicinsk tape.
- Brug en hårklipper til at trimme pelsen, der ligger over gastrocnemiusmusklen.
- Påfør et tykt lag hårfjerningscreme over dyrets hud og lad det sidde i 1 min. Brug derefter saltvandsmættet gasbind til at fjerne hårfjerningsmidlet. Gentag denne proces op til tre gange, indtil al pelsen, der ligger over gastrocnemiusmusklen, er fjernet.
BEMÆRK: Placer en gazepude gennemblødt i saltvand over huden, når der ikke opnås målinger for at forhindre dehydrering af huden. - Tilslut overfladearrayet (figur 1) til EIM-enheden, og lad elektroderne hvile på et stykke gasbind gennemblødt i saltopløsning.
- Placer overfladearrayet direkte på huden over gastrocnemiusmusklen, orienteret i længderetningen mod muskelfibrene.
- Efter kontrol af passende kontakt, som er angivet med alle bjælker, der vises grønne på softwaren, der viser stabiliteten af 50 kHz modstand, reaktans og faseværdier, erhverves EIM-målingerne.
BEMÆRK: Kurver skal kontrolleres i realtid for at sikre korrekt dataindsamling. - Drej overfladearrayet med 90°, og flyt det på huden over gastrocnemius for at opnå de tværgående målinger (kontroller, om der er grønne bjælker, der angiver stabiliteten).
- Gentag trin 1.7, 1.8 og 1.9 for at få i alt fire målinger pr. Muskel: to langsgående og to tværgående.
BEMÆRK: Brug ikke et hårfjerningsmiddel mere end én gang (dvs. op til tre applikationer i samme tilfælde) hver anden uge for at forhindre overdreven hudirritation og skade. Det er vigtigt at udføre målingerne inden for ca. 5-10 minutter efter fjernelse af hårfjerningscremen, da udviklingen af lokaliseret hudødem induceret af hårfjerningsmidlet kan påvirke de indsamlede impedansdata. Dyregenopretning er umiddelbart efter ophør af isofluranbedøvelse, og proceduren kræver ikke smertestillende behandling.
2. In vivo nåle array EIM
- Bedøve dyret og forberede benet ved hjælp af samme procedure som beskrevet i trin 1.1-1.4. Det er dog ikke nødvendigt at bruge et hårfjerningsmiddel, når der udføres in vivo EIM ved hjælp af et nålearray.
- Tilslut nålearrayet (figur 2A-F) til EIM-enheden, og lad det hvile i en vejebåd, der indeholder saltopløsning. Kontroller, om der er tilslutningsmuligheder og signalstabilitet (angivet med grønne bjælker).
- Desinficer hud og nåle med alkohol. Placer nålearrayet i en langsgående position sammenlignet med myofibrene, og tryk det fast ind i huden, indtil alle nåle trænger ind i huden og den underliggende muskel op til plastikbeskyttelsen på arrayet. Anskaf data.
- Fjern forsigtigt arrayet og indsæt det igen gennem huden og ind i musklen i en vinkel på 90° i forhold til den første måling i tværretningen. Anskaf data.
BEMÆRK: Ved brug af nålearrays bør målinger kun erhverves én gang i hver retning for at reducere nålelektrodernes indvirkning på hud og muskelvæv. Hvis der opstår blødning, skal du forsigtigt tørre blodet væk, inden du udfører den anden måling. Dyregenopretning er umiddelbart efter ophør af isofluranbedøvelse, og proceduren kræver ikke smertestillende behandling.
3. Ex vivo EIM
- Ex vivo dielektrisk celle (figur 2G,H), tilsæt saltopløsning til kammeret, og tilslut cellen til EIM-anordningen for at opnå referenceværdierne.
BEMÆRK: Fase- og reaktansværdierne for saltvand skal forblive konstante på eller nær nul, og saltvandets modstandsværdier skal forblive konstante ved ca. 100 ± 25 Ω over frekvensområdet fra 1 kHz til 1 MHz. - Aflive dyret i henhold til de respektive IACUC-retningslinjer.
- Brug en saks til at skære huden nær akillessenen. Brug pincet til at trække huden i en opadgående bevægelse for at afsløre de underliggende muskler og fascia. Disseker forsigtigt biceps femoris, der overlejrer gastrocnemiusmusklen, og del iskiasnerven.
- Skær akillessenen for at frigøre den distale ende af gastrocnemius- og soleusmusklerne, og træk forsigtigt senen opad, mens du bruger en saks til at fjerne eventuelle vedhæftede filer. Når alle vedhæftede filer er fjernet, skal du bruge en saks til at skære den rostrale ende af soleusmusklen og fjerne den.
- Brug saks til at dissekere hovederne på gastrocnemiusmusklen omkring patellaen.
BEMÆRK: Efter fjernelse af gastrocnemiusmusklen er det vigtigt at huske myofibrenes oprindelige orientering. - Placer gastrocnemiusmusklen på et ark tandvoks og sektioner den ved hjælp af et barberblad og en lineal for at opnå en 10 mm x 10 mm sektion fra midten af gastrocnemiusmusklen.
BEMÆRK: Dielektrisk cellestørrelse kan tilpasses. Til rotter blev der anvendt en celle på 10 mm x 10 mm, og til mus blev der anvendt en celle på 5 mm x 5 mm. - Brug pincet til forsigtigt at placere gastrocnemius i dielektriske celler, og sørg for, at fibrene er orienteret i længderetningen (dvs. kaudale og rostrale ekstremiteter skal røre elektroderne). Sørg for, at musklen er i fuld kontakt med metalelektroderne.
- Fastgør den øverste del af dielektrisk celle, og indsæt to monopolnåle (26 G) i de to huller. Tilslut ledningerne fra EIM-enheden til ex vivo-cellen i følgende rækkefølge: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, hvor jeg repræsenterer de aktuelle elektroder og V repræsenterer spændingselektroderne). Få den langsgående måling.
- Åbn dielektrisk celle og omorienter musklen i tværretningen ved at dreje den 90°. Fastgør toppen af dielektrisk celle igen. Anskaf den tværgående måling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
EIM kan opnås under mange forhold, herunder overflade in vivo-arrays (figur 1), nål in vivo-arrays (figur 2A-F) og ex vivo dielektriske celler (figur 2G, H).
EIM giver et næsten øjeblikkeligt øjebliksbillede af muskeltilstanden baseret på de målte impedansværdier. Målinger erhverves hurtigt og resulterer i en simpel outputdatafil, der ikke kræver nogen særlig software (figur 3A). Faktisk vil enhver multifrekvensimpedansenhed, der leverer data til individuelle frekvenser, være i stand til at producere en standard .csv output, der kan åbnes uafhængigt. Systemet beskrevet i denne protokol giver også eksperimentets navn og betingelser med værdier af fase, reaktans og modstand for hvert forsøg ved hver målt frekvens inden for outputfilen. For at sikre reproducerbarhed opnås og beregnes der generelt to forsøg med langsgående (forsøg 1 og 3) og tværgående (forsøg 2 og 4) værdier og anvendes til alle efterfølgende analyser.
Når de vises som en funktion af frekvens, resulterer EIM-værdier i standardkurver, der kan analyseres for at detektere falske eller artefaktforurenede data. Sådanne uregelmæssigheder er normalt relateret til kontaktproblemer på overflademålinger, hvilket resulterer i ekstreme værdier observeret ved lave frekvenser (typisk store positive eller negative værdier). Repræsentative kurver vises for fase (figur 3B), reaktans (figur 3C) og modstand (figur 3D) for langsgående (blå cirkler) og tværgående (grå firkanter) målinger. En graf, der viser reaktansen som funktion af modstand (Cole-Cole-plot) i både langsgående og tværgående retninger, vises også (figur 3E). Dette trin er kritisk, da det er en del af datakontrollen, hvilket giver mulighed for direkte detektion af falske eller artefaktforurenede data. Hvis der opdages overdreven artefakt (normalt på grund af dårlig kontakt mellem overfladearrayet og huden), kan flere procedurer følges for at forbedre kontakten. Disse omfatter påføring af en yderligere påføring af hårfjerningscreme, fugtning af huden i ca. 1 minut med en saltvandsbelagt gazepude eller påføring af blidt tryk på elektrodearrayet. Generelt vil den enkle proces med at gentage målingen flere gange også hjælpe med at løse dette.
EIM-målinger afspejler muskelvævets reaktion på elektrisk strøm over en lang række frekvenser, der hver især er rettet mod forskellige strukturer. For eksempel trænger lave frekvenser (dvs. 5 kHz) ikke ind i myofibermembranen, hvilket giver en analyse af de ekstracellulære funktioner, der kan bruges til at detektere betændelse og neutrofil infiltration14. I modsætning hertil kan høje frekvenser (>1 MHz) trænge ind i cellemembraner og derfor forhøre både intracellulære såvel som ekstracellulære rum og er blevet brugt til at differentiere muskelfiber type1.
Figur 1: 3D-printet overfladearray. Fotografier af et overfladearray, der blev 3D-printet for at opnå overfladeimpedansmålinger (både langsgående og tværgående) hos mus in vivo. (A) Et fotografi, der viser overfladearrayet, der er forbundet med anskaffelsesenheden. (B) Et nærbillede af overfladearrayet, der viser det hjul, der blev brugt til at dreje arrayet til 90° for at opnå både langsgående og tværgående målinger. C) Nærbillede af overfladeelektroderne. Overfladeelektroderne har følgende egenskaber: elektroder bredde = 0,5 mm, ydre elektroder længde = 4 mm, indre elektroder længde = 3 mm og afstand mellem elektroder = 1 mm. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Andre arrays, der kan bruges til at rumme specifikke eksperimentelle designs. Fotografier af: (A) et nålearray, der anvendes til rotter og overtrækkes (ved hjælp af ikke-metallisk neglelak) for at mindske bidraget fra subkutant fedt (2 mm plads, 4 mm dyb, 2 mm belægning); B) et nålearray med en afstand på 2 mm og en dybde på 4 mm C) et nålearray med en afstand på 2 mm og en dybde på 3 mm D) et nålearray med en afstand på 2 mm og en dybde på 2 mm E) et nålearray til mindre dyr og unger med en afstand på 1 mm og en dybde på 2 mm F) et nålearray med 1 mm afstand og 1 mm dybde G) en ex vivo dielektrisk celle, der er skræddersyet til voksne musemuskler (5 mm x 5 mm) og H) en ex vivo dielektrisk celle, der er skræddersyet til rottemuskler (10 mm x 10 mm). Ændringer (resultater, der ikke præsenteres her) for at opnå målinger på overvægtige dyr (dvs. ob / ob eller db / db mus) kan udføres ved at øge nålelængden, tilføje ikke-ledende belægning og øge / mindske nåleafstanden. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Dataoutput og repræsentative kurver opnået hos mus med in vivo overflade EIM i længderetningen (blå) og tværgående (grå) retning. (A) Outputfil i .csv format opnået efter erhvervelsen af to langsgående (mål 1 og 3, farvet i blåt) og to tværgående (måling 2 og 4, farvet i grå) EIM-målinger in vivo . Værdierne er angivet for hver frekvens (kolonne A). Analyser udføres efterfølgende ved hjælp af gennemsnitsværdien af henholdsvis længde- og tværmålingerne. Oplysninger, der findes i cellerne A1:B4, udfyldes automatisk af softwaren i henhold til de etiketter, der blev valgt under EIM-anskaffelsen. Repræsentative kurver for både langsgående (blå cirkler) og tværgående (grå firkanter) værdier af fase (B), reaktans (C) og modstand (D) som funktion af frekvens. I overensstemmelse med standardpraksis inden for impedansfeltet er x-aksen angivet ved hjælp af en logaritmisk skala. (E) Repræsentative reaktanskurver som funktion af modstand for både langsgående og tværgående målinger. LP: langsgående fase; TP: tværgående fase; LX: langsgående reaktans; TX: tværgående reaktans; LR: langsgående modstand; og TR: tværgående modstand. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne artikel indeholder de grundlæggende metoder til udførelse af EIM hos gnavere, både in vivo og ex vivo. For at opnå pålidelige målinger er det vigtigt at udføre en række trin. For det første skal man korrekt identificere muskelen af interesse, da hver muskel vil have forskellige reaktioner på sygdomme, behandling og patologi. Man skal være opmærksom på, at de data, der er erhvervet på en muskel (f.eks. Gastrocnemius), ikke giver de samme oplysninger som på en anden muskel (f.eks. Tibialis anterior). For det andet skal man omhyggeligt vælge det bedste elektrodearray, der skal udføre impedansmålingerne. Mens hver array-type har både fordele og ulemper, er det vigtigt at vælge et array, der passer til det eksperimentelle design, samtidig med at der tages hensyn til sygdomsprogression og effekten på anatomi (f.eks. Svær atrofi). Endelig giver EIM efterforskere mulighed for at indsamle en utrolig mængde data på få sekunder, men kvalitetskontrol skal udføres korrekt for at sikre fraværet af artefakter.
EIM-systemet kan tilpasses meget på flere niveauer. Mens det system, der anvendes her, er designet til klinisk og præklinisk dataindsamling, kan ethvert multifrekvensimpedansmålesystem bruges til dette formål, så længe det giver individuelle frekvensdata. Generelt giver impedanssystemer en standard .csv fil som output. På samme måde kan der foretages yderligere ændringer vedrørende arrayerne, da alt, hvad der virkelig kræves, er fire elektroder placeret i en linje. For eksempel er der i denne protokol blevet brugt en række specialfremstillede elektroder til at opfylde kravene, men arrays kan skræddersys til individuelle behov ved hjælp af enkle (f.eks. Epoxylim, subdermale nåle) eller komplekse (f.eks. 3D-printere) værktøjer. Alternativt kan de fire elektroder kombineres til en enkelt nål, som tidligere beskrevet20. I vores laboratorium er arrays udviklet til hvalpe ved at reducere afstanden mellem elektroder for at sikre, at små muskler kunne måles i både langsgående og tværgående retninger. Ved arbejde med overvægtige dyr, der har et betydeligt større lag subkutant fedt, anbefales det at anvende delvist belagte nåleelektroder. Dette muliggør et større bidrag fra muskelvævet til impedansmålingen, samtidig med at fedtvævets bidrag reduceres21.
Mens nålemetoder og overflademetoder kan bruges til både rotter og mus, som beskrevet og demonstreret, anbefales det generelt at bruge nålemålingerne hos rotter, da disse er hurtigere, da de ikke kræver indsats for at forberede huden. Derudover betyder deres større størrelse, at nåleelektroderne kun minimalt skader musklen. Hos mus anbefales overflademålinger på grund af deres lille størrelse for at undgå muskelskader, og da hudpræparatet er relativt enkelt og hurtigt.
Hver EIM-teknik leveres med sit eget sæt begrænsninger. En vigtig begrænsning er, at elektrodearrays ikke er let tilgængelige gennem leverandører og i stedet kræver tilpasset generering i laboratoriet. For at hjælpe nye efterforskere inkluderer denne protokol målinger for flere arrays (både håndlavede og 3D-printede), og forfatterne vil levere brugerdefinerede arrays eller gøre de relaterede CAD-filer tilgængelige efter anmodning. Som tidligere nævnt er datakvaliteten kritisk, og yderligere problemer kan forstyrre datakvaliteten for hver af måletyperne (f.eks. overflade, nål og ex vivo). For gode overfladedata er det nødvendigt at fjerne håret helt og sandsynligvis også hudens stratum corneum for at få de bedste resultater med minimal kontaktartefakt. Brugen af hårfjerningsmidlet betyder dog også, at huden langsomt bliver edematøs over tid, så det er nødvendigt hurtigt at gennemføre impedansmålingerne efter hårfjerning. At vente 10 minutter eller længere kan give væsentligt forskellige værdier sammenlignet med at udføre målingerne inden for et minut eller to efter hårfjerning. Nålearraymålinger hos enten rotter eller mus vil typisk fremkalde mindst en lille mængde blødning, hvilket kan påvirke aflæsningerne, hvis det bliver til et større hæmatom omkring de indsatte nåle. Endelig kræver ex vivo-målinger særlig omhu for at sikre, at muskelfibrene i dicellen er justeret nøjagtigt i forhold til metalpladerne. Endelig kan det hos små eller syge mus være umuligt at opnå tværgående målinger i betragtning af musklernes lille størrelse. Men som nævnt ovenfor er det stadig muligt at designe brugerdefinerede 4-elektrode arrays, der kan være tilstrækkeligt små til at tage langsgående målinger inden for selv de mindste muskler.
Dataanalyse kan holdes ganske enkel - for eksempel ved at måle et enkelt output (f.eks. Fase) ved en enkelt frekvens (f.eks. 50 kHz) i en enkelt retning (f.eks. Langsgående) - eller ret kompleks ved at inkorporere alle impedansparametre på tværs af hele frekvensspektret i både langsgående og tværgående retninger. Når der anvendes enkeltfrekvensimpedansværdier, ligger de typisk i området 30-100 kHz, da muskler har tendens til at være mest reaktive (dvs. det er mest "opladeligt") i dette frekvensområde. Imidlertid er kondenserede eller kollapsede parametre, der forsøger at fange formen på frekvensspektret, også blevet brugt. Disse værdier har inkluderet skråninger af lineære pasformer af modstands-, reaktans- og fasedata22 og 2-frekvensforhold23. Alternativt kan Cole-Cole-parametre beregnes ud fra passene af impedansdataene, herunder R0 (bestemmelse af modstanden ved nulfrekvens), Rinf (bestemmelse af modstanden ved uendelig frekvens) og fc (centerfrekvens)24,25,26,27. Endelig kan maskinindlæring bruges til at analysere alle data på én gang og forbedre prædiktive modeller, både til regression12,13,15,16 og klassificering.
På trods af disse begrænsninger er EIM et kraftfuldt og relativt simpelt værktøj til at vurdere flere aspekter af muskelsundhed. Mens fokus i dette manuskript er på en enkelt muskel (gastrocnemius), er der intet, der forhindrer brugen af EIM på andre overfladiske muskler (f.eks. quadriceps eller biceps brachii) ved hjælp af overfladeelektroder eller dybere muskler ved hjælp af nåleelektrodearrayet. Faktisk er teknikken hos mennesker blevet brugt i en lang række muskler, herunder både øvre og nedre ekstremitetsmuskler8,28 samt aksiale muskler (f.eks. Paraspinale muskler og mavemuskler)29,30.
Det har vist sig, at EIM giver pålidelige målinger vedrørende sygdomsprogression, remission af atrofi og behandling over tid. Enkeltfrekvensdata kan være fuldt ud tilstrækkelige til at vurdere sygdomsstatus over tid31; Ikke desto mindre er værdien af multifrekvensdata, at de stadig kan hjælpe med at vurdere kvaliteten af målingen som beskrevet ovenfor. Enkeltfrekvensdata isoleret set kan være væsentligt forurenet af kontaktartefakter, og dette ville ikke være tydeligt uden at gennemgå hele impedansspektret. I kliniske undersøgelser kan overflade-EIM ofte bruges til at opnå smertefri målinger, hvilket gør det til et simpelt værktøj at anvende32. Denne overflod af data kan være afgørende for mere følsomt at spore sygdomsprogression. Desuden kan tilføjelsen af EIM til kliniske protokoller betydeligt reducere antallet af deltagere, der kræves under et klinisk forsøg,28,31.
EIM finder stigende anvendelse i vurderingen af en række neuromuskulære tilstande hos mennesker. Følgelig hjælper evnen til at udføre teknikken effektivt hos gnavere med at udvide teknologiens potentielle praktiske værdi og samtidig forbedre vores forståelse af forholdet mellem forskellige EIM-output og underliggende histologi. Teknikken er generelt let at bruge og fortjener sammen med de nyttige kvantitative data, den giver, at blive inkluderet i standard armamentarium af værktøjer til vurdering af nerve- og muskelforstyrrelser i gnaversygdomsmodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
S. B. Rutkove har egenkapital i og fungerer som konsulent og videnskabelig rådgiver for Myolex, Inc., et firma, der designer impedansapparater til klinisk og forskningsmæssig brug, og mView-systemet, der bruges her. Han er også medlem af selskabets bestyrelse. Virksomheden har også mulighed for at licensere patenteret impedansteknologi, hvoraf S. B. Rutkove er navngivet som opfinder. De andre forfattere har ingen andre relevante tilknytninger eller økonomiske engagementer med nogen organisation eller enhed med en økonomisk interesse i eller økonomisk konflikt med emnet eller materialer, der diskuteres i manuskriptet, bortset fra dem, der er offentliggjort.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af Charley's Fund og NIH R01NS055099.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Formlabs Inc. | Form 2 Desktop | 3D printer |
| 3D Printer | Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD | Creality Ender 3 V2 | 3D printer |
| 3M Micropore surgical tape | Fisher | 19-027761 and 19-061655 | models 1530-0 and 1530-1 |
| 3M TRANSPORE surgical tape | Fisher | 18-999-380 and 18-999-381 | models 1527-0 and 1527-1 |
| Connector header vertical 10 POS 1 mm spacing | Digi-Key (Sullins connector solution) | S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK) | Plastic spacer 1 mm holes for the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Cotton-tipped applicators | Fisher | 22-363-172 | |
| Dental Wax | Fisher | NC9377103 | |
| Depilatory agent | NAIR | NA | hair remover lotion with softening baby oil |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | No. 11270-20 | Used for dissection, Style: #7b, Tip Shape: Curved, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 mm x 0.1 mm, Alloy/Material: Inox, Length: 11 cm |
| Electronic Digital Caliper | Fisher | 14-648-17 | Used to measure out the dimensions of the Gastrocnemius muscle |
| Epoxy adhesive dual cartridge 4 min work life | Devcon | series 14265, model 2217 | Glue used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Ex vivo dielectric impedance cell | Custom | NA | Dielectric cells were 3D printed in the Rutkove laboratory |
| Graefe Forceps | Fine Science Tools | No. 11051-10 | Used for muscle to place and adjust, Length: 10 cm, Tip Shape: Curved, Tips: Serrated, Tip Width: 0.8 mm, Tip Dimensions: 0.8 mm x 0.7 mm, Alloy/Material |
| Hair clipper | Amazon | NA | Wahl professional animal BravMini+ |
| Impedance Animal Device | Myolex | EIM1103 | mView system - investigational electrical impedance myography device for use in animal research |
| In vivo needle arrays | Custom | NA | Custom arrays using 27 G subdermal needles from Ambu. The construction was finalized using a 3D printer in the Rutkove laboratory |
| In vivo surface array | Custom | NA | The in vivo surface array was printed and assembled in the Rutkove laboratory |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supplies | 07-893-8441 (NDC: 46066-755-04) | Pivetal - 250 mL bottle |
| Non-woven gauze | Fisher | 22-028-559 | 2 x 2 inch |
| Polystyrene Weighing Dishes | Fisher | S67090A | Dimensions (L x W x H): 88.9 mm x 88.9 mm x 25.4 mm |
| Razor Blades | Fisher | 12-640 | Used to cut muscle to right dimensions, Single-edge carbon steel blades |
| Student Fine Scissors | Fine Science Tools | No. 91460-11 | Used for dissection, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Student Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 20 mm, Length: 11.5 cm, Feature: Student Quality |
| Subdermal needles 27 G Neuroline | Ambu | 745 12-50/24 | Needles used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Surgical Scissors - Sharp | Fine Science Tools | No. 14002-13 | Used to cut skin, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 42 mm, Length: 13 cm |
| TECA ELITE monopolar needle electrodes | Natus | 902-DMG50-S | 0.46 mm diameter (26 G). Blue hub |
| Teknova 0.9% saline solution | Fisher | S5815 | 1000 mL sterile |
References
- Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405 (2019).
- Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
- Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86 (2017).
- Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
- Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
- Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
- Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
- Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
- Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796 (2020).
- Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
- Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964 (2021).
- Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
- Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
- Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265 (2019).
- Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
- Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
- Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
- Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
- Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
- Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
- Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005 (2018).
- Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
- Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
- Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
- Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
- Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
- Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
- Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
- Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
- Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
- Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
- Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).
