Summary
Detta protokoll beskriver en mikrofluidisk plattform för att studera biofilmutveckling i kvasi-2D porösa medier genom att kombinera högupplöst mikroskopiavbildning med samtidiga tryckskillnadsmätningar. Plattformen kvantifierar påverkan av porstorlek och vätskeflöden i porösa medier på bioigensättning.
Abstract
Bakteriella biofilmer finns i flera miljö- och industriella porösa medier, inklusive jord och filtreringsmembran. Biofilmer växer under vissa flödesförhållanden och kan täppa till porerna och därigenom omdirigera det lokala vätskeflödet. Biofilmens förmåga att täppa till porerna, den så kallade bioigensättningen, kan ha en enorm effekt på det porösa mediets lokala permeabilitet, vilket skapar en tryckuppbyggnad i systemet och påverkar massflödet genom det. För att förstå samspelet mellan biofilmtillväxt och vätskeflöde under olika fysikaliska förhållanden (t.ex. vid olika flödeshastigheter och porstorlekar) utvecklas i den aktuella studien en mikrofluidisk plattform för att visualisera biofilmutveckling med hjälp av ett mikroskop under externt påtvingade, kontrollerade fysiska förhållanden. Den biofilminducerade tryckuppbyggnaden i det porösa mediet kan mätas samtidigt med hjälp av trycksensorer och senare korreleras med biofilmens yttäckning. Den presenterade plattformen ger en baslinje för ett systematiskt tillvägagångssätt för att undersöka bioigensättning orsakad av biofilmer i porösa medier under flödesförhållanden och kan anpassas för att studera miljöisolat eller biofilmer med flera arter.
Introduction
Biofilmer - bakteriekolonier inbäddade i en självutsöndrad matris av extrapolymera ämnen (EPS) - är allestädes närvarande i naturliga porösa medier, såsom jord och akviferer1, och tekniska och medicinska tillämpningar, som bioremediering2, vattenfiltrering3 och medicintekniska produkter4. Biofilmmatrisen består av polysackarider, proteinfibrer och extracellulärt DNA5,6 och beror starkt på mikroorganismerna, tillgången på näringsämnen samt miljöförhållandena7. Ändå är matrisens funktioner universella; Det bildar ställningen i biofilmstrukturen, skyddar det mikrobiella samhället från mekaniska och kemiska påfrestningar och är till stor del ansvarig för biofilmernas reologiska egenskaper5.
I porösa medier kan tillväxten av biofilmer täppa till porerna, vilket orsakar den så kallade biotäppningen. Biofilmutvecklingen styrs av vätskeflödet och porstorleken, definierad som avståndet mellan två pelare, av det porösa mediet 8,9,10. Både porstorleken och vätskeflödet styr näringstransporten och de lokala skjuvkrafterna. I sin tur täpper den växande biofilmen porerna, vilket påverkar hastighetsfördelningen av vätskan 11,12,13, masstransporten och den hydrauliska ledningsförmågan hos det porösa mediet 14,15. Förändringarna i hydraulisk ledningsförmåga återspeglas genom ökat tryck i slutna system16,17,18,19. Nuvarande mikrofluidiska studier inom biofilmutveckling och bioigensättning fokuserar på att studera effekterna av flödeshastigheter i homogena geometrier16,20 (dvs med en singulär porstorlek) eller heterogena porösa medier12,21,22. För att särskilja effekterna av flödeshastigheter och porstorlek på biofilmutveckling och de resulterande tryckförändringarna i det biotäppta porösa mediet krävs en mycket kontrollerbar och mångsidig experimentell plattform som möjliggör studier av olika porösa mediegeometrier och miljöförhållanden parallellt.
Den aktuella studien introducerar en mikrofluidisk plattform som kombinerar tryckmätningar med samtidig avbildning av den framväxande biofilmen i det porösa mediet. På grund av dess gaspermeabilitet, biokompatibilitet och flexibilitet i kanalgeometridesignen är en mikrofluidisk anordning tillverkad av polydimetylsiloxan (PDMS) ett lämpligt verktyg för att studera biofilmutveckling i porösa medier. Mikrofluidik möjliggör kontroll av fysikaliska och kemiska förhållanden (t.ex. vätskeflöde och näringskoncentration) med hög precision för att efterlikna miljön i mikrobiella livsmiljöer23. Vidare kan mikrofluidiska enheter enkelt avbildas med mikrometrisk upplösning med hjälp av ett optiskt mikroskop och kombineras med onlinemätningar (t.ex. det lokala trycket).
I detta arbete fokuserar experimenten på att studera effekten av porstorlek i en homogen porös mediumanalog under kontrollerade pålagda flödesförhållanden. Flödet av ett odlingsmedium påförs med användning av en sprutpump, och tryckskillnaden genom den mikrofluidiska kanalen mäts samtidigt med trycksensorer. Biofilmutveckling initieras genom sådd av en planktonkultur av Bacillus subtilis i mikrofluidikkanalen. Regelbunden avbildning av den framväxande biofilmen och bildanalysen gör det möjligt att få porskaleupplöst information om yttäckningen under olika experimentella förhållanden. Den korrelerade informationen om tryckförändring och omfattningen av bioigensättning ger avgörande input för permeabilitetsuppskattningar av biotäppta porösa medier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Beredning av kiselskivor
- Designa geometrierna för den mikrofluidiska kanalen i datorstödd design (CAD; se materialförteckning) programvara och skriv ut den på en transparent film för att skapa fotomasken (figur 1A).
- Tillverka huvudformen genom mjuk litografi (under renrumsförhållanden) enligt stegen nedan.
- Grädda kiselskivan vid 200 °C i 2 timmar.
- Placera skivan i mitten av en spin-coater och häll SU8 3050 fotoresist (se materialtabell) på skivan. Centrifugeringsbeläggning vid 1 700 rpm i 40 s med en ramptid på 10 s/100 rpm.
OBS: Spinnbeläggningsparametrarna sattes för att erhålla en måltjocklek på 100 μm för SU8 3050. - Efter centrifugeringsbeläggningsprocessen mjukgräddas kiselskivan vid 65 °C i 600 sekunder och 95 °C i 2 700 sekunder. Låt skivan svalna i rumstemperatur över natten.
OBS: Kylningen över natten förbättrar vidhäftningen av SU8 till skivan. - Placera fotomasken (steg 1.1) på skivan och utsätt den för UV-ljus med en exponeringsenergi på 250 mJ/cm2 och vid en våglängd på 350 nm.
- Efter exponering, grädda det exponerade substratet vid 65 °C i 60 s och 95 °C i 300 s.
- Utveckla kiselskivan för att erhålla huvudformen genom att sänka ner den i en bägare fylld med mrDev600-utvecklare (se materialtabell). Skaka försiktigt bägaren i 1 800 sekunder för att tvätta bort det opolymeriserade motståndet. Stänk sedan tvätt genom att spraya isopropanol på kiselskivan och lufttorka.
- Hårdgrädda kiselskivan vid 200 °C i 1 800 sekunder.
- Silanisera huvudformen genom ångavsättning av 20 μL triklor (1H, 1H, 2H, 2H-perfluoroktyl) silan (se materialtabell) placerad på en glasskiva bredvid formen i 40 minuter i en vakuumexsickator, vilket skapar ett mättryck på 100 mbar.
2. Tillverkning av mikrofluidikanordningen
OBS: Tillverkningsproceduren som beskrivs här är för en mikrofluidisk anordning med en mikrofluidisk kanal. Samma metod kan emellertid tillämpas för att tillverka en mikrofluidisk anordning med flera mikrofluidiska kanaler parallellt.
- Blanda elastomeren med tvärbindaren i förhållandet 10:1 (se materialförteckning) för att bereda en PDMS-blandning. Rör om blandningen tills den blir jämnt blandad och blir ogenomskinlig på grund av de inneslutna luftbubblorna.
- Avgasa blandningen i en vakuumexsickator och skapa ett mättryck på 100 mbar tills de instängda luftbubblorna avlägsnas och det ser transparent ut. Den tid som krävs för avgasning är vanligtvis 30 minuter.
- Placera huvudformen (steg 1) i en cellodlingsskål (se materialförteckning). Häll 20 g av PDMS-blandningen på huvudformen för att producera kanaler med en slutlig tjocklek på 5 mm.
- Grädda huvudformen vid 70 °C i 2 timmar.
- Skär det härdade PDMS runt mikrofluidkanalen (på ett avstånd av cirka 3 mm) med ett blad och skala sedan bort PDMS-mikrofluidkanalen från huvudformen.
- För att skapa mikrofluidiska kanalernas inlopp och utlopp, stansa hål med en biopsistans (diameter på 1,5 mm) vid dess extremiteter (toppen av trianglarna, se figur 1A). Stans ytterligare ett hål i mitten av inloppstriangeln för att installera trycksensorn senare.
- Tvätta en glasskiva och mikrofluidkanalen med en kommersiellt tillgänglig 1% tvättmedelslösning (se materialförteckning) i 5 minuter och skölj dem sedan med avjoniserat vatten. Tvätta därefter PDMS mikrofluidiska kanal och glasskivan med isopropanol. Skölj dem sedan igen med avjoniserat vatten. Torka PDMS-mikrofluidkanalen och glasskivan med tryckluft vid 1 bar i 1 min.
OBS: PDMS porösa struktur måste vara helt torr för att bindningen ska vara effektiv. - Placera glasskivan och mikrofluidkanalen i en plasmarenare (se Materialförteckning) och se till att ytorna som ska bindas är vända uppåt. Slå på plasmarenaren och behandla mikrofluidkanalen och glasskivan med luftplasma med ett luftflöde på 1 SL/h (standardliter per timme) i 1 min. Bind mikrofluidkanalen till glasskivan omedelbart efter att ha tagit ut dem ur rengöringsmedlet genom att sätta dem i kontakt med varandra.
OBS: Se till att inte vidröra de behandlade ytorna, eftersom det kan påverka bindningen. Vid tillverkning av en mikrofluidisk anordning med flera mikrofluidiska kanaler, exponera mikrofluidiska kanaler samtidigt och binda dem i ett enda steg. - Placera den bundna mikrofluidikanordningen på en värmeplatta vid 80 °C i minst 15 minuter.
- Förvara den mikrofluidiska enheten i en ren cellodlingsskål tills experimentet startar.
3. Beredning av bakteriesuspensionen
- Odla en population av Bacillus subtilis NCIB 3610 20 timmar före experimentets början genom att direkt inokulera 3 ml näringsbuljong nr 3 odlingsmedium (se materialtabell) från en fryst glycerolstam i ett 15 ml odlingsrör. Inkubera i en skakande inkubator vid 30 °C och 200 rpm över natten (i 16 timmar).
- Gör en subkultur av nattkulturen 4 timmar före experimentets början genom att tillsätta 3 μL av nattkulturen i 3 ml färskt odlingsmedium (1:1 000 spädning) i ett 15 ml odlingsrör. Inkubera subkulturen i en skakinkubator vid 30 °C vid 200 rpm i 3,5–4 timmar för att erhålla en optisk densitet på 0,1 vid 600 nm (OD600).
4. Tillväxtexperiment för biofilm
- Slå på mikroskopets lådinkubator 3 timmar före experimentet för att säkerställa en stabil temperatur på 25 ° C. Montera sprutpumpen och trycksensorerna (se Materialförteckning).
- Anslut inlopps- och utloppsslangen till mikrofluidanordningen. För in en nål direkt (med en ytterdiameter på 0,6 mm) i inloppsslangen för att säkra anslutningen mellan slangen och sprutan.
- Placera mikrofluidanordningen, 30 ml avjoniserat vatten och 30 ml odlingsmedium i en vakuumexsickator och avgasa dem i minst 1 timme. Dra sedan långsamt odlingsmediet och det avjoniserade vattnet i två separata 30 ml sprutor.
OBS: Detta steg är avgörande för att förhindra bubbelbildning i kanalen medan du spolar med odlingsmediet. - Montera mikrofluidanordningen på mikroskopet och placera utloppsröret i en avfallsbehållare.
- Anslut sprutan fylld med avjoniserat vatten till mikrofluidkanalen genom mikrofluidslangen och injicera långsamt vattnet tills det kommer ut ur trycksensorns utlopp. Fyll trycksensorn med vatten och spola alla bubblor från slangen som förbinder mikrofluidkanalen och trycksensorn. Stäng trycksensorns utlopp med skruvarna avsedda för trycksensorn.
OBS: Den beskrivna fyllningsproceduren säkerställer att tryckförändringarna vid mikrofluidkanalernas inlopp registreras exakt. När du kör ett experiment med flera mikrofluidiska kanaler, anslut varje kanal till en separat spruta för att säkerställa lika flödesförhållanden i alla kanaler.
- Anslut sprutan fylld med avjoniserat vatten till mikrofluidkanalen genom mikrofluidslangen och injicera långsamt vattnet tills det kommer ut ur trycksensorns utlopp. Fyll trycksensorn med vatten och spola alla bubblor från slangen som förbinder mikrofluidkanalen och trycksensorn. Stäng trycksensorns utlopp med skruvarna avsedda för trycksensorn.
- Fyll resten av mikrofluidkanalen med det avjoniserade vattnet.
- Placera ett filter på 1,2 μm (se Materialförteckning) på sprutan med odlingsmedia. Ta sedan bort vattensprutan och anslut försiktigt odlingsmediesprutan till inloppets mikrofluidiska rör. Montera sprutan på sprutpumpen och spola kanalen med odlingsmediet med en flödeshastighet på 2 ml/h i 1 timme.
OBS: Filtret förhindrar att bakterieceller kommer in i sprutan under påfyllning. Spolning av den mikrofluidiska kanalen med odlingsmediet tar bort de återstående bubblorna i den porösa strukturen. - Ställ in sprutpumpen på önskad flödeshastighet (här 1 ml/h) under experimentet och ställ in trycksensorernas tryckavläsning på noll.
OBS: Genom att ställa in den initiala tryckavläsningen till noll kommer endast tryckskillnaden orsakad av biofilmutveckling under experimentet att mätas. - Pipettera 1 ml av bakteriekulturen vid en OD600 på 0,1 i en 1,5 ml centrifugflaska. Fyll på bakteriekulturen i mikrofluidkanalen genom att placera utloppsröret i centrifugflaskan. Efter att ha väntat i 5 minuter för att avlägsna eventuella luftbubblor från rörens utlopp, dra upp 150 μL bakterielösning med en flödeshastighet av 1 ml / h tills mikrofluidikkanalen är fylld med bakteriekulturen.
- Ta försiktigt bort sprutfiltret för odlingsmediet och placera utloppet i avfallsbehållaren. Låt bakteriecellerna ha nollflödesförhållanden i mikrofluidkanalen i 3 timmar så att deras yta kan fästas i det porösa mediet.
OBS: Att lämna bakteriecellerna vid nollflödesförhållanden i 3 timmar optimerades för fastsättning av bakteriestammen som användes samtidigt som en väl syresatt bakteriekultur säkerställdes. Andra bakteriestammar kan kräva mer eller mindre tid. - För att starta experimentet, starta flödet genom att ställa in sprutpumpen på önskad flödeshastighet (här 1 ml/h) och starta tryckavläsningen vid 1 Hz.
- Ta bilder av den växande biofilmen med önskat tidsintervall, optisk konfiguration och förstoring.
OBS: I den aktuella studien förvärvades bilder med 4x förstoring i ljusfältsläget i 18 positioner som spänner över hela domänen för det porösa mediet var 6: e minut i 24 timmar.
5. Bildanalys
- Rekonstruera hela det porösa mediet från bildsekvenserna som spelats in genom att sy bilderna från de 18 positionerna med hjälp av bildanalysprogramvara (se materialtabell) och en sömnadsalgoritm24.
- Spara de sammanfogade bildsekvenserna som en sekvens av enstaka bilder.
Om filerna är för stora kan bilderna skalas om och läggas till en rimlig storlek för vidare bearbetning. - Skapa en mask av pelarna i det porösa mediet för att ta bort dem från analysen.
- Ta bort bakgrunden till bilderna genom att dividera dem med deras bakgrund med bilden tagen vid t = 0 h (figur 2A) och binarisera bilderna vid ett tröskelvärde som är lämpligt för att segmentera biofilmen (figur 2B).
- Beräkna biofilmens mättnad genom att beräkna det område som täcks av biofilmen (antal pixlar som tillskrivs biofilmen) jämfört med tomrumsområdet i den porösa domänen (figur 3).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För den aktuella studien användes en mikrofluidisk anordning med tre parallella mikrofluidiska kanaler med olika porstorlekar (Figur 1) för att systematiskt studera biofilmbildning i porösa medier. Biofilmbildningsprocessen visualiserades med hjälp av ljusfältmikroskopi. Bakteriecellerna och biofilmen framträdde i bilderna som mörkare pixlar (figur 2). Dessutom observerades en gradvis igensättningsprocess; Under ett 24 timmars experiment koloniserade den ursprungligen slumpmässigt växande biofilmen nästan hela det porösa mediet.
Biofilmens yttäckning i tid odlad med en flödeshastighet på Q = 1 ml/h, vilket motsvarar en genomsnittlig initial flödeshastighet på 0,96 mm/s, kvantifierades för tre olika porstorlekar (75 μm, 150 μm och 300 μm) (figur 3, svarta linjer). Det visade sig att yttäckningen, som användes som proxy för bioigengningsgraden, inträffade 10% snabbare vid den minsta porstorleken på 75 μm än vid den största porstorleken (300 μm) när man jämförde yttäckningen vid t = 20 h. Därefter korrelerades yttäckningen med tryckuppbyggnaden orsakad av biofilmen (figur 3, blå linjer). Igensättningen i den mindre mikrofluidiska kanalen med porstorlek ledde till en högre tryckskillnad mellan inloppet och utloppet än i de mikrofluidiska kanalerna med större porstorlek, vilket indikerar att mindre porösa medier kommer att utveckla högre tryckuppbyggnad när de utsätts för bioigensättning.
Figur 1: Mikrofluidisk kanaldesign och experimentell installation. (A) Fotomask av mikrofluidkanaler med olika porstorlekar (75 μm, 150 μm och 300 μm) som används som porösa medieanaloger och en inzoomad vy av pelarnas arrangemang (nedre raden). Cirklarna visar placeringen av pelarna (ogenomträngliga hinder), som representerar det porösa mediets fasta fas. (B) Schema över experimentuppställningen som visar sprutan, trycksensorn, mikrofluidanordningen (med en enda mikrofluidisk kanal) och digitalkamerans inställning med målet (dvs. mikroskopet). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Visualisering och kvantifiering av biofilmutveckling i det porösa mediet. (A) Representativ bildsekvens för biofilmutvecklingen vid den pålagda flödeshastigheten Q = 1 ml/h (motsvarar en genomsnittlig initial flödeshastighet på 0,96 mm/s) och en porstorlek på d = 300 μm som visas för försökstidspunkterna t = 5 timmar. t = 10 timmar, t = 15 timmar och t = 20 timmar . Ljusfältsbilderna syddes och bakgrunden togs bort. (B) Binariseringen av dessa bilder och kvantifieringen av den yta som upptas av biofilm (mörka pixlar) ledde till kvantifieringen av yttäckningen i figur 3. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Tidsmässig utveckling av biofilmens täckning och påverkan på trycket. Biofilmtäckning med samtidig tryckavläsning för de tre porstorlekarna (300 μm, 150 μm och 75 μm) under samma experimentella betingelser som figur 2. Tryckskillnaden som orsakas av biofilmen i det porösa mediet mikrofluidisk kanal, Δp, (blå linjer) som visas på höger y-axel, ökar med en ökad yttäckning av biofilmen (svarta linjer). De gröna markörerna motsvarar datapunkterna för bilderna som visas i figur 2. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mikrofluidiska porösa medieanaloger i kombination med trycksensorer ger ett lämpligt verktyg för att studera biofilmutveckling i porösa medier. Mångsidigheten i utformningen av det mikrofluidiska porösa mediet, speciellt arrangemanget av pelarna, inklusive diameter, oregelbundna former och porstorlek, möjliggör undersökning av många geometrier. Dessa geometrier sträcker sig från enstaka porer till mycket komplexa, oregelbundet arrangerade hinder som efterliknar olika naturliga (t.ex. jordar) och industriella (t.ex. membran och filter) porösa medier. I den nuvarande mikrofluidiska plattformen skapades tre porösa mediegeometrier med regelbundet arrangerade cylindriska pelare (porstorlekar: 75 μm, 150 μm och 300 μm), där vätskeflödeshastigheten kunde väljas per experiment. Den presenterade plattformen kan enkelt anpassas för att studera bioigensättning med ett fast tryckhuvud snarare än en påtvingad vätskeflödeshastighet. I detta fall bör flödeskontrollanordningen vara en tryckregulator med en odlingsmediumbehållare istället för en sprutpump. De resulterande förändringarna i flödeshastigheten på grund av bioigensättning kan övervakas genom att mäta utflödet över tid med hjälp av en flödeshastighetssensor.
Flera kritiska punkter måste beaktas för att driva ett framgångsrikt mikrofluidiskt experiment med biofilmtillväxt. För att undvika luftbubbelbildning i den mikrofluidiska kanalen under experimentet avgasades den mikrofluidiska kanalen och odlingsmediet (steg 4.3). Därefter måste fyllning av den mikrofluidiska kanalen med det avgasade odlingsmediet utföras snabbt men försiktigt för att erhålla en helt mättad kanal utan luftbubblor. Om luftbubblor fångas i det porösa mediet kan spolning av mikrofluidkanalen med högre flödeshastighet avlägsna bubblorna efter en kort tid. Det andra avgörande steget är att säkerställa en konstant temperaturmiljö för att reproducera biofilmtillväxt konsekvent. Tillväxten av mikroorganismer varierar med temperaturen 25, vilket kan leda till icke-reproducerbara resultat när temperaturen inte hålls stabil under experimentet (i detta fall24 timmar). För den nuvarande plattformen användes en lådinkubator runt mikroskopet, även om ett mindre temperaturstabilt hölje för den mikrofluidiska anordningen sannolikt också skulle vara tillräckligt. Slutligen, under bildförvärvet, bör positionerna för de enskilda bilderna väljas med en överlappning på minst 15% för att få tillräckligt med överlappning för sömnadsalgoritmen24.
Den nuvarande mikrofluidiska plattformen är begränsad till tvådimensionell observation, medan porösa medieapplikationer som jord eller membran har en tredimensionell struktur. Fördelarna med den kvasi-2D mikrofluidiska plattformen jämfört med 3D-porösa medieplattformar för att studera bioclogging är dock den fullständiga optiska åtkomsten och den höga tidsupplösningen, eftersom 3D-plattformar vanligtvis utför slutpunktsavbildning26,27. Dessutom förväntas bioigensättningsprocessen (dvs. tidsutvecklingen av yttäckning) kvarstå i 3D-system 26,27, liksom den också förekommer för klusterstorleksfördelningen av en oblandbar fas inom porösa medier28, som presenterar samma skalning i2D- och 3D-system.
Denna metod gör det möjligt att mäta tryckresponsen på biofilmtillväxt i porösa medier samtidigt som man studerar dess spatio-temporala utveckling vid hög tids- och rumsupplösning och olika porstorlekar. De dataset som erhållits från sådana mätningar ger insikt i korrelationen mellan biofilmutveckling på porskala och tryckrespons i det biofilmporösa mediesystemet och kan ge ett riktmärke för numerisk modellering av biofilmer. Dessa modelleringsinsatser är särskilt relevanta för att utöka utbudet av förhållanden (t.ex. porstorlekar, flödeshastigheter och biofilmegenskaper för andra arter eller biofilmer med flera arter) som överskrider experimentell kapacitet. Det senare är mycket relevant för att förstå mekanismerna för bioigensättning i närheten av brunnar, bioremedieringsapplikationer och biomineralisering 29,30,31. Sammantaget kan denna metod lätt anpassas för att studera biomineralisering eller spåra biotransformation av föroreningar genom biofilmer i porösa medier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar ingen intressekonflikt.
Acknowledgments
Författarna erkänner stöd från SNSF PRIMA grant 179834 (till E.S.), diskretionär finansiering från ETH (till RS), ETH Zürich Research Grant (till R.S. och J.J.M.) och diskretionär finansiering från Eawag (till J.J.M.). Författarna vill tacka Roberto Pioli för att illustrera experimentuppställningen i figur 1B och Ela Burmeister för kiselskivans beredning.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acrodisc 25 mm Syringe Filter, 1.2 µm Versapor Membrane | Pall Corporation | PN4190 | 1.2 µm filters |
| BD 10 mL Syringe (Luer-Lock) | BD | 300912 | used to fill the channel with deionised water |
| Box Incubator | Life Imaging Services | used to have a stable temperature during the biofilm growth experiment | |
| Cell density meter CO8000 | WPA biowave | OD meter | |
| Centrifuge vial | Eppendorf | 30120086 | 1.5 mL |
| CETONI Base 120 | CETONI GmbH | syringe pump | |
| CorelCAD | CorelDRAW | software used to design the microfluidic channel geometries | |
| Culture tubes (14 mL, sterile) | greiner bio-one | Culture tubes | |
| Drying oven, VENTI-Line | VWR | Oven to cure the PDMS | |
| Handy | Migros | Detergent solution | |
| Hot plate with temperature control | VRW | to cure the PDMS-glass bonding after plasma treatment | |
| ImageJ | FIJI | Image analysis software | |
| Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick) | Eppendorf | Incubator | |
| Isopropanol (> 99.8%) | Sigma Aldrich | 67-63-0 | |
| Masterflex transfer tubing | Masterflex | HV-06419-05 | 0.020'' ID, 0.06'' OD |
| Micro Slides, Plain, 75 x 60 mm | Corning | 2947-75X50 | Glass slides |
| Microfluidic pressure sensor (1 bar) | Elveflow | Pressure sensors | |
| Miltex Biopsy puncher, diameter 1.5 mm | Integra | Puncher to make the inlet and outlet holes of the microfluidic channel | |
| mrDev600 developer | Microresist | ||
| Nikon Eclipse Ti2 | Nikon Instruments | Microscope | |
| Nutrient broth n°3 | Sigma Aldrich | ||
| Omnifix Syringe with Luer-Lock | B.Braun | syringes of different volume | |
| Plasma chamber Zepto | Diener Electronic | ZEPTO-1 | used to plasma bond the PDMS and the glass slide |
| Precision wipes (Kimtech Science) | Kimberly Clark | KCP-7552 | to dry the glass slide |
| Scale | VWR-CH | 611-2605 | used to weigh the elastomer to crosslinking agent ratio |
| Silicon wafer (10 cm) | Silicon Materials Inc. | N//Phos <100> 1-10 Ω cm | |
| Spincoater, Spin module SM150 | Sawatec | ||
| SU8 3050 Photoresist | Kayakuam | ||
| Süss MA6 Mask aligner | SUSS MicroTec Group | used to align the chrome-glass mask | |
| Sylgard 184 | Dow Corning | silicone elastomer kit; curing agent | |
| Techni Etch Cr01 | Technic | Technic | |
| Tissue culture dish 150 | TPP | 93150 | |
| Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H perfluorooctyl) silane | Sigma Aldrich | Sigma Aldrich | used to silanize the silicane wafer |
| Veeco Dektak 6 M | Veeco | Profilometer |
References
- Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
- Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
- Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
- Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221 (2022).
- Flemming, H. C., Wingender, J.
- Davey, M. E., O'Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
- Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
- Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197 (2017).
- Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
- Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
- Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
- Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107 (2012).
- Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
- Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
- Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
- Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
- Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116 (2018).
- Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
- Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
- Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
- Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316 (2019).
- Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536 (2021).
- Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
- Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
- Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
- Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
- Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
- Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
- Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
- Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
- Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).
