Summary
Le protocole décrit un modèle de don de gros animaux (porcins) après mort circulatoire, suivi d’une perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale qui simule étroitement le scénario clinique de la transplantation cardiaque et a le potentiel de faciliter les études et les stratégies thérapeutiques.
Abstract
L’augmentation de la demande de transplantation cardiaque au fil des ans a alimenté l’intérêt pour le don après une mort circulatoire (DCD) afin d’élargir le bassin de donneurs d’organes. Cependant, le processus DCD est associé au risque de lésion du tissu cardiaque en raison de la période inévitable d’ischémie chaude. La perfusion régionale normamémique (PNR) permet une évaluation in situ des organes, permettant l’obtention de cœurs jugés viables. Ici, nous décrivons un modèle de TDC chez les grands animaux cliniquement pertinent suivi d’un PNR. La mort circulatoire est établie chez les porcs anesthésiés par l’arrêt de la ventilation mécanique. Après une période d’ischémie chaude prédéfinie, un oxygénateur à membrane extracorporelle (ECMO) est utilisé pendant une période de PNR d’au moins 30 min. Au cours de cette période de reperfusion, le modèle permet le prélèvement de diverses biopsies du myocarde et d’échantillons de sang pour une évaluation cardiaque initiale. Une fois le PNR sevré, des évaluations biochimiques, hémodynamiques et échocardiographiques de la fonction cardiaque et du métabolisme peuvent être effectuées avant l’obtention d’organes. Ce protocole simule étroitement le scénario clinique précédemment décrit pour le TDC et le PNR en transplantation cardiaque et a le potentiel de faciliter les études visant à réduire les lésions d’ischémie-reperfusion et à améliorer la préservation et la récupération fonctionnelles cardiaques.
Introduction
Plus de 300 000 personnes meurent chaque année en Amérique du Nord d’insuffisance cardiaque (IC); La transplantation cardiaque reste la seule option de traitement pour certains de ces patients atteints d’une maladie terminale1. Historiquement, la source exclusive de transplantation cardiaque était les cœurs de donneurs obtenus après détermination neurologique du décès (NDD), mais même alors, seulement environ 40% étaient adéquats pour la transplantation2. Entre 15% et 20% des patients meurent en attendant un don de cœur, la pénurie de cœurs de donneurs étant l’une des raisons qui créent un écart entre les cœurs disponibles et les cœurs nécessaires2. Afin d’augmenter le bassin de donneurs d’organes, une considération importante est l’utilisation de cœurs donnés après une mort circulatoire (DCD)3. Il y a une réticence à utiliser des cœurs DCD parce que ces organes sont invariablement soumis à une période d’ischémie non protégée (chaude) après l’arrêt de la circulation sanguine et peuvent subir des dommages irréversibles. Bien qu’il existe des rapports de transplantation cardiaque réussie avec d’excellents résultats précoces4,5, il est nécessaire de développer une méthode d’évaluation validée pour déterminer si ces cœurs sont utilisables et pour prédire potentiellement leur performance post-transplantation 6,7. Pour limiter les périodes ischémiques des cœurs DCD et les surveiller en permanence pendant le stockage et le transport, des systèmes de perfusion cardiaque ex situ ont été développés8. Cependant, cette technologie repose sur des machines complexes avec un équipement de perfusion et a un coût initial élevé sans aucune garantie que l’organe obtenu sera adapté à la transplantation. Un nouveau protocole pour la transplantation cardiaque TDC basé sur la perfusion régionale normothermique (PNR) a été proposé par Messer et al3. Cette technique consiste à restaurer la perfusion myocardique alors que le cœur est encore chez le donneur et à exclure la circulation cérébrale. Il permet une évaluation fonctionnelle in situ avant l’approvisionnement3.
Lors de l’utilisation de modèles de grands animaux, le cœur porcin est l’une des plates-formes préférées pour effectuer des recherches chirurgicales cardiaques compte tenu de sa similitude anatomique avec le cœur humain. Cependant, certains facteurs importants dans les cœurs porcins doivent être pris en compte lors de l’utilisation de ce modèle. Par exemple, le tissu cardiaque porcin est très fragile et friable et est sujet aux déchirures, en particulier dans l’artère pulmonaire et l’oreillette droite9. Un autre facteur important à considérer est que le cœur porcin est très sensible à l’ischémie et sujet aux arythmies, c’est pourquoi les antiarythmiques doivent être administrés systématiquement à chaque animal avant l’expérience; Néanmoins, il est toujours considéré comme un modèle approprié pour l’étude de l’ischémie aiguë dans la transplantation cardiaque9.
Ce manuscrit décrit un modèle de don de gros animaux (porcins) après mort circulatoire suivie d’une perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale qui simule étroitement le scénario clinique de la transplantation cardiaque et a le potentiel de faciliter de nouvelles études thérapeutiques et stratégies pour la recherche translationnelle.
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Protocol
Le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux du Centre de recherche du Centre hospitalier de l’Université de Montréal (CRCHUM) a approuvé tous les protocoles expérimentaux et les animaux ont été traités conformément au Guide de soin et d’utilisation des animaux de laboratoire. Pour ce protocole, des porcs mâles ou femelles de grande taille blancs âgés de 3 à 4 mois pesant entre 50 et 60 kg ont été utilisés. La taille des animaux peut varier en fonction des objectifs expérimentaux des chercheurs.
1. Préparation animale et induction anesthésique
- Prémédiquer l’animal en injectant par voie intramusculaire de l’atropine (0,04 mg/kg), du midazolam (0,3 mg/kg) et de la kétamine (20 mg/kg). Administrer de l’isoflurane à une concentration de courant de 1 % à 3 % dans 3 L/minO2, à l’aide d’un masque facial pour l’induction et l’entretien de l’anesthésie.
- Confirmez une anesthésie adéquate en testant un tonus de mâchoire détendu et l’absence de douleur en utilisant une réponse de pincement des orteils. Assurez-vous que l’animal est placé en position de décubitus dorsal et maintenu dans la normothermie à l’aide d’une couverture chauffante.
- Après avoir confirmé l’adéquation de l’anesthésie, effectuer une intubation orotrachéale à l’aide d’un tube endotrachéal de 6,5 à 8 mm comme décrit au point 10.
- Placez le moniteur de saturation en oxygène sur l’oreille ou la lèvre inférieure de l’animal pour une surveillance continue. Ajuster la ventilation à une pression expiratoire positive (PEP) de 5 cm H 2 O, à une pression inspiratoire maximale (PIP) de 15 cm H 2 O, à une fraction d’oxygène inspiré (FIO 2) de 0,5 et à une fréquence respiratoire (RR) de 15 respirations/min atteignant un volume courant (TV) de 6-8 mL/kg, et une pression partielle normale de O 2 et CO 2. Ajuster le RR pour maintenir un niveau de CO2 en fin de marée de 35 à 45 mmHg.
- Obtenir un accès intraveineux périphérique par la veine de l’oreille à l’aide d’un cathéter de 20 G. Commencer une perfusion d’entretien de solution saline normale (NaCl à 0,9%) et administrer 2 g de sulfate de magnésium (MgSO4) en bolus intraveineux pour prévenir les arythmies.
- Préparez les sites chirurgicaux en rasant et en frottant adéquatement le thorax et les aines. Désinfecter les aines et le cou à l’aide de chlorhexidine et d’un champ approprié tout en fournissant un accès veineux et artériel.
- Placez le tampon d’électrode de cautérisation sur le dos de l’animal. Placez l’animal en position Trendelenburg pour faciliter l’accès veineux central.
- Localisez la veine jugulaire droite à l’aide d’une échographie. Une fois localisé, à l’aide d’une aiguille, entrez dans la peau à un angle de 45° jusqu’à ce que le sang soit vu et que l’aiguille soit vue dans la veine à l’échographie.
- Placez le fil guide dans l’aiguille, puis insérez un introducteur de gaine veineuse centrale percutanée de 7 Fr sur le fil guide.
- Retirez le fil guide tout en maintenant l’introducteur de gaine en place, puis insérez un cathéter Swans-Ganz pour assurer les mesures du débit cardiaque et le cathétérisme du cœur droit.
REMARQUE: La veine jugulaire gauche peut être utilisée à la place de la veine droite. Si l’accès n’est pas possible, insérez la gaine directement dans la veine jugulaire interne (gauche ou droite) après la sternotomie médiane. Dans ce cas, assurez-vous de disséquer la veine. - En utilisant la même technique, insérer un cathéter veineux central (p. ex. double lumière) dans la veine jugulaire gauche.
- Insérez un autre introducteur de gaine veineuse centrale percutanée de 7 Fr dans la veine fémorale droite en utilisant la technique de Seldinger décrite aux étapes 1.7. à 1.10., pour l’introduction d’un cathéter de conductance dans le ventricule droit (RV). Cela peut être fait par voie percutanée avec écho-guidage, ou après une sternotomie médiane.
- Laisser reposer une période de stabilité pendant 10 minutes après l’intubation et la manipulation, puis mesurer les paramètres hémodynamiques et de fonction cardiaque de base, y compris les pressions pulmonaires et systémiques, le débit cardiaque, les boucles pression-volume RV et BT et l’échocardiographie transthoracique.
2. Établissement de l’accès à la chirurgie
- À l’aide d’un stylo cautérisé, effectuez une incision médiane de la région mi-cervicale à la xiphoïde. Après cela, divisez la graisse sous-cutanée, couche par couche, le long de la ligne médiane en utilisant l’électrocautérisation pour atteindre le péri-sternum.
- Coupez autour de l’encoche sternale et utilisez un doigt pour rétracter et balayer les tissus mous sous le sternum. Ouvrez le sternum avec une scie à os et assurez-vous que le sternum est complètement divisé tout en faisant attention à la veine située sous la partie supérieure de l’os sternal. Cautériser le sternum et/ou appliquer de la cire d’os pour assurer une hémostase adéquate.
- À l’aide de l’électrocautérisation, disséquez et retirez le thymus en le soulevant du péricarde. Cautériser les vaisseaux qui alimentent le thymus de l’aorte et de la veine cave supérieure (SVC) pour prévenir les saignements.
- Coupez soigneusement le péricarde ouvert avec la cautérisation. Insérez les doigts sous le péricarde pendant la coupe pour éviter les blessures au cœur.
- Administrer 300 unités/kg d’héparine IV pour obtenir une anticoagulation systémique. Si le test est disponible, s’assurer du temps de coagulation activé (ACT) ˃ 300 s.
3. Arrêt des thérapies de maintien de la vie et déclaration de décès
- Administrer un bolus de 3 mg/kg de propofol IV, puis arrêter la ventilation mécanique et déconnecter le tube endotrachéal.
NOTE: Cette étape correspond à « Retrait du support de vie » pour lancer la perfusion régionale Normothermic. Pour connaître les conditions d’euthanasie, voir la section 8. - Surveiller la pression artérielle et la saturation périphérique en O2 . Début de l’ischémie chaude fonctionnelle lorsque la pression systolique < de 50 mmHg.
- Établir un arrêt circulatoire en cas d’asystole (ou fibrillation ventriculaire) et d’absence de pulsatilité artérielle. Initier une phase d’observation minimale de 5 minutes après l’établissement de l’arrêt circulatoire (période de stand-off) et déclarer par la suite la mort de l’animal.
4. Mise en place d’une perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale
- À l’aide de la cautérisation, disséquez soigneusement l’espace aortopulmonaire. Rétractez le tractus de sortie du VR vers le bas, l’artère pulmonaire vers la gauche et l’aorte vers la droite pour éviter les lésions directes vers cette dernière. Prenez l’aide d’un assistant si nécessaire au cours de cette étape.
- Disséquer et ligaturer les vaisseaux supra-aortiques pour éviter et exclure la perfusion cérébrale. Vous pouvez également appliquer une grande pince croisée sur les vaisseaux.
- Insérez deux cathéters de 18 G dans les carotides bilatéralement distalement à l’occlusion pour évaluer le flux sanguin potentiel vers le cerveau. Prélever et mesurer le sang tout au long de l’expérience et réinfuser via le circuit NRP.
- À l’aide de la pince de Metzenbaum et de la pince à angle droit, disséquer délicatement entre le SVC et l’artère innommée, et entre l’IVC et le péricarde. Encerclez le SVC et l’IVC à l’aide d’un ruban ombilical ou d’une simple suture 0-soie et fixez-les avec un garrot.
- À l’aide d’une suture 3-0, placer deux sutures concentriques à cordes de bourse sur l’adventice de l’aorte ascendante distale; Évitez les sutures pleine épaisseur. Placez une suture à cordon de bourse sur l’oreillette droite (RA). Fixez toutes les sutures avec un garrot.
- Configurer et amorcer le système PNR en fonction des besoins des chercheurs et des expérimentaux. Pour ce protocole, utiliser un circuit ECMO avec une pompe centrifuge, amorcé avec 2 L de solution cristalloïde contenant 500 mg de Solumedrol, 200 mL de bicarbonate de sodium (NaOH) à 8,4%, 300 unités/kg d’héparine et 2 g deMgSO4.
NOTE: La configuration utilisée ici est similaire à celle utilisée par les perfusionnistes de l’établissement à la division de chirurgie cardiaque. - À l’aide d’une canule artérielle de 17 à 21 F, canuler l’aorte, puis serrer le garrot en maintenant la suture de la corde de la bourse pour fixer la canule en place.
REMARQUE: Vous pouvez également insérer une canule d’oxygénateur à membrane extracorporelle (ECMO) en utilisant la technique Seldinger pour minimiser les pertes de sang. Une autre méthode consiste à utiliser une canule artérielle de dérivation standard. La canule aortique est ensuite connectée à la ligne artérielle du circuit NRP à l’aide d’un connecteur 3/8-3/8; Assurer une désaération complète pour éviter l’embolie gazeuse. - Créez une incision de 5 mm au centre de la corde de la bourse sur le RA, puis dilatez-la à l’aide d’un instrument à petit angle comme un angle droit ou un bouton-pression. Couvrez l’incision avec un doigt pour éviter les saignements excessifs.
- Utilisez une canule veineuse à deux étages pour canuler l’AR, puis serrez les sutures du cordon de la bourse à l’aide d’un garrot pour fixer la canule en place.
- Connectez les canules à la conduite veineuse du circuit NRP à l’aide d’un connecteur 1/2-3/8 et assurez-vous d’un déparaissement complet pour éviter un sas dans le système.
- Assurez-vous qu’au moins 15 minutes se sont écoulées entre la déclaration de décès et le début du PNR pour englober le temps nécessaire à la préparation de la pratique clinique, au drapage et à l’accès au cœur.
- Initier le PNR 15 min après le début de l’ischémie chaude fonctionnelle. Maintenir la normothermie tout au long de la procédure. Ajuster les débits progressivement pour atteindre un indice de perfusion de 2,5 L/min/m2. Redémarrer la ventilation mécanique avec un FIO2 de 50% et un téléviseur de 6 mL/kg.
REMARQUE : Modifiez ces paramètres en fonction du plan expérimental. - Infuser en continu 10 μg/kg/min de dopamine et 4 unités/min de vasopressine IV. Utilisez de l’épinéphrine et de la noradrénaline pendant la perfusion initiale, puis titrez-les au besoin pour aider à la régulation de la pression tout en maintenant la pression artérielle au-dessus de 50 mmHg.
5. Maintien de la reperfusion et objectifs de sevrage
- Reperfuser le cœur pendant 30 min avant de tenter de le sevrer pour le PNR. Si le sevrage échoue, effectuer 15 minutes supplémentaires de reperfusion pour soutenir avec PNR avant de tenter de sevrer à nouveau pour un temps de reperfusion maximum total de 180 minutes.
- Procéder à l’évaluation cardiaque après un sevrage réussi. Si le sevrage n’est pas réalisé après cette période, arrêtez l’expérience et signalez le problème.
REMARQUE : Cela devrait être adapté aux objectifs de chaque chercheur. - Évaluer les critères de sevrage des PNR et s’assurer que tous les critères sont respectés, comme indiqué dans le tableau 1.
6. Évaluation du rétablissement cardiaque
- Générer des analyses de boucle pression-volume (PV) pour mesurer la contractilité cardiaque. Le cathéter de conductance permet des mesures continues des relations LV-PV.
- Obtenez des enregistrements en régime permanent pour générer des paramètres dépendants du volume, du travail de course et de la pression développée, et obstruez l’IVC avec une bande ombilicale pour générer des paramètres indépendants du volume par occlusion, à savoir le travail d’AVC recrutable avant la charge.
- Mesurez la pression veineuse centrale, la pression artérielle pulmonaire, le débit cardiaque, la pression RV et la pression capillaire pulmonaire à l’aide du cathéter Swans-Ganz introduit au début de l’expérience.
- Analyser la fonction cardiaque par échocardiographie à l’aide d’une sonde transœsophagienne standard et d’une sonde transthoracique placée directement sur le cœur.
- Effectuer des évaluations métaboliques en prélevant des échantillons de sang artériel et veineux pour analyses. Prélever du sang directement dans le sinus coronaire pour évaluer spécifiquement la fonction métabolique cardiaque. Analyser les gaz du sang et les niveaux de lactate.
- De plus, prélever des biopsies myocardiques du RV et du VG si nécessaire. Obtenir des échantillons d’autres organes transplantables d’intérêt (p. ex. poumons, foie, reins), selon les objectifs du chercheur.
7. Retrait du PNR et évaluation cardiaque
- Lorsque les critères de sevrage sont remplis, arrêtez le PNR. Retirez la canule de la PR et resserrez rapidement la suture de la corde de la bourse pour minimiser la perte de sang. Fixez la suture avec des nœuds et suivez la même procédure pour retirer la canule aortique.
- Évaluer la fonction cardiaque toutes les 30 minutes pendant 2 heures après l’arrêt de la PNR comme décrit aux étapes 6.1. à 6.4.
8. Fin de l’expérience
- Après 2 h, placez un cathéter de cardioplégie de 16 G ou 18 G dans l’aorte ascendante. Connectez la canule au circuit NRP.
- Après cela, décompressez les cavités cardiaques droites en incisant l’IVC et les cavités gauche en incisant l’oreillette gauche à l’aide de la cautérisation.
- Serrez l’aorte ascendante après l’insertion de la canule et administrez 1,5 L de solution cardioplégique Del Nido à 4 °C au cœur. Assurez-vous que la pression de perfusion est de 50 mmHg.
- Arrêter la ventilation mécanique et placer de la neige fondante de glace (0,9% NaCl) dans la cavité thoracique après le début de la cardioplégie pour le refroidissement. Procéder à la cardiectomie de manière traditionnelle une fois la perfusion de cardioplégie terminée.
- Utilisez le cœur recueilli pour obtenir des biopsies myocardiques étendues pour l’évaluation et l’évaluation. Effectuer d’autres biopsies à partir d’autres organes (p. ex. poumons, foie, reins) selon la conception expérimentale et l’objectif des chercheurs
REMARQUE : La figure 1 présente un résumé des étapes du protocole et le tableau 1 fournit une définition des paramètres et des critères utilisés dans cette étude.
Figure 1 : Résumé schématique du protocole expérimental. Abréviations : PNR = Perfusion régionale normamère. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Définition/Critères | |
| Période d’ischémie chaude fonctionnelle | Période qui commence lorsque la pression systolique < 50 mmHg et se termine lorsque la PNR est initiée. Dans ce protocole, cette période est de 15 min |
| Arrestation circulatoire | Il est établi lorsque le cœur est en asystole ou en fibrillation ventriculaire |
| Période de repos | Période qui commence avec l’arrêt circulatoire et se termine avec la déclaration de décès. Dans ce protocole, cette période est de 5 min |
| Sevrage réussi du PNR | Utilisation minimale d’inotropes et de vasopresseurs |
| CI > 2,2 L/min/m2 | |
| CARTE > 55 mmHg | |
| RAP < 15 mmHg | |
| PCWP < 15 mmHg | |
| Fonction BT et RV normale |
Tableau 1: Définition représentative des paramètres et critères utilisés dans le présent protocole. Abréviations : IC = indice cardiaque; MAP = pression artérielle moyenne; PNR = Perfusion régionale normamère; PCWP = pression calaire pulmonaire; RAP = pression auriculaire droite.
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Representative Results
Ce modèle préclinique a été utilisé avec succès dans notre institution pour de multiples expériences. Tout d’abord, nous avons démontré que les cœurs DCD, initialement reperfusés avec NRP, présentaient une récupération fonctionnelle similaire après la transplantation par rapport au don conventionnel de cœur battant conservé avec un stockage frigorifique. De plus, nous avons utilisé ce protocole pour montrer que l’évaluation fonctionnelle cardiaque après la PNR était prédictive de la récupération post-transplantation. Enfin, nous avons également étudié les effets de la PNR sur la perfusion cérébrale et la préservation pulmonaire après arrêt circulatoire.
La figure 2 montre des résultats représentatifs de la fonction cardiaque au départ et après le TDC et le PNR mesurés à l’aide d’un cathéter artériel pulmonaire. Ici, nous voyons qu’il y a un déclin significatif de la fonction cardiaque après le TDC; Cependant, ces organes ont démontré une récupération fonctionnelle similaire après la transplantation par rapport aux cœurs transplantés conventionnellement (don de cœur battant suivi d’un stockage frigorifique). La figure 3 montre les mesures de l’oxymétrie cérébrale pendant le PNR avec les vaisseaux supra-aortiques serrés; Les mesures confirment l’absence de perfusion cérébrale adéquate. Enfin, la figure 4 montre les mesures de la compliance pulmonaire pendant la PNR et après le sevrage du support. Il n’a montré aucun changement significatif par rapport à la ligne de base pendant le PNR.
Figure 2 : Cardiaque pendant le PNR. L’indice cardiaque (intervalle médian ± interquartile) a été mesuré au départ, pendant la PNR et après la greffe à l’aide d’un cathéter artériel pulmonaire. Les cœurs DCD (dans la solution de stockage HTK) ont montré une récupération fonctionnelle similaire à celle des cœurs témoins (dons standard) après la greffe (n = 5 / groupe). Abréviations : DCD = don après mort circulatoire; HTK = solution de stockage d’histidine-tryptophane-cétoglutarate; PNR = Perfusion régionale normamère; Tx = Traitement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Mesure de l’oxymétrie cérébrale. Les mesures d’oxymétrie cérébrale tout au long de l’expérience ont montré un déclin progressif lors du retrait des mesures de maintien de la vie et sont restées à des niveaux minimaux pendant la PNR. Abréviations : PNR = Perfusion régionale normamère; WLST = Arrêt du traitement de survie Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Mesure de la compliance pulmonaire pendant la PNR et après le sevrage. La compliance pulmonaire, mesurée par le rapport entre le volume courant et la pression moyenne observée sur le ventilateur (intervalle médian ± interquartile), n’a montré aucun changement significatif par rapport à la ligne de base pendant le PNR (n = 5). La compliance statique (statique) est mesurée lors d’une prise respiratoire terminale. La compliance dynamique (Dyn) est mesurée tout au long du cycle respiratoire. Abréviations : PNR = Perfusion régionale normamère. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ce manuscrit décrit un don de modèle grand animal après mort circulatoire (DCD) suivi d’une perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale. Dans cette expérience, le cœur est réperfusé pendant un minimum de 30 min et un maximum de 3 h avant d’être sevré du circuit ECMO. Le cœur fonctionne ensuite tout seul pendant 2 h, ce qui permet une évaluation cardiaque précieuse à court terme. Par conséquent, la principale limite de ce protocole est le suivi à court terme; toutefois, une évaluation à long terme exigerait beaucoup de ressources et coûterait cher. Cette procédure se concentre sur les lésions aiguës d’ischémie-reperfusion et peut être une méthode fiable pour évaluer la fonction cardiaque d’un cœur de donneur chez le donneur et établir si l’organe peut être transplanté. Il peut également s’agir d’un modèle préclinique adéquat qui peut être utilisé pour étudier de nouvelles interventions pharmacologiques et non pharmacologiques susceptibles d’améliorer la récupération fonctionnelle cardiaque et qui n’ont été validées auparavant que dans des modèles de petits animaux 11,12,13,14,15,16 . Les modifications apportées à ce protocole peuvent être adaptées aux objectifs de l’investigateur et en cas de dépannage. Ces modifications peuvent inclure, mais ne sont pas limitées à la cardioplégie, les solutions d’amorçage, les temps ischémiques et l’ajout d’interventions pharmacologiques à étudier.
Lors de l’utilisation de modèles de grands animaux, le cœur porcin est l’une des plates-formes préférées pour effectuer des recherches chirurgicales cardiaques compte tenu de sa similitude anatomique avec le cœur humain. Cependant, certains facteurs importants dans les cœurs porcins doivent être pris en compte lors de l’utilisation de ce modèle. Par exemple, le tissu cardiaque porcin est très fragile et friable et est sujet aux déchirures, en particulier dans l’artère pulmonaire et l’oreillette droite9. La canulation et la manipulation cardiaque doivent être faites avec prudence. Un autre facteur important à considérer est que le cœur porcin est très sensible à l’ischémie et sujet aux arythmies, c’est pourquoi les antiarythmiques comme le sulfate de magnésium utilisé dans ce protocole expérimental doivent être administrés systématiquement à chaque animal avant l’expérience. Néanmoins, ce modèle est toujours considéré comme approprié pour l’étude de l’ischémie aiguë en transplantation cardiaque9. Bien que ce protocole ne décrive que la PNR pour l’évaluation fonctionnelle cardiaque, la même procédure, lorsqu’elle est optimisée, peut et doit de préférence être utilisée pour évaluer d’autres organes, maximisant ainsi le potentiel des informations obtenues auprès de l’animal de laboratoire.
Cette procédure expérimentale nécessite au moins un chirurgien qualifié et, afin d’optimiser le protocole au sein de chaque groupe de recherche, environ trois à cinq expériences doivent être réalisées. Un membre de l’équipe doit être affecté à l’anesthésie et au prélèvement sanguin pour analyse, et un autre membre de l’équipe doit être responsable de la perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale et de la gestion du cœur pour inclure l’administration d’antiarythmiques, de vasopresseurs et d’autres médicaments si nécessaire. Plusieurs étapes de ce protocole sont essentielles à la poursuite adéquate de l’expérience, telles que l’induction de l’anesthésie et de l’intubation, la manipulation cardiaque, la canulation et la décanulation, et doivent de préférence être effectuées par un chirurgien expérimenté. C’est par la répétition et la cohérence que ce modèle peut être optimisé et être fiable pour diverses utilisations futures.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Mélanie Borie, Caroline Landry, Henry Aceros et Ahmed Menaouar pour leur aide et leur soutien précieux.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amiodarone | As available in the institution | ||
| Angiocath 20G | BD | 381704 | |
| Atropine 0.4 mg/mL | As available in the institution | ||
| Biomedicus Centrifugal Pump | Medtronic | ||
| Cardioplegia Solution (Del Nido) | in-house made | Another solution can be used at the discretion of the researcher | |
| Cautery Pencil | Covidien | E2515H | |
| Central Venous Catheter double-lumen | Cook Medical | C-UDLM-501J-LSC | |
| Central Venous Sheath Introducer 7 Fr | |||
| Conductance Catheter | |||
| CPB pack | Medtronic | ||
| DLP Aortic Root Cannula | Medtronic | 12218 | |
| DLP double-stage venous cannula (29 or 37 F) | Medtronic | ||
| Dobutamine | As available in the institution | ||
| Dopamine | As available in the institution | ||
| Electrode Polyhesive | Covidien | E7507 | |
| EOPA Arterial Cannula (17 or 21 F) | |||
| Epinephrine | As available in the institution | ||
| O2 Face Mask | As available in the institution | ||
| Gloves, Nitrile, Medium | Fischer | 27-058-52 | |
| Heparin 1000 IU/mL | As available in the institution | ||
| Inhaled Isofurane | Provided by the institution's animal facility | ||
| Jelco 16 or 18 G catheter | |||
| Ketamine inj. 50 mL vial (100 mg/mL) | Health Canada | Health Canada approval is required | |
| Lidocaine/Xylocaine 1% | As available in the institution | ||
| Magnesium Sulfate 5 g/10 mL | As available in the institution | ||
| Midazolam inj. 10 mL vial (5 mg/mL) | Health Canada | Health Canada approval is required | |
| MPS Quest delivery disposable pack | Quest Medical | 5001102-AS | |
| Norepinephrine | As available in the institution | ||
| Normal Saline (NaCl 0.9%) 1L bag | Baxter | JB1324 | |
| Pipette Tips 1 mL | Fisherbrand | 02-707-405 | |
| Propofol 1 mg/mL | As available in the institution | ||
| Rocuronium | As available in the institution | ||
| Set Admin Prim NF PB W/ Checkvalve | Smith Medical | 21-0442-25 | |
| Sodium Bicarbonate (NaOH) 8.4% | As available in the institution | ||
| Sofsil 0 wax coated | Covidien | S316 | |
| Solumedrol 500 mg/5 mL | As available in the institution | ||
| Suction Tip | Covidien | 8888501023 | |
| Suction Tubing 1/4'' x 120'' | Med-Rx | 70-8120 | |
| Suture 3.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8523H | |
| Suture 5.0 Prolene BB | Ethicon | 8580H | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 8521H | |
| Suture BB 4.0 Prolene | Ethicon | 8881H | |
| Tracheal Tube, 6.5 mm | Mallinckrodt | 86449 | |
| Vasopressin | As available in the institution |
References
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