Summary
본 프로토콜은 자체 제작 견인기를 사용하여 최소 침습적 횡 대동맥 수축(TAC) 절차를 사용하여 수정되고 단순화된 기술을 설명합니다. 이 절차는 인공 호흡기 또는 현미경없이 수행 할 수 있으며 압력 과부하를 유발하여 결국 심장 비대 또는 심부전으로 이어집니다.
Abstract
횡방향 대동맥 수축(TAC)은 마우스 모델에서 압력 과부하의 형성을 기반으로 하는 심부전 및 심장 비대에 관한 연구에서 자주 사용되는 수술입니다. 이 절차의 주요 과제는 횡 대동맥 궁을 명확하게 시각화하고 대상 혈관을 정확하게 밴드하는 것입니다. 고전적인 접근법은 횡 대동맥 궁을 노출시키기 위해 부분 개흉술을 수행합니다. 그러나 다소 큰 외과적 외상을 유발하고 수술 중 인공호흡기가 필요한 개방형 흉부 모델입니다. 불필요한 외상을 예방하고 수술 절차를 단순화하기 위해 대동맥 궁은 흉골의 근위 비율을 통해 접근하여 올가미가 포함 된 작은 자체 제작 견인기를 사용하여 대상 혈관에 도달하고 결합합니다. 이 절차는 흉막에 들어 가지 않고 수행 할 수 있으며 인공 호흡기 또는 미세 외과 수술이 필요하지 않으므로 마우스에 생리적 호흡 패턴이 생기고 절차가 간단하며 수술 시간이 크게 단축됩니다. 덜 침습적인 접근 방식과 더 적은 수술 시간으로 인해 마우스는 스트레스 반응을 덜 겪고 빠르게 회복할 수 있습니다.
Introduction
심부전은 심실을 채우거나 혈액을 분출하는 구조와 기능의 손상으로 인해 발생하는 복잡한 임상 증상이다1. 질병 단계는 주로 증상의 중증도와 신체 활동에 기초한 뉴욕 심장 협회 기능 분류를 통해 정의된다2. 박출률이 50% 이상인 환자의 경우 구조적 및/또는 기능적 이상이 나트륨 이뇨 펩티드를 증가시켜 박출률이 보존된 심부전(HFpEF)2 진단을 지원합니다. 허혈성 심장 질환은 심부전의 여러 원인 중 주요 원인입니다. 따라서, 심근 경색 모델(예: 영구 관상동맥 결찰술)은 종종 심장 저관류 또는 허혈-재관류 손상 후 병태생리학을 연구하는 데 사용된다 3,4. 급성 심근 손상 외에도 고혈압, 당뇨병, 비만 및 심근 병증의 가족력과 같은 다른 위험 요소도 심부전 발병에 기여합니다. 환자가 A기(심부전 위험)를 통과하고 B기(심부전 전)에 진입한 후 구조적 변형이 발생합니다1. 예를 들어, 고혈압 환자는 먼저 적응성 좌심실 비대를 겪은 다음 점차 부적응성 심장 비대로 발전하고 병리학적 리모델링을 통해 심부전으로 전이된다5.
다양한 심혈관 질환의 말기 단계인 만성 심부전은 수십 년 동안 연구되어 왔다6. 약물 주입(안지오텐신 II), 대사 장애(당뇨병 또는 고칼로리 식이), 대동맥 수축 등 여러 마우스 모델이 심부전 연구에 널리 사용되어 왔다7. 이들 모델 중에서, 안지오텐신 II 관류는 신장과 같은 다양한 장기 부작용을 동반한다7. 대사 장애를 유발하는 데는 일반적으로 다소 오랜 시간이 필요합니다. 상행 대동맥 수축은 인간 질병과 제한된 관련성을 갖는 것으로 간주되어 왔다7.
TAC는 후부하를 증가시키고 심부전뿐만 아니라 심장 비대를 유발하는 신뢰할 수 있는 모델이다8. Open-chest TAC 모델은 Rockman et al.에 의해 처음 기술되었으며 전 세계의 수많은 실험실에서 사용되었습니다9. 그러나, 이러한 고전적인 TAC 시술은 생쥐에게 다소 큰 외상을 입히고 그들의 정상적인 행동을 변화시키는데, 이는 회복 시간이 오래 걸리고 추가 치료를 방해할 수 있다10. 다른 수정된 폐쇄 흉부 TAC 절차는 일부 침습적 단계를 감소시켰지만 미세 수술 기술이나 기계적 환기가 필요했습니다10,11.
본 프로토콜은 흉골 위쪽 가장자리의 3mm 정중선 절개를 통해 자체 제작 견인기를 사용하여 대동맥궁에 대한 최소 침습적 접근을 통한 단계별 방법을 자세히 설명합니다. 이 모델은 미세 수술 기술, 기계적 환기 또는 갈비뼈 절단이 필요하지 않으므로 TAC 수술을 수행하기 위한 신속하고 외과적 외상이 제한적이며 복잡하지 않고 저렴한 방법을 제공합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
현재 프로토콜은 중국 우한에 있는 Huazhong University of Science and Technology, Tongji Medical College, Tongji Hospital의 윤리 위원회의 승인을 받았습니다. 이 절차는 수컷 성인 C57/BL6 마우스(>10주령)에서 수행됩니다. 모든 수술 기구는 수술 전에 오토클레이빙으로 멸균하였다.
1. 수술기구의 준비
- 5mL 주사기를 준비하고 바늘 홀더로 바늘 끝을 꼬집어 무디게 합니다.
- 27G 바늘을 준비하고 바늘 홀더로 무디게 합니다. 안과 용 가위로 바늘 끝을 자르는 것은 바늘을 무디게하는 또 다른 방법입니다.
- 27G 바늘 끝을 90 ° 구부립니다.
참고: 이 바늘은 혈관 수축을 위해 대동맥과 연결하는 스페이서로 사용됩니다. - 시중에서 구입한 철선(의료용, 직경 0.5mm, 재료 표 참조)을 사용하고 바늘 주위를 꼬습니다(그림 1A). 바늘의 뭉툭한 끝에 작은 올가미 또는 고리를 형성합니다(그림 1B).
참고: 이 재사용 가능한 기구는 특수 자체 제작 견인기 역할을 하며 후반 단계에서 대동맥 아래에 실크 봉합사를 통과시킬 수 있습니다. - 수술 전에 모든 수술 도구(위에서 만든 특수 견인기 포함)를 오토클레이브하여 멸균합니다.
2. 동물 준비
- 체중에 따라 펜토바르비탈 나트륨 용액(50mg/kg, 재료 표 참조)을 복강내 주사하여 마우스를 마취합니다. 0.5% 리도카인 100μL를 수술 부위에 국소적으로 피하 주사합니다.
- 집게 끝으로 마우스의 발가락을 꼬집어 마우스가 완전히 마취되었는지 확인합니다.
- 마취 상태에서 건조를 방지하기 위해 양쪽 눈에 안과 연고를 바르십시오.
- 탈모 크림이나 클리퍼로 목구멍과 가슴 위쪽에서 머리카락을 제거하십시오.
- 동심원에서 바깥쪽으로 움직이는 요오드와 70 % 에탄올을 세 번 번갈아 가며 털이없는 부위를 소독하십시오.
- 머리가 작업자를 가리키도록 멸균 드레이프로 덮인 가열 패드에 마우스를 앙와위 자세로 놓습니다. 접착 테이프로 사지를 고정하고 4-0 봉합사로 앞니를 고정합니다 (그림 2A).
- 직장 프로브( 재료 표 참조)를 삽입하여 수술 중 체온을 모니터링합니다. 전체 작동 동안 체온을 37 °C로 유지하십시오.
- 멸균 장갑 한 켤레를 착용하십시오.
알림: 멸균 장갑을 착용한 후에는 멸균되지 않은 다른 부위나 물체를 만지지 마십시오. - 멸균 된 안과 가위로 새로운 일회용 멸균 드레이프에 구멍 (직경 1-1.5cm)을 자릅니다. 멸균 드레이프를 마우스 위에 놓고 구멍을 통해 머리가 없는 작동 필드가 보이는지 확인합니다.
알림: 이 단계를 통해 작업자는 멸균되지 않은 다른 부위를 만지지 않도록 하여 수술 중 멸균 상태를 유지하는 데 도움이 됩니다.
3. 횡 대동맥의 수축
- 메스 칼날로 흉골 위 노치(그림 2B) 수준에서 1.5cm의 수직 피부 절개를 합니다. 피부 절개를 흉골 각도까지 확장하십시오.
참고: 흉골상 노치는 흉골의 상단 가장자리에 위치한 노치입니다. 마우스 털을 제거할 때 감지할 수 있는 표면 기호입니다(그림 2B). 흉골 각도는 manubrium sterni와 corpora sterni 사이의 관절입니다. 흉골이 노출되면 코스타 세쿤다와 같은 수준에서 흉골에 수평 흰색 선으로 나타납니다(그림 2C). - 피부와 표재성 근막을 조심스럽게 분리하고 기관과 근위 흉골을 노출시킵니다. 위쪽 가장자리에서 흉골 각도까지 흉골에 3-4mm 세로 정중선을 조심스럽게 절개합니다(그림 2D).
알림: 절단은 흉골 각도를 초과해서는 안 됩니다., 마우스에 급성 기흉을 일으킬 위험이 있기 때문입니다. - 집게와 그 아래의 흉선과 대동맥을 사용하여 흉골을 부드럽게 들어 올립니다. 조심스럽게 직선 집게를 사용하고 대상 혈관과 그 주위의 조직을 무뚝뚝하게 해부합니다.
- 사용자의 오른손 끝에 와이어 스네어가 포함된 이전에 자체 제작한 견인기(1.4단계)를 잡습니다.
- 왼쪽 총 경동맥과 오른쪽 무명 동맥의 기원 사이의 대동맥 아래에 자체 제작 된 견인기의 올가미를 조심스럽게 통과시킵니다 (그림 2E).
- 자체 제작 한 견인기를 왼손으로 전달하여 오른손을 다른 악기에 남겨 둡니다.
- 오른손에 미세한 핀셋을 사용하여 끝 부분의 올가미 고리를 통해 7-0 실크 봉합사를 통과시키고 견인기를 당겨 빼냅니다. 이렇게 하면 추가 결찰을 위해 동맥 주위에 실크 봉합사를 남길 수 있습니다(그림 2F).
알림: 부드럽게 대동맥궁을 원래 위치에서 너무 많이 끌지 마십시오. - 27G 바늘을 대동맥과 평행하게 놓고 바늘과 대동맥 주위에 봉합사를 묶습니다(그림 2G,H).
참고: 가짜 절차는 대동맥 결찰이 없다는 점을 제외하고는 동일해야 합니다. - 안과용 집게로 27G 바늘을 잡고 27G 바늘과 대동맥에 묶인 매듭을 잡는 또 다른 집게를 잡습니다. 결찰에서 27G 바늘을 빠르고 부드럽게 빼냅니다(그림 2H).
알림: 매듭이 너무 빡빡하지 않아야 하며 그렇지 않으면 바늘을 빼기가 쉽지 않습니다. 대동맥이 파열된 경우 바늘을 뽑을 때 주의하십시오. - 중단된 봉합사 패턴으로 4-0 합성 모노필라멘트 봉합사로 피부를 봉합합니다(그림 2I).
4. 수술 후 관리
- 마우스를 따뜻한 패드( 재료 표 참조)에 놓고 부활할 때까지 기다립니다. 일반적으로 마우스는 약 60분 후에 소생합니다.
알림: 동물은 주요 흉골 누운 자세에 충분한 의식을 회복할 때까지 방치해서는 안 됩니다. - 따뜻한 식염수 0.5mL를 피하 주사하고 동물의 체액 항상성을 모니터링합니다.
참고: 이 단계는 동물이 탈수 및 저혈량성 순환 상태를 방지하는 것입니다. - 에리스로 마이신 연고를 매일 3 일 동안 상처 표면에 바릅니다.
- 수술 후 통증 치료를 위해 부프레노르핀 국소 마취제 1mg/L을 절개 부위에 비경구로 투여합니다( 자료표 참조).
- 수술 후 마우스에 감염 및 손상의 징후(영양실조, 구부정한 자세, 주름진 털)가 있는지 모니터링합니다.
참고: 수술을 받은 동물은 완전히 회복될 때까지 다른 동물과 함께 반환되지 않습니다.
5. 초음파 영상
- 수술 후 28일 후에 초음파 영상 시스템12,13(24MHz, 재료 표 참조)을 통해 혈류 속도를 계산하여 횡방향 대동맥의 성공적인 결찰을 확인합니다.
- 20 % 산소가 풍부한 공기에서 4.5 % 이소 플루 란으로 동물을 마취시키고 20 % 산소가 풍부한 공기에서 0.5 % 이소 플루 란으로 유지하십시오.
- 마우스를 앙와위 자세로 놓고 접착 테이프로 말단을 전극에 고정합니다.
- 탈모 크림을 사용하여 가슴 털을 제거하고 가슴에 초음파 커플 링제를 바릅니다.
- 플랫폼을 최대한 왼쪽으로 기울이십시오. 프로브를 수직 위치에 유지하면서 노치가 동물의 턱을 가리키는 가슴의 오른쪽 흉골 주위 선을 따라 점차적으로 내립니다.
- 기구의 B 모드에서 대동맥궁과 수축 부위가 명확하게 보일 때까지 X축과 Y축을 조정합니다.
- 맥파 도플러 버튼을 클릭하여 맥파 모드로 전환합니다.
- 점선 커서 샘플 볼륨 박스를 수축된 부위의 원위로 조정하고 가장 빠른 속도의 협착 제트를 찾습니다.
- 맥파 도플러 버튼을 다시 클릭하여 대동맥 흐름의 파형을 얻고 최대 속도를 측정합니다. 파동 패턴의 피크에 따라 혈류 속도를 계산합니다(그림 3A, B).
- 이미저를 B 모드로 설정합니다. 플랫폼을 수평 위치에 놓습니다. 프로브를 왼쪽 흉골주위선으로 30° 회전합니다.
- X축과 Y축을 조정하여 짧은 축 보기를 얻습니다. M 모드를 눌러 표시선을 표시하고 Cine Store를 클릭하여 나중에 심벽 두께, 챔버 치수 및 박출률을 측정할 수 있도록 이미지를 저장합니다.
참고: 박출률 계산 공식: 100% * ((LV Vol;d - LV Vol;s) / LV Vol;d). 심박출량 계산 공식: 박출량 * 심박수(그려진 첫 번째 프레임에서) / 1000. 박출률 및 심박출량과 같은 대부분의 지표는 초음파 이미징 시스템의 소프트웨어를 통해 자동으로 측정할 수 있습니다. LV Vol;d: 좌심실의 이완기 용적. LV Vol;s: 좌심실의 수축기 용적.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
성공적인 TAC 수술 후 초음파 이미징 시스템을 사용하여 압력 과부하를 감지했습니다. 수술 4 주 후, 마우스는 심장 기능이 저하됩니다. 본 연구에서는 TAC 수술을 받은 마우스의 박출률(EF), 분획단축(FS), 좌심실 질량(LV 질량) 및 좌심실 내경(LVID)을 통해 TAC 수술의 효능을 검증하였다. EF는 가짜 마우스에 비해 4주 후 TAC 마우스에서 유의하게 감소하였다(47% ± 10% 대 78% ± 4%, p < 0.0001)(도 4A). 좌심실 질량은 TAC 마우스에서 유의하게 상승하였다 (158.1 ± 50.5 대 91.8 ± 21.7 mg, p = 0.0226) (도 4B). FS는 TAC 마우스에서 유의하게 감소하였다 (23 ± 5 대 46% ± 3%, p < 0.0001) (도 4C). LVID는 TAC 마우스에서 유의하게 상승하였다 (0.39 ± 2.88 대 1.81 ± 0.52 mm, p = 0.0044) (도 4D). 데이터는 TAC 및 Sham 그룹에 대해 각각 6마리의 마우스를 나타냅니다. 작은 침습적 절차로 인해 생존율은 다소 높고 주로 출혈에 의존하며, 이는 숙련된 수행자의 경우 5% 미만으로 줄일 수 있습니다. 완전히 마스터되었을 때, 4주 후 C57BL/6J 마우스에서 나타난 일반적인 생존율은 95% 이상입니다. 가짜 그룹과 TAC 그룹을 비교하기 위해 unpaired t-test를 수행했습니다. 모든 데이터는 평균 ± SEM(오차 막대)으로 표시됩니다.
그림 1: 대동맥궁 주위에 실크 봉합사를 통과시키기 위한 견인기가 포함된 자체 제작 올가미 . (A) 견인기의 전체 모습. (B) 견인기의 세부 사항. 화살표는 실크가 통과하는 올가미를 나타냅니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: TAC 수술 이미지 . (A) 누운 자세의 마우스를 테이프와 봉합사로 고정합니다. (B) 수술 부위만 보여주는 멸균 드레이프. (C) 1.5cm 수직 피부 절개. 빨간색 화살표는 흉골 천사를 나타냅니다. (D) 흉골에 이루어진 세로 정중선 절개. (E) 대동맥 아래를 통과하는 자체 제작 견인기의 올가미를 보여주는 이미지. (F) 스네어 루프를 통과하는 7-0 실크 봉합사를 보여주는 이미지. (G) 대동맥과 평행하게 배치된 27G 바늘. (H) 27G 바늘로 대동맥을 결찰합니다. 흰색 화살표는 결찰 매듭을 나타냅니다. (I) 4-0 실크 봉합사로 봉합된 피부. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 4주 후 가짜 및 TAC 마우스의 초음파 이미징 시스템의 대표 이미지 . (A) 가짜 대동맥궁의 맥파 도플러 영상. (B) TAC 후 대동맥궁의 맥파 도플러 영상. (C) EF, LV 질량, 벽 두께 및 LVID를 계산하는 가짜 마우스의 M 모드 이미지. (D) EF, LV 질량, 벽 두께 및 LVID를 계산하는 TAC 마우스의 M 모드 이미지. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 초음파 영상 시스템을 통해 측정한 심장 기능. (A) 두 그룹의 마우스의 박출률(E-F). (b) 마우스의 좌심실 질량(LV mass)은 두 그룹으로 나뉩니다. (C) 두 그룹의 마우스의 부분 단축 (FS). (d) 두 그룹의 마우스의 좌심실 내경(LVID). *p < 0.05, **p < 0.005, ***p < 0.0005. 데이터는 그룹당 6마리의 마우스를 나타낸다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
지속적인 압력 과부하의 유도는 점차적으로 심장 비대와 심부전을 유발할 수 있습니다. 이 모델은 전 세계의 수많은 실험실에서 사용되었습니다14,15,16. 이 프로토콜은 미세 수술 기술이나 기계적 환기가 필요하지 않은 개선된 TAC 방법을 제공했습니다.
이 프로토콜에서 가장 중요한 단계는 대동맥궁 아래에 실크 봉합사를 통과시키는 것입니다. 올가미가 대동맥궁을 걸었을 때 동맥으로의 불필요한 견인을 줄이기 위해 모든 움직임이 부드러워야 합니다. 또한 대동맥 주위의 봉합사는 스페이서를 빼내는 데 어려움이 있으므로 너무 조여서는 안됩니다. 수술 후 마우스가 빠르게 회복하기 위해서는 풍부한 음식과 물도 중요합니다.
이전 원고는 TAC에 대한 다른 방법을 제공했습니다. Eichhorn et al. 횡 대동맥을 결찰하는 폐쇄 흉부 방법을 발표했습니다10. 전체 절차를 통해 갈비뼈가 손상되지 않은 상태로 유지되어 매우 작은 외상을 유발합니다. Zaw et al. 흉막강에 들어가지 않고 TAC 방법을 제공하였다17. Tavakoli et al. 삽관과 인공호흡이 필요 없는 최소 침습적 횡방향 대동맥 수축을 제시했다11. 위의 모든 기술에는 미세 수술 기술이 필요합니다. 또한, Lao et al.은 흡수성 봉합사를 갖는 TAC 모델을 제조하는 방법을 제공하였다18. 이 연구의 프로토콜은 현미경으로 수술할 필요가 없는 TAC 수술을 신속하게(10분 이내에) 수행할 수 있는 대체 방법을 제공합니다. 외과적 외상을 최소화하면 생쥐에게 도움이 되고 실험 중 교란 요인이 줄어듭니다. 열린 가슴 모델과 달리 이 모델은 최소 침습적이며 마우스의 정상적인 호흡 역학에 영향을 미치지 않습니다. 완전히 숙달되면 이 기술의 생존율은 95% 이상입니다. 또한 기계적 환기 및 현미경 수술 기술이 필요하지 않습니다. 자체 제작 된 재사용 가능한 견인기는 환기19에 의해 유발 된 전신 염증 효과를 피하면서 모든 트릭을 수행합니다. 이 모든 것이 함께 작동 절차를 크게 단순화합니다.
이 기술에는 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 후화물의 급격한 증가는 동맥성 고혈압의 점진적인 진행을 완전히 반영하지 않습니다. 다인성 심부전 마우스 모델과 임상 심부전 환자 간의 병태생리학의 불일치는 연구자들 사이에서 우려를 불러일으켰습니다 20. 생쥐에서 제시된 병태생리학은 인간에게 완전히 적용될 수 없습니다.
결론적으로, 이 프로토콜은 TAC를 수행하기 위한 대체 절차를 제공하며, 이는 마우스에서 심부전 또는 심장 비대를 유도할 때 조사자를 용이하게 할 수 있습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 이해 상충이 없다고 선언했습니다.
Acknowledgments
이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단 (NSFC 81822002)의 자금 지원을 받았습니다. 이 일에 참여해주신 모든 회원님들께 감사드립니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 nonabsorbable suture | Jinhuan | HM403 | Used for suturing the skin |
| 5 mL syringe | Haifuda Technology Co., Ltd. | BD-309628 | Used for making snare containing retractor |
| 7-0 nonabsorbable suture | Jinhuan | HM701 | Used for aorta ligation |
| Animal temperature monitor | Kaerwen | FT3400 | Used for monitoring body temperature |
| Buprenorphine | Sigma | B-044 | Used for post-surgical pain treatment |
| Depilatory cream | Veet | N/A | Used for remove body hair from the surgical area |
| Heating Pad | Xiaochuangxin | N/A | Used for maintaining body temperature |
| Ibuprofen | MCE | HY-78131 | Used for post-surgical pain treatment |
| Iron wire (0.5 mm) | Qing Yuan | Iron wire #26 | Used for making snare containing retractor |
| Microscopic tweezers | RWD | F12006-10 | Used for penetrating and separating the tissue to open operation space |
| Needle holder | RWD | F12005-10 | Used for pinching off the tip of gauge needle and blunting it |
| Ophthalmic forceps | RWD | F14012-10 | Used for holding skin and other tissues |
| Ophthalmic scissors | RWD | S11001-08 | Used for making sking incision of mouse |
| Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | Used for mouse anesthesia |
| Sterile operating mat | Hale & hearty | 211002 | Used for placing animal during surgery |
| Ultra-sound imaging system | Fujifilm visualsonics | vevo1100 | Used for measure the blood flow velocity, left ventricular wall thickness and ejection fraction, https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-1100 |
References
- Heidenreich, P. A., et al. AHA/ACC/HFSA Guideline for the Management of Heart Failure: A Report of the American College of Cardiology/American Heart Association Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. Circulation. 145 (18), 895 (2022).
- McDonagh, T. A., et al. ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure. European Heart Journal. 42 (36), 3599 (2021).
- Lv, B., et al. Induction of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury in mice. Journal of Visualized Experiments. (179), e63257 (2022).
- Curaj, A., Simsekyilmaz, S., Staudt, M., Liehn, E. Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (99), e52197 (2015).
- Nakamura, M., Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nature Reviews Cardiology. 15 (7), 387-407 (2018).
- Wang, H., et al. Bibliometric analysis on the progress of chronic heart failure. Current Problems in Cardiology. 47 (9), 101213 (2022).
- Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Rockman, H. A., Wachhorst, S. P., Mao, L., Ross, J. ANG II receptor blockade prevents ventricular hypertrophy and ANF gene expression with pressure overload in mice. The American Journal of Physiology. 266, 2468-2475 (1994).
- Eichhorn, L., et al. A closed-chest model to induce transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (134), e57397 (2018).
- Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of minimally invasive transverse aortic constriction in mice for induction of left ventricular hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (127), e56231 (2017).
- Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Journal of the American Society of Echocardiography. 28 (1), 1-39 (2015).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Wang, X., et al. ATF4 protects the heart from failure by antagonizing oxidative stress. Circulation Research. 131 (1), 91-105 (2022).
- Li, J., et al. GCN5-mediated regulation of pathological cardiac hypertrophy via activation of the TAK1-JNK/p38 signaling pathway. Cell Death & Disease. 13 (4), 421 (2022).
- Syed, A. M., et al. Up-regulation of Nrf2/HO-1 and inhibition of TGF-beta1/Smad2/3 signaling axis by daphnetin alleviates transverse aortic constriction-induced cardiac remodeling in mice. Free Radical Biology and Medicine. 186, 17-30 (2022).
- Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally invasive transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293 (2017).
- Lao, Y., et al. Operating transverse aortic constriction with absorbable suture to obtain transient myocardial hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (163), e61686 (2020).
- Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. European Respiratory Journal. 17 (3), 488-494 (2001).
- Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., de Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: embracing clinical complexity in mouse models. European Heart Journal. 42 (43), 4420-4430 (2021).
