Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En billig metode til måling af den primære produktivitet på stedet i periphytonsamfund i lentiske farvande

Published: December 16, 2022 doi: 10.3791/64078
Automatic Translation
1,3, 1, 1,2, 2, 1,3
1Biology Centre of the CAS, Institute of Hydrobiology, 2Faculty of Science, University of South Bohemia, 3Institute of Botany AS CR

Summary

Her præsenteres en omkostningseffektiv og transportabel metode/facilitet til måling af mikrobielle måtters primære produktivitet under faktiske in situ miljøtemperaturer og lysforhold. Den eksperimentelle opsætning er baseret på bredt tilgængelige materialer og kan bruges under forskellige forhold, samtidig med at den giver fordelene ved laboratoriebaserede modeller.

Abstract

Måling af periphytons in situ primære produktivitet i vækstsæsonens gradient kan belyse den kvantitative virkning af miljødrivere (hovedsagelig fosforkoncentration og lysintensitet) og artssammensætning på primærproduktiviteten. Primær produktivitet drives hovedsageligt af lysintensitet, temperatur, tilgængelighed af næringsstoffer og fordeling af de ioniske arter i karbonatsystemet i de respektive dybder af den euphotiske zone. Det er et komplekst system, der er meget vanskeligt at simulere i laboratoriet. Denne billige, transportable og let at bygge flydende pram gør det muligt at måle den primære produktivitet nøjagtigt - direkte under de faktiske naturlige forhold. Metoden er baseret på måling af den primære produktivitet i realtid ved hjælp af ikke-invasive iltsensorer integreret i tæt forseglede glasbeholdere, hvilket muliggør online iltfluxovervågning og giver ny indsigt i metaboliske aktiviteter. Detaljerede sæsonbestemte in situ-målinger af primær bruttoproduktivitet af mikrobielle måtter (eller andre bentiske organismer) kan forbedre den nuværende viden om de processer, der styrer primærproduktivitetsdynamikken i lentiske farvande.

Introduction

Primær produktivitet er den eneste indgang af autokton kulstof i de akvatiske systemer, der danner hele systemets fødenet1. Derfor er den nøjagtige estimering af primær produktivitet et vigtigt skridt i retning af at forstå funktionen af akvatiske økosystemer. Kystzoner er områder med høj primær produktivitet og biodiversitet. Ud over fytoplankton antages perifyton (i det følgende benævnt mikrobielle måtter) og makroalger at bidrage væsentligt til den primære produktivitet i kystzoner2. På grund af deres sessile livsstil og betydelige rumlige heterogenitet er kvantificering af primær produktivitet ikke triviel.

Primær produktivitet drives hovedsageligt af lysintensitet, temperatur, tilgængelighed af næringsstoffer og fordeling af de ioniske arter i karbonatsystemet i de respektive dybder af eufotiske zoner 3,4. Dybden påvirker markant den rumlige fordeling af mikrobielle måtter. Mikrobielle samfund skal kunne klare de negative virkninger af høj bestråling og udtalte sæsonbestemte temperaturvariationer i lave dybder og med lavere lysintensitet på større dybder. Ud over dybdegradienten genererer dynamiske trofiske interaktioner flere og komplekse rumlige mønstre på forskellige skalaer5. Dette komplekse system er kompliceret at simulere i laboratoriet. Den mest nøjagtige måde at udlede de enkelte primærproducenters metaboliske aktivitet fra kystzoner er at oprette in situ-eksperimenter.

Den metode, der introduceres i dette dokument, er baseret på den traditionelle kammermetode 2,6,7 sammen med en transportabel og let at bygge billig flydende pram. Dette gør det muligt at måle primær produktivitet på forskellige dybder under det naturlige lysspektrum, temperatur og forskellig fordeling af de ioniske arter i karbonatsystemet med dybden. Metoden er baseret på princippet om lys versus mørk flaske ilt, som først blev anvendt til at måle fytoplankton fotosyntese 6 og stadig er almindeligt anvendt 6,7. Den sammenligner ændringshastigheden i ilt i flasker, der holdes i lyset (hvilket inkluderer virkningerne af primær produktivitet og åndedræt) med dem, der holdes i mørke (kun åndedræt)8. Metoden bruger iltudvikling (fotosyntese) som en proxy for primær produktivitet. De målte variabler er nettoøkosystemproduktivitet (NEP, som en ændring iO2-koncentration over tid under lysforhold) og økosystemrespiration (RE, som en ændring iO2-koncentration over tid i mørke). Bruttoøkosystemproduktivitet (GEP) er beregningen af forskellen mellem de to (tabel 1). Udtrykket "økosystem" bruges her til at betegne, at periphytonen består af autotrofe og heterotrofe organismer. Den mest betydningsfulde forbedring af denne traditionelle kammermetode er anvendelse af ikke-invasive iltoptiske sensorer og optimering af denne primært planktoniske metode til måling af perifytisk primær produktivitet.

Teknikken er beskrevet i eksemplet med måling af mikrobielle måtter i kystzonen i nyligt fremkomne post-mining søer i Tjekkiet-Milada, Most og Medar. Den metaboliske aktivitet af mikrobielle måtter bestemmes ved hjælp af direkte in situ-måling afO2-fluxer udført direkte på specifikke dybder, hvor de studerede samfund naturligt forekommer. Heterotrofisk og fototrofisk aktivitet måles i lukkede glasflasker udstyret med ikke-invasive optiske iltsensorer. Disse sensorer registrerer partialtrykket af ilt ved hjælp af fluorescensen af lysfølsomme farvestoffer. Flaskerne med mikrobielle måtter suspenderes og inkuberes på en flydende enhed på de passende dybder. Iltkoncentrationen inde i flaskerne blev løbende målt i dagslyset fra den lille båd.

Prøver af intakte mikrobielle måtter indsamles og anbringes i gastætte inkubationsflasker på udpegede dybder af dykkere. Hver flaske er udstyret med en ikke-invasiv optisk iltmikrosensor, som overvåger O2 produktivitet / forbrug over tid. Alle målinger udføres i fem replikerede mørke/lyse par i hver dybde. Temperaturen og fotosyntetisk aktiv stråling (PHAR) intensiteter måles på respektive dybder i hele inkubationen. Efter 6 timers in situ-inkubation (dagslys) høstes de mikrobielle måtter fra flaskerne og tørres. O2 fluxer normaliseres til mikrobiel biomasse. Som kontrol korrigeres fluxer for ændringer i O2-koncentrationen i separate lyse og mørke gastætte flasker (blankkontroller), der indeholder søvand uden mikrobiel måttebiomasse. Nedenfor er detaljerede instruktioner til bygning af den flydende pram og udførelse af hele eksperimentet trin for trin. Dette papir præsenterer også repræsentative resultater fra målinger af mikrobielle måtter på to dybder (1 m og 2 m) med fem replikater i hver dybde. Faktisk temperatur og lysintensitet blev målt under hele eksperimentet ved hjælp af dataloggere.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

BEMÆRK: Før prøveudtagning skal du bestemme graden af replikationer baseret på de overordnede projektbehov, statistisk design eller forventet mængde prøvevariation. Fem replikatpar af lyse og mørke inkubationsflasker foreslås til præcis statistisk analyse og for at tage højde for potentielt prøvetab eller brud. Den beskrevne flydende eksperimentelle pram er designet til at bære fem replikater plus et par blanke kontroller; Se figur 1 for en teknisk tegning af forsøgsprammen.

Figure 1
Figur 1: Tekniske tegninger af forsøgsprammen og sideflåden. (A) Set fra oven: Prammens ramme består af fire aluminiumsvinkel L-profilstykker (blå), der er forbundet med fire flade aluminiumsstænger (grå). XPS-flydere (lyserøde) er monteret på rammen på to punkter, hver på de parallelle aluminiumsstykker. Kæder til inkubationsflasker er fastgjort til rammen på begge sider ved hjælp af snapkroge i forborede huller (røde pile) med 550 mm adskillelse mellem dem. Kæder blev forsynet med snapkroge på 1 m og 2 m afstand til inkubationsflaskefastgørelse (vælg snapkrogens position i henhold til den eksperimentelle dybde). Betonankeret er fastgjort til prammens stævn, hvor et udhæng på 25 mm gør det muligt for to forborede huller (gule pilespidser) at fungere som fastgørelsespunkt for ankerets kæde og forskningsfartøj. Rammen samles eller skilles let ad via de parallelle samlinger mellem de fire aluminiumsvinkelstykker (grønne pilespidser). (B) Sidebilledet viser de ophængte kæder med hængende inkubationsflasker og betonanker (brun firkant). (C) Side-XPS-flyderen: Parallelaluminiumsvinkel L-stykker (blå) er forbundet med lodrette flade aluminiumsstænger (grå). Under tværstangssektionen er XPS-flyderen (lyserød) monteret med de nødvendige hulstørrelser angivet (4 mm). De ophængte kæder er fastgjort med snapkroge i 8 mm huller (rød pilespids). Ved prammens stævn bores to 8 mm huller ind i det overhængende aluminium, et til fastgørelse af ankeret til prammen (gul pilespids) og et andet til fortøjning af forskningsfartøjet til prammen (blå). Klik her for at se en større version af denne figur.

1. Konstruktion af forsøgsprammen

BEMÆRK: Den flydende pram består af to lige store sektioner monteret sammen, hvilket gør det let at montere / demontere. Alle brugte dele kan købes på ethvert hobbymarked eller butik, der sælger byggematerialer.

  1. Saml først rammen på prammen ved at forbinde fire aluminiumsvinkel L-profilstykker (40 mm x 40 mm x 3 mm; længde på 2.000 mm) sammen ved hjælp af fire flade aluminiumstænger (40 mm x 3 mm x 350 mm), 16 skruer (4 mm x 15 mm med sekskantede møtrikker) og 32 skiver (4 mm x 10 mm).
    BEMÆRK: Afstanden og placeringen af de flade stænger er vist på den tekniske tegning i figur 1A. Den detaljerede fastgørelse af flyderne til de flade sidestænger er vist i figur 1B.
  2. For at forbinde de to lige store sektioner af rammen skal du bruge fire 4 mm x 15 mm skruer med vingemøtrikker og otte 4 mm x 10 mm skiver til at skrue aluminiumsvinklen L-profiler sammen i enderne (figur 1A, grønne pile).
  3. Brug fem stykker ekstruderet polystyren (XPS) materiale (500 mm x 200 mm x 150 mm), ti 10 mm x 170 mm skruer med sekskantede møtrikker og tyve 10 mm x 50 mm skiver til at forberede fem ekstruderede polystyrenflåder (500 mm x 200 mm x 150 mm hver). Sæt flyderne på rammen på fem punkter vist på den tekniske tegning (figur 1A).
  4. Bor huller ind i rammen (se røde pile i figur 1A , der markerer hullernes positioner og afstande til kæderne). Fastgør de 12 m stålkæder (tråddiameter på 3 mm, indvendig forbindelse på 5,5 mm x 26 mm) til inkubationsflaskerne til hullerne i rammen ved hjælp af karabinekroge af stål (50 mm x 5 mm). Giv hver kæde par snapkroge (50 mm x 5 mm) til installation af inkubationsflaskerne til den ønskede dybde i henhold til det eksperimentelle design. I dette tilfælde sad de på 1 m og 2 m dybder.
  5. Til ankeret skal du fylde 15 L spanden med beton. Indsæt en øjebolt i betonen og lad den tørre uforstyrret. Fastgør 5 m stålkæden til krogen. Fastgør ankeret til det forborede hul på prammens stævn (markeret med gule pile i figur 1A,B).
    BEMÆRK: Tekniske tegninger med monteringsbeskrivelsen er vist i figur 1A-C. Figur 2 viser billedet af den samlede eksperimentelle pram. Figur 3 viser fastgørelsen af inkubationsflasker til kæden.

Figure 2
Figur 2: Samlet eksperimentel pram. Foto af den samlede eksperimentelle pram. Røde pilespidser viser hullerne til fastgørelse af kæder med inkubationsflasker. De grønne pilespidser peger på, hvor de to halvdele af flyderen er sat sammen. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Inkubationsflasker. Foto af to par mørke og lyse inkubationsflasker, der hænger i en dybde på 1 m. Et par flasker indeholder prøven af intakte mikrobielle måtter, der stadig vokser på stenen (rød pilespids). Den anden er den tomme flaske med søvandet fra den respektive dybde. En gul pilespids peger på iltfølerpletten, der er fastgjort til inkubationsflaskens indre væg. Klik her for at se en større version af denne figur.

2. Installation i marken

  1. Brug af en oppustelig kajak foreslås til pramplacering og udførelse af eksperimenter, da den er let transportabel.
  2. Vælg et sted med en ideel dybde for at forankre flyderen. Vælg dybden, så de nederste inkubationsflasker er mindst 2 m over bunden for at undgå at forstyrre sedimentet i vandsøjlen omkring inkubationsflaskerne.
  3. Fastgør den samlede pram bag bådens agterstavn. Sænk forsigtigt ankeret langs siden af båden og juster det, så det hænger lidt under vandoverfladen, så flyderen let kan trækkes sammen med ankeret til stedet med den krævede dybde.
  4. Løsn ankeret fra båden, sænk det til bunden, og fastgør prammen til ankerkæden.
  5. Fastgør kæderne til fastgørelse af inkubationsflaskerne til prammen.

3. Tilberedning af inkubationsflaske

  1. Brug de gennemsigtige bredhalsede 0,5 L flasker med gastætte tætninger.
    BEMÆRK: Det er muligt at justere størrelsen på flaskerne, men husk også at øge prammens flydning med flere polystyrenplader. Prammen beskrevet her kan pålideligt bære 24 0,5 L glasflasker.
  2. Fastgør de iltoptiske sensorspots til den indre væg i hver flaske.
  3. Tilsæt et uigennemsigtigt lag til de mørke behandlingsflasker ved at pakke dem ind med sort elektrisk tape.
  4. Skær et lille hul på stedet med den optiske sensor. For at forhindre lys i at komme ind i flasken skal du gøre hullet lidt mindre end sensorens diameter.
    BEMÆRK: Ethvert uigennemsigtigt lag, der forhindrer lys i at komme ind i flasken, fungerer også. Fordelen ved sort elektrisk tape er, at det modstår slid og ikke skræller af i vand.

4. Indsamling og håndtering af prøver

BEMÆRK: Dykkere udfører manuel indsamling af prøver på dybere vand. På lavt vand kan det gøres ved snorkling eller vade.

  1. Anbring inkubationsflaskerne i den bærbare kasse.
  2. Dyk med kassen til den respektive dybde. Undgå at forstyrre sedimentet i det omgivende vand.
  3. Fyld inkubationsflaskerne med prøverne omhyggeligt. Prøv at forstyrre biomassen af prøven så lidt som muligt, for eksempel ved at bruge lang pincet. Hvis de mikrobielle måtter vokser på en fast overflade, såsom en lille sten, skal du forsigtigt overføre hele stenen med intakt biomasse til flasken.
    BEMÆRK: Undgå at samle store sten, når prøvetagningsmåtter vokser på sten - glasflaskerne kan brydes under yderligere manipulation.
  4. Fyld et par lyse / mørke flasker med rent vand fra de respektive dybder for at tjene som blanke kontroller.
    BEMÆRK: Flaskerne uden periphytonprøven tjener som en kontrol, der bestemmer iltproduktionen / forbruget af omgivende vandorganismer. Det sikrer, at den beregnede netto- eller bruttoprimære produktivitet af periphyton er upartisk.
  5. Sørg for, at vandet i alle inkubationsflasker er rent og ikke indeholder forstyrrende sediment.
  6. Luk flaskerne og bring dem til båden forankret til den flydende pram.

5. Måling af den primære produktivitet

BEMÆRK: Den person, der sidder i båden, tager kassen fra dykkeren og udfører følgende trin.

  1. Fastgør de to første par inkubationsflasker til snapkrogene på den første kæde.
  2. Mål den oprindelige iltkoncentration i hver flaske ved hjælp af den fiberoptiske iltmåler. Fastgør målerens optiske kabel til iltføleren, der er monteret inde i flasken, og aflæs straks (inden for få sekunder) O2-koncentrationen kontaktløs (gennem flaskevæggen). Optag den målte værdi.
    BEMÆRK: Håndteringstiden er kort; Fra at tage flaskerne fra dykkerne til den indledende indstilling til den respektive dybde, tager det kun et par minutter.
  3. Umiddelbart derefter sænkes kæden forsigtigt med de vedhæftede flasker tilbage i vandet. Sørg for, at inkubationsflaskerne placeres i samme dybde som den biomasse, der blev anbragt i dem, blev prøvet.
  4. Foretag en anden måling fra skibet efter 1 time (se NOTE nedenfor). Træk forsigtigt hver kæde med flaskerne ind i båden, læs iltværdien ved at fastgøre det optiske kabel til sensoren, og sænk prøverne ned i vandet igen.
    BEMÆRK: Juster tiden mellem individuelle målinger under inkubationen i henhold til intensiteten af O2 produktivitet / forbrug af prøver for at undgå overmætning af flasker.
  5. Gentag denne procedure mindst fire eller fem gange med alle par flasker.
    BEMÆRK: Hele opsætningen af eksperimentet i marken er vist i figur 4.

Figure 4
Figur 4: Skema over den eksperimentelle opsætning i marken. Illustration af den forankrede forsøgspram på søoverfladen. Inkubationsflaskerne (0,5 L) med mikrobiel måttebiomasse hænges i to forskellige dybder (1 m og 2 m). Dykkerne indsamlede prøver af mikrobielle måtter direkte i inkubationsflaskerne på de relevante dybder. Iltkoncentrationen i de enkelte flasker måles fra skibet. Flaskerne trækkes op af vandet. Iltkoncentrationsværdien måles på få sekunder ved at fastgøre et optisk kabel til iltføleren. Flaskerne sænkes derefter forsigtigt tilbage i vandet. Hele proceduren med at måle to par inkubationsflasker fra to dybder tager ~ 2 min. Klik her for at se en større version af denne figur.

6. Prøveanalyser

  1. Efter afslutningen af målingerne tages prøverne direkte fra flaskerne, og biomassen fra den mikrobielle måtte overføres til de små plastkolber. Hvis måtterne vokser på faste underlag (f.eks. Sten), skal du skrubbe dem med en tandbørste eller en lille kniv.
  2. I laboratoriet filtreres hver replikat gennem forvejede glasfiberfiltre for at bestemme tørvægten9.

7. Dataanalyser

  1. I inkubationsperioden måles iltkoncentrationen i de lyse og mørke flasker og sammenlignes med iltkoncentrationen i vandsøjlen, når flaskerne fyldes.
    BEMÆRK: Ændringen i ilt i lysflasken over tid er det kombinerede resultat af bruttoøkosystemproduktivitet (GEP) og åndedræt af alle organismer i flasken (autotrofer og heterotrofer fra det omgivende vand og det perifytiske samfund). Faldet i ilt i den mørke flaske måler åndedrætstabene hos både autotrofer og heterotrofer. Ændringen i iltkoncentrationen i kontrollen (dvs. flasker uden periphyton) er kun et produkt af heterotrofe eller autotrofe organismer i det omgivende vand. Periphytonproduktivitet og respiration blev estimeret ved at trække omgivende vandproduktivitet og respiration målt i blanke inkubationsflasker.
  2. Bemærk O2-koncentrationen i procent iltmætning (dvs. kalibrer iltsensorerne til 0% og 100% iltmætning). Før du estimerer den primære produktivitet, skal du konvertere rådata (Equation 1) til en rimelig enhed.
    BEMÆRK: I denne undersøgelse konverteres dataene til mmol påO2 pr. Gram organisk stof (OM) af periphytonmassen ved tørvægtbasis, ifølge Benson og Krause10.
    1. Beregn konverteringen ved hjælp af ligning (1):
      Equation 2 (1)
      Hvor Cp er O2 koncentration i vand (mg(O2) L-1), når den er fuldt mættet af O2, V Flaske er flaskens volumen i ml, VSten er det volumen, der er optaget af stenen i ml, er vægten af periphytonmassen i g, og 32 er den molære vægt afO2.
    2. Beregn Cp ved hjælp af ligning (2):
      Equation 3 (2)
      Hvor Cs er standardO2-koncentrationen , P er det atmosfæriske tryk ved søoverfladen, Pw er partialtrykket af vanddampen ved søoverfladen, og ω er vandtætheden.
    3. Beregn Cs, ω, P og Pw ud fra tidligere definerede empiriske ligninger (3-6), når søhøjde (h i km) og vandtemperatur ved søoverfladen (t i °C) er kendt:
      Equation 4 (3)
      Equation 5 (4)
      Equation 6 (5)
      Equation 7 (6)
      BEMÆRK: Fra ligninger (1-6) er det tydeligt, at den beregnedeO2-koncentration er mest nøjagtig for lave dybder. Efterhånden som dybden øges, bliver den beregnede koncentration mere forudindtaget med hensyn til absolut koncentration. Det er optimalt, når hastigheden for ændring af iltkoncentrationen langs dybden er kendt for hver sø, så den absolutteO2-koncentration kan korrigeres om nødvendigt. Når O2-koncentrationen er beregnet, kan dens ændring over tid bruges til at beregne to forskellige fluxer afO2 ved to forskellige forhold. Under lysforhold er nettoøkosystemproduktiviteten (NEP) direkte proportional med ændringen iO2-koncentrationen over tid (se nedenfor). Udtrykket "økosystem" bruges her til at betegne, at periphytonen består af autotrofe og heterotrofe organismer. I mørket er ændringen iO2-koncentration over tid proportional med summen af åndedrætstab af autotrofe og heterotrofe organismer og definerer således økosystemrespiration (RE). Forskellen mellem NEP og VE definerer bruttoøkosystemproduktivitet (GEP). Hvis åndedrætstabene i den heterotrofe del af samfundet er ubetydelige, bliver GEP lig med bruttoøkosystemets produktivitet.
  3. Bestem ændringshastigheden forO2-koncentration over tid ved tredjegradspolynomisk regression, som vist i ligning (7).
    Equation 8(7)
    Hvor A 0 erO2-koncentration på tidspunktet nul og A 1-A2 er koefficienter for polynomisk regression.
    BEMÆRK: Polynomfunktionen bruges, fordi den kan tjene som en tilnærmelse af enhver differentialligning. Det er således ikke nødvendigt at kende det nøjagtige funktionelle forhold mellemO2-koncentration og tid. Derfor behøver enhver antagelse forbundet med det funktionelle forhold (f.eks. Linearitet) ikke at blive kontrolleret. Per definition definerer det andet udtryk for polynomisk regression, A 1 ændringshastigheden for O2-koncentration ved tid nul (dvs. øjeblikkelig hastighed), som er uafhængig af A0 og dermed den absolutte O2-koncentration på tidspunktet nul. Af denne grund påvirkes estimatet af O2-flux ikke af bias i absolutteO2-koncentrationsberegninger forårsaget af trykændring over dybdegradienten. A 1 har enhederO2 (mmol g (OM)-1) pr. gang (1 time i denne undersøgelse).
    1. A1 beregnes, beregnet separat for flasker med og uden eksponering for lys og indeholdende mikrobiel måttebiomasse (dvs. V Stones > 0) og for kontrolflasker med og uden eksponering for lys og indeholdende frit vand (dvs. V Stones = 0).
      BEMÆRK: Tildeling af disse forskellige regressionskoefficienter notationer , , , og Equation 12, Equation 10Equation 11henholdsvis ligningen (8) for produktivitet GEP beregning kan skrives Equation 9som:
      Equation 13 (8.1)
      Equation 14 (8.2)
      Equation 15 (8.3)
      Udtrykket Equation 16 definerer nettoøkosystemproduktivitet (figur 5A; dvs. netto iltproduktivitet ), og udtrykket Equation 17 repræsenterer summen af autotrofisk og heterotrofisk respiration (figur 5B; RE, dvs. forudsat at begge åndedræt er ens under mørke og lyse forhold).
    2. Træk R fra NEP for at opnå GEP (figur 5C).
      BEMÆRK: Ligning (8) antager implicit, at Equation 9 og er både positive og og Equation 11 Equation 10 Equation 12 er begge negative. Hvis Equation 17 det er positivt, skal du kontrollere rådataene omhyggeligt for outliers . kan være teoretisk negativ, fordi åndedrætstab forårsaget af heterotrofisk aktivitet kan være højere end fotosyntetisk aktivitet. Equation 16

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figure 5
Figur 5: Netto- og bruttoøkosystemproduktivitet af mikrobielle måtter i dagslys. (A) Let flaskenetøkosystemproduktivitet: tidsforløbsdata for mikrobielle måtters nettoiltproduktivitet fra lysflaskerne. Iltkoncentrationsændringen i inkubationsflasker blev målt efter 1 time i dagslys. Grå cirkler: flasker med prøver af mikrobielle måtter. Hvide cirkler: blanke flasker kun med søvand. (B) Mørk flaske-respiration: summen af autotrofisk og heterotrofisk respiration fra de mørke flasker. Ændringen i iltkoncentrationen i inkubationsflasker blev målt efter 1 time i dagslysperioden. Grå cirkler: flasker med prøver af mikrobielle måtter. Hvide cirkler: blanke flasker kun med søvand. (C) Sammenligning af nettoøkosystemproduktivitet, respiration og bruttoøkosystemproduktivitet: Fradrag af respirationsrater fra nettoøkosystemproduktivitetsrater resulterer i bruttoøkosystemproduktivitet for mikrobiel måttebiomasse. Forkortelser: NEP = nettoøkosystemproduktivitet; RE = åndedræt; GEP = bruttoøkosystemets produktivitet. Klik her for at se en større version af denne figur.

Et skema for opsætningen af den eksperimentelle flydende pram og inkubationsflasker er vist i figur 1, figur 2 og figur 3. Figur 4 viser, hvordan eksperimentet kan opsættes i marken. Figur 5 viser det repræsentative datasæt, der anvendes til at beregne den endelige netto- og bruttoøkosystemproduktivitet. I figur 5A vises ændringen i O2-koncentrationen (dvs. genberegnet til mmol (O2) g(OM)-1) over tid for flasker med (betegnet som "prøve") eller uden (betegnet som "kontrol") de mikrobielle måtter, der blev udsat for lys. Stigningen iO2-koncentrationen er tydelig i kontrollen såvel som i prøven. Ikke desto mindre er stigningshældningen betydeligt højere i flasker med mikrobielle måtter. Det viser, at signalet af den mikrobielle måtteaktivitet kan påvises i baggrunden.

Det samme gælder data fra flasker, der opbevares i mørke, som er vist i figur 5B. I dette tilfælde er hældningen af O2-koncentrationsændring over tid i kontrollen imidlertid ikke signifikant forskellig fra nul. Figur 5C viser produkterne af data vist i figur 5A, B, henholdsvis nettoøkosystemproduktiviteten (NEP) og respiration (RE). Per definition skal den første være positiv og den sidste negativ. Dataene overholder definitionen godt. Summen af NPP og VE er derefter bruttoøkosystemets produktivitet (GEP). Bemærk, at fejlen i GEP stiger, fordi det er kvadratroden af de kvadrerede summer af fejl beregnet for NEP og RE. Hver målehændelse producerer en række O2-koncentrationer over dagslys for hver af de overvågede inkubationsflasker, hvilket er grundlaget for estimering af netto- og bruttoøkosystemproduktivitet. Figur 5A viser tidsforløbsdata for netto iltproduktivitet (fotosyntese og respiration) af mikrobielle måtter fra lysflaskerne. Figur 5B viser tidsforløbsdata for respiration af mikrobielle måtter fra mørke flasker. Fratrækning af respirationsrater fra nettoøkosystemets produktivitet giver graden af bruttoøkosystemproduktivitet (figur 5C). Figur 6 viser resultaterne af den praktiske anvendelse af metoden på området. Bruttoøkosystemets produktivitet i det perifytiske samfund blev målt i tre søer efter minedrift i Tjekkiet i vegetationssæsonen.

Figure 6
Figur 6. Bruttoøkosystemproduktivitet af periphyton i tre søer efter minedrift. Eksempel på sæsonvariation i bruttoøkosystemproduktiviteten (GEP) af periphytonbiomasse i tre søer efter minedrift i Tjekkiet (Milada, Most, Medard). Klik her for at se en større version af denne figur.

Estimat
Eksperimentel enhed O2 flux proxy μmolO2 g OM-1 h-1 SE
Let flaske Nettoøkosystemets produktivitet (NEP) 38.6 1.98
Mørk flaske Respiration af økosystemer (RE) -18.1 2.3
Bruttoøkosystemets produktivitet (GEP) 53.8 13.6

Tabel 1: En sammenfattende tabel over resultater. Resultaterne af den lineære regression beregnet som middel- og standardfejl. Gennemsnitlige estimeringsværdier fra fem replikater af mørke og lyse inkubationsflasker. SE = standard fejl.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Metoden beskrevet i dette papir er baseret på princippet om den lyse og mørke flaske iltteknik i kombination med den ikke-invasive teknik til måling af O2 koncentration ved hjælp af optiske iltsensorer. Dette system muliggør parallel måling af forskellige inkubationsindstillinger, da den optiske fiber til måling afO2 kan flyttes hurtigt fra flaske til flaske. De bentiske samfund fra forskellige dybder kan variere i taksonomisk sammensætning og produktivitet; Samtidig måling af dem parallelt kan spare tid og gøre resultaterne mere præcise, hvilket muliggør beregning af heldybdeprofiler, hvor periphyton vokser. Ikke-invasive iltsensorer integreret i rystekolber muliggør overvågning af iltflux i realtid.

Den designede eksperimentelle opsætning gør det muligt at måle den primære produktivitet af mikrobielle samfund på respektive dybder, hvor samfundene naturligt forekommer, hvilket er vanskeligt at simulere i laboratoriet (passende tryk, spore ændringerne i det daglige forløb af temperatur og lysintensitet in situ, forskellige næringsstoftilgængelighed). De største forbedringer i den foreslåede metode er ikke-invasivitet, omkostningseffektivitet og muligheden for flere samtidige målinger på et enkelt koordinatsted nær prøveindsamlingsstedet. Metoden er miljøvenlig, da alle materialer kan bruges gentagne gange. Det muliggør også indsamling af store datasæt uden yderligere udgifter. Indførelsen af meget følsomme O2-sonder (dvs. detektionsgrænse 15 ppb, opløsning 0,1% af 0,04 mg O2 L-1) flytter også brugen af metoden til mindre produktive vandmiljøer.

Ikke desto mindre har den foreslåede metode også begrænsninger, der er forbundet med arten af den eksperimentelle ordning. Den første begrænsning er muligheden forO2 overmætning af de lukkede flasker. Dette sker især i solskinsdage, hvis den meget produktive biomasse inkuberes. Det kan resultere i en undervurdering af fotosyntese forårsaget af den ufuldstændige opløsning afO2 i vandet7. Høje koncentrationer afO2 kan også deaktivere PSII11. For at undgå overmætning anbefales det kraftigt at lave indledende forsøg med fokus på optimering af biomassemængden. For det andet kan udvekslingen af producerede gasser begrænses af det tykke diffusive grænselag af den perifytiske måtte. Sammen med de stillestående forhold inden for inkubationsflasker kan det føre til undervurdering af produktiviteten. Inden for rammerne af den beskrevne metode manipuleres inkubationsflaskerne imidlertid hver time, når de trækkes ud af vandet i måletiden og sænkes dengang. Under inkubation kan det autotrofiske samfund også blive begrænset af opløst uorganisk kulstof (DIC), hvilket forårsager en opbremsning i produktionen. Derfor er stigningen iO2 ikke lineær over hele inkubationstiden. Normalt løses problemet ved kun at vælge den lineære region af O2 til tidsforholdet til hastighedsberegning. Her brugte vi en tredjegradspolynomisk regression, der tjener som en tilnærmelse af enhver differentiabel funktion, der definerer ændringshastigheden forO2 over tid. Det giver mulighed for beregning af ændringshastigheden på tidspunktet nul; derfor er samfundet endnu ikke begrænset af DIC på tidspunktet nul.

Undersøgelser har vist, at minimal omrøring for homogenisering af gasser mellem perifytiske måtter og overliggende vand er nødvendig12. I lentiske miljøer er hydrodynamikken i kystzoner alligevel ikke stærk, så blanding af vandet i inkubationsflasken under de individuelle målinger kan være et tilstrækkeligt kompromis med naturlige homogeniseringsprocesser. Et andet problematisk trin er at trække den perifytiske prøve ud af bundens fysiske kontekst, hvilket kan føre til ændring af lyseksponering og gasindtrængning til måtten. Mængden af belysning af periphyton kan moduleres lidt, især ved kanterne af de opsamlede måtter. Imidlertid står fotosyntetiske organismer over for lysintensitetsudsving naturligt, så de er tilpasset til at opretholde sådanne ændringer13,14. For at undgå en større grad af forstyrrelse anbefales det omhyggeligt at prøve et kompakt stykke af den perifytiske måtte til inkubation. Prøver kan blive udsat for mere intens stråling, når de trækkes ud af vandet under målinger. Ikke desto mindre er inkubationstiden for flaskerne i de respektive dybder meget større end den tid, der kræves for at foretage O2-koncentrationsaflæsning. Inkubationstiden er 4 timer, og en læsning tager ca. 30 s.

Den præsenterede metode blev opfundet til de lentiske vandøkosystemer. Det kan også bruges i rindende vand, men nogle mindre tekniske problemer skal løses. I rindende vand kan inkubationsflaskerne lettere brydes, og forankring af hele systemet ville være udfordrende i strømmen. Ikke desto mindre, selv i stillestående vand, skal inkubationsflasker håndteres omhyggeligt, så de ikke bryder hinanden under manipulationen. Der skal lægges særlig vægt på, hvis inkubationsflaskerne indeholder mikrobielle måtter, der vokser på sten. Det er afgørende ikke at prøve store sten for at undgå at bryde glasflaskerne.

Som nævnt i protokolafsnit 7 giver den beskrevne metode skøn over nettoøkosystemproduktiviteten, økosystemets respirationshastighed og deres produktivitet i produkt-bruttoøkosystemet. I denne metode kan respirationshastigheder af heterotrofe og autotrofe dele af det mikrobielle samfund ikke skelnes. Derfor er bruttoøkosystemets produktivitet lavere end brutto primær produktivitet med en hastighed svarende til heterotrofisk respiration. Derfor er denne metode ikke direkte sammenlignelig med den ofte anvendte metode til primær produktivitetsestimering ved 14C isotop mærkning 15,16,17. Denne metode er baseret på at indføre en kendt mængde mærket 14C-CO2 i inkubationsflasker fyldt med vand med kendt opløst uorganisk C-koncentration18. Radioaktivitetstabet over tid er direkte proportionalt med brutto primær produktivitet. Den foreslåede metode supplerer faktisk radioaktivt mærkningsmetoden, fordi kombinationen af begge metoder teoretisk gør det muligt at skelne mellem alle kulstoffluxer, herunder heterotrofisk og autotrofisk respiration. Radiomærkningsmetoden har dog også flere begrænsninger. For eksempel er det afhængig af antagelsen om hurtig og homogen inkorporering af det mærkede element i den perifytiske måtte19, hvilket normalt ikke er muligt uden mekanisk forstyrrelse af periphytonmatrixen. For at opnå nøjagtige daglige estimater skal prøver indsamles, inkuberes og udtages prøver flere gange i løbet af dagen, og metoden skal køres under laboratorieforhold for at undgå radioaktiv forurening7. Kontinuerlig og ikke-invasiv måling er ikke mulig.

Andre almindeligt anvendte metoder til estimering af primær produktivitet i akvatiske økosystemer har det samme eksperimentelle design, men omfatter forskellige typer iltsonder, som er mindre bekvemme, især til estimering af den primære produktivitet af periphyton20. Brugen af nogle typer iltsonder kan hjælpe med at detektere den faktiske iltkoncentration i perifytikatet, men kan ikke estimere ændringshastigheden over tid, medmindre den er forseglet i et lukket system. Forsegling af iltsonden er mere tilbøjelig til lækage end ikke-invasive optiske sensorer. På grund af deres behov for kablede forbindelser tillader andre flaskebaserede metabolismemetoder ikke måling af iltkoncentrationer på større dybder. Dette gør den foreslåede metode, som ikke kræver en kabelforbindelse, mere i stand til at give nøjagtige estimater af dybhavs bentisk metabolisme. Da hver optisk sensor er en uafhængig enhed, er det muligt samtidig at måle ændringen i iltkoncentration over tid på flere dybder på et enkelt koordinatsted. Som et resultat kan metoden give et robust datasæt, der endda tillader opskalering til hele vandlegemet, hvis det kræves. Teledetektionsteknikken er f.eks. ikke tilsvarende anvendelig, fordi denne metode ikke kan anvendes i varierende dybder under overfladen.

Detaljerede sæsonbestemte in situ-målinger af bruttoproduktiviteten af periphyton (eller andre bentiske organismer) kan forbedre den nuværende viden om de processer, der styrer primær produktivitetsdynamik i lentiske farvande. Estimering af den samlede primære produktivitet i hver søs kystzone kan give en bedre idé om dens relative betydning for kulstofmetabolismen i hele søen. Denne metode er imidlertid uegnet til måling af planktons primære produktivitet i oligotrofisk vand. Sammenlignet med bentiske samfund er planktonbiomassen i åbent vand for lav. Ændringerne iO2-koncentrationen ville således være for langsomme til at blive påvist samtidigt under forsøget med bentisk biomasse. I dette tilfælde kan planktons metaboliske aktivitet måles ved hjælp af 14C-bicarbonatmetoden som beskrevet af Šimek et al.21 i samme prøvetagningstid. I eutrofiske farvande er det også muligt at bruge denne metode til at måle planktonets primære produktivitet. Hver teknik til måling af primær produktivitet nævnt ovenfor har fordele og ulemper, som er blevet diskuteret. Den bedste teknik bør vælges i henhold til de videnskabelige spørgsmål, der undersøges. Endvidere bør metoden efterligne de økologiske parametre for studerede økosystemer så meget som muligt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne bekræfter, at de ikke har nogen interessekonflikter at afsløre.

Acknowledgments

Denne undersøgelse blev støttet af Czech Science Foundation (GACR 19-05791S), RVO 67985939 og af CAS inden for programmet for strategi AV 21, Jordbesparelse og genopretning. Mange tak til Ondřej Sihelský for at tage billederne i marken - uden ham ville optagelserne have været et helvede. Projektet ville ikke være muligt uden et tæt samarbejde med virksomheder, Palivový Kombinát Ústí s.p. og Sokolovská Uhelná, der gav adgang til de undersøgte lokaliteter.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Aluminum angle L profile 40 x 40 mm x 3 mm, length 2,000 mm
Aluminum flat bar 40 x 3 x 350 mm
Bucket 15 L with concrete infill 
Carabine hook with screw lock 50 x 5 mm
electric tape black
Extruded polystyrene (XPS) material 500 x 200 x 150 mm
Fibox 3 LCD trace PreSens Precision Sensing GmbH stand-alone fiber optic oxygen meter
Hondex PS-7 Portable Depth Sounder Hondex  - Honda Electronics to measures distances through water - to bottom depth measurement; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e
KORKEN - glass tight-seal jar 0.5 L IKEA incubation bottles; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/
metal hook 
Oxygen Sensor Spot SP-PSt3-NAU-D5 PreSens Precision Sensing GmbH non-invasive optical oxygen sensor for measurements under Real Conditions
SCOUT infantable canoe GUMOTEX https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C
Screw 10 x 170 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with wing nuts
Snap hooks 50 x 5 mm
Steel Carabine hook 50 x 5 mm
Steel chain with wire diameter 3 mm, inside link 5.5 x 26 mm
Steel chain, 5 m
toothbrush
tweezer
Washer 10 x 50 mm
Washer 4 x 10 mm
Washer 4 x 10 mm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Blachart, J. L., et al. Potential consequences of climate change for primary production and fish production in large marine ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 367 (1605), 2979-2989 (2012).
  2. Howarth, R. W., Michaels, A. F. The Measurement of primary production in aquatic ecosystems. Methods in Ecosystem Science. Sala, O. E., Jackson, R. B., Mooney, H. A., Howarth, R. W. , Springer. New York, NY. 72-85 (2000).
  3. Vadenbecouer, Y. E. G., Peterson, M. J., Vander, Z., Kalff, J. Benthic algal production across lake size gradients: Interactions among morphometry, nutrients, and light. Ecology. 89 (9), 2542-2552 (2008).
  4. Reimer, A., Landmann, G., Kempe, S. Lake Van, eastern Anatolia, hydrochemistry and history. Aquatic Geochemistry. 15 (1), 195-222 (2009).
  5. Cantonati, M., Lowe, R. L. Lake benthic algae: toward an understanding of their ecology. Freshwater Sciences. 33 (2), 475-486 (2014).
  6. Gaarder, T., Gran, H. H. Investigation of the production of plankton in the Oslo Fjord. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l'Éxploration de la Mer. 42, 1-48 (1927).
  7. Hall, R. O., Thomas, S., Gaiser, E. E. Measuring Freshwater Primary Productivity and Respiration. Principles and Standards for Measuring Primary Productivity. Fahey, T. J., Knapp, A. K. , Oxford Academic. New York. The Long-Term Ecological Research Network Series (2007).
  8. Howart, R., Michaels, A. Chapter 6 The Measurement of Primary Production in Aquatic Ecosystems. Springer Science and Business Media LLC. , (2000).
  9. Kopáček, J., Hejzlar, J. Semi-micro determination of total phosphorus in soils, sediments, and organic materials: a simplified perchloric acid digestion procedure. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (11-12), 1935-1946 (1995).
  10. Benson, B. B., Krause, D. The concentration and isotopic fractionation of oxygen dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with the atmosphere1. Limnology and Oceanography. 29 (3), 620-632 (1984).
  11. Dodds, W. K., Biggs, B. J., Lowe, R. L. Photosynthesis-irradiance patterns in benthic microalgae: variations as a function of assemblage thickness and community structure. Journal of Phycology. 35 (1), 42-53 (1999).
  12. Bott, T. L., et al. An evaluation of techniques for measuring periphyton metabolism in chambers. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 54 (3), 715-725 (1997).
  13. Blankenship, R. E. Structural and functional dynamics of photosynthetic antenna complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (45), 13751-13752 (2015).
  14. Hawes, I., Schwartz, A. -M. Photosynthesis in an extreme shade environment, benthic microbial mats from Lake Hoare, a permanently ice-covered Antarctic lake. Journal of Phycology. 35 (3), 448-459 (1999).
  15. Aristegui, J., et al. Planktonic primary production and microbial respiration measured by 14C assimilation and dissolved oxygen changes in coastal waters of the Antarctic peninsula during austral summer: Implications for carbon flux studies. Marine Ecology-Progress Series. 132, 191-201 (1996).
  16. Steemann-Nielsen, C. The use of radioactive carbon (14C) for measuring organic production in the sea. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 18 (2), 117-140 (1952).
  17. Sanz-Martín, M., et al. Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago. Frontiers in Marine Science. 6, 468 (2019).
  18. Nielsen, E. S. Measurement of the production of organic matter in the sea by means of carbon-14. Nature. 167 (4252), 684-685 (1951).
  19. Jönsson, B. A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores. Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).
  20. Bender, M. L., et al. A comparison of four methods for determining planktonic community production. Limnology and Oceanography. 32 (5), 1085-1098 (1987).
  21. Šimek, K., et al. Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir. Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).

Tags

Miljøvidenskab udgave 190 Primær produktivitet åndedræt kystzone periphyton mikrobielle måtter iltproduktivitet in situ-eksperimenter
En billig metode til måling af den primære produktivitet <em>på stedet</em> i periphytonsamfund i lentiske farvande
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Čapková, K., Bešta,… More

Čapková, K., Bešta, T., Mareš, J., Čapek, P., Řeháková, K. A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters. J. Vis. Exp. (190), e64078, doi:10.3791/64078 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter