Summary
Diese Studie demonstriert eine reproduzierbare heterotope abdominale Herztransplantationstechnik bei Ratten, die Anfänger erlernen und durchführen können. Darüber hinaus wird ein neuartiges Aorteninsuffizienzmodell bei Ratten generiert, indem eine heterotope abdominale Herztransplantation durchgeführt und die Aortenklappe des Spenders nach der Entnahme mit einem Führungsdraht geschädigt wird.
Abstract
In den letzten 50 Jahren haben viele Forscher über heterotope abdominale Herztransplantationen bei Mäusen und Ratten berichtet, mit einigen Variationen in der Operationstechnik. Eine Modifikation des Transplantationsverfahrens zur Stärkung des Myokardschutzes könnte die Ischämiezeit verlängern und gleichzeitig die Herzfunktion des Spenders erhalten. Die wichtigsten Punkte dieser Technik sind wie folgt: Durchtrennung der Bauchaorta des Spenders vor der Entnahme, um das Herz des Spenders zu entlasten; Perfusion der Herzkranzgefäße des Spenders mit einer Herz-Kreislauf-Kältelösung; und topische Kühlung des Herzens des Spenders während des Anastomosenverfahrens. Da dieses Verfahren die akzeptable Ischämiezeit verlängert, können Anfänger es leicht durchführen und eine hohe Erfolgsquote erzielen.
Darüber hinaus wurde in dieser Arbeit ein neues Modell der Aorteninsuffizienz (AR) etabliert, das eine andere Technik als die bestehende verwendet, die durch das Einführen eines Katheters aus der rechten Halsschlagader und die Punktion der nativen Aortenklappe unter kontinuierlicher echokardiographischer Kontrolle erzeugt wird. Eine heterotope abdominale Herztransplantation wurde mit dem neuartigen AR-Modell durchgeführt. Im Protokoll wird nach der Entnahme des Spenderherzens ein steifer Führungsdraht in die brachiozephale Arterie des Spenders eingeführt und in Richtung Aortenwurzel vorgeschoben. Die Aortenklappe wird punktiert, indem der Führungsdraht weiter gedrückt wird, auch nachdem der Widerstand gefühlt wurde, wodurch AR induziert wird. Mit dieser Methode ist es einfacher, die Aortenklappe zu schädigen als mit dem im herkömmlichen AR-Modell beschriebenen Verfahren. Darüber hinaus trägt dieses neuartige AR-Modell nicht zur Zirkulation des Rezipienten bei; Daher wird erwartet, dass diese Methode ein strengeres AR-Modell erzeugt als das konventionelle Verfahren.
Introduction
Die heterotope abdominale Herztransplantation bei Ratten wurde erstmals 1964 von Abbott et al.1 beschrieben und zur Untersuchung der akuten und chronischen Abstoßung von Allotransplantaten, der vaskulopathie des kardialen Allotransplantats, der Ischämie-Reperfusionsschädigung unddes kardialen Remodellings verwendet 2,3,4,5,6,7,8,9,10,11 . In den letzten 50 Jahren wurde das Verfahren um einige Modifikationen erweitert. Die Grundlagen des aktuellen Verfahrens lauten wie folgt. Die aufsteigende Aorta und die Pulmonalarterie (PA) des Spenders werden end-to-seitig an die Bauchaorta bzw. die untere Hohlvene des Empfängers anastomosiert. Obwohl der linke Vorhof und der Ventrikel des Spenders keinen intrakavitären Fluss erhalten, fließt das Blut in das Koronarsystem des Spenders. Daher beginnt das Herz des Spenders nach dem Abklemmen wieder zu schlagen.
Einige Experten mit Erfahrung in Hunderten oder Tausenden von Operationen haben eine hohe Erfolgsrate mit kurzer Ischämiezeit für heterotope abdominale Herztransplantationen berichtet 2,3,4,5; Für Anfänger ist es jedoch schwierig, die kurze Ischämiezeit von Anfang an zu erreichen. Eine ausreichende Kardioprotektion ist ein wichtiger Faktor für eine gute Herzkontraktion des Spenderherzens. Ein unzureichender Herzmuskelschutz kann das Herz des Spenders versteifen. Daher haben wir das Transplantationsverfahren modifiziert, um den Schutz des Spenderherzens zu stärken. Eines der Ziele dieser Studie ist es, ein reproduzierbares heterotopes abdominales Herztransplantationsverfahren zu demonstrieren, das von Anfängern leicht durchgeführt werden kann, da es die akzeptable Ischämiezeit verlängert.
Darüber hinaus haben einige Forscher über ein Aorteninsuffizienzmodell (AR) bei Ratten berichtet, das verwendet wurde, um die Auswirkungen von Wirkstoffen auf den linksventrikulären (LV) Umbau zu untersuchen12,13,14,15. Das konventionelle Verfahren umfasst Folgendes: (1) Nach der Anästhesie wird ein rechter seitlicher Halsschnitt vorgenommen, um die rechte Halsschlagader freizulegen; (2) Ein Katheter wird aus diesem Gefäß kanüliert und in Richtung Aortenwurzel vorgeschoben; und (3) AR wird durch Punktion der nativen Aortenklappe unter kontinuierlicher echokardiographischer Kontrolle induziert.
Es ist jedoch eine Herausforderung, die Aortenklappe zu punktieren, während die Echokardiographie-Sonde gehalten wird, und mit einem Echokardiogramm eine gute Sicht auf die aufsteigende Aorta, die Aortenklappe und den Katheter zu erhalten. Darüber hinaus ist die Herzinsuffizienz nach akuter AR eine weitere Komplikation. Daher wurde in dieser Arbeit ein neuartiges AR-Modell etabliert, das einfach erstellt werden kann und nicht zur Zirkulation des Rezipienten beiträgt, um diese Herausforderungen zu lösen. Das andere Ziel dieser Studie ist es, ein AR-Modell zu erstellen, indem eine heterotope abdominale Herztransplantation verwendet wird und die Aortenklappe des Spenders nach der Entnahme mit einem Führungsdraht geschädigt wird.
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Protocol
Alle Tierverfahren wurden in Übereinstimmung mit "An Outline of the Act on Welfare and Management of Animals" und "Standards in Bezug auf die Pflege und Haltung und Verringerung von Schmerzen von Versuchstieren" des japanischen Umweltministeriums und den "Richtlinien für die ordnungsgemäße Durchführung von Tierversuchen" des japanischen Wissenschaftsratsdurchgeführt 16. 17,18. Die Tierprotokolle wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Universität Tokio geprüft und genehmigt (M-P19-065).
1. Heterotope abdominale Herztransplantation bei Ratten
HINWEIS: Heterotope abdominale Herztransplantationen wurden an männlichen Jcl:Wistar-Ratten im Alter von 7-9 Wochen durchgeführt. Für den Eingriff wurde ein Mikroskop mit 6,7- bis 45-facher Vergrößerung verwendet. Die chirurgischen Instrumente wurden zur Sterilisation autoklaviert.
- Ernte des Spenderherzens
- Die Spenderratte wird durch eine intraperitoneale Injektion von Medetomidin (0,15 mg/kg), Midazolam (2,0 mg/kg) und Butorphanol (2,5 mg/kg) anästhesiert.
- Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Heizkissen über dem Operationsbrett und fixieren Sie die Gliedmaßen mit Gummibändern. Entfernen Sie so viel Fell wie möglich mit einem Elektrorasierer und einer Enthaarungscreme. Reinigen Sie anschließend den Operationsbereich dreimal mit Jod und einem 70%igen Alkoholpeeling zur Desinfektion.
- Machen Sie mit einer Schere einen kleinen Schnitt von ca. 1 cm und verabreichen Sie anschließend Heparin in den Bauch (100 E).
- Verlängern Sie den Bauchschnitt in Längsrichtung von oberhalb des äußeren Harnröhrengangs bis zum Processus subxiphoideus mit einer Schere.
- Legen Sie die Bauchaorta mit sterilisierten Wattestäbchen frei und durchtrennen Sie sie mit einer Schere, um das Herz des Spenders zu entlasten.
- Schneiden Sie das Zwerchfell entlang der vorderen Brustwand ein und öffnen Sie die Brustwand mit einem V-förmigen Schnitt mit einer Schere. Heben Sie die vordere Brustwand neben dem Kopf an und fixieren Sie sie mit Stecknadeln.
- Initiieren Sie die topische Kühlung des Herzens mit Slushed Ice.
- Klebe die untere Hohlvene mit einer 5-0 Seidennaht ab.
- Entfernen Sie die Thymusdrüse mit einer Schere und identifizieren Sie anschließend die aufsteigende Aorta und die PA, die vom Herzen ausgehen. Die aufsteigende Aorta und die PA befinden sich rechts bzw. links.
- Durchtrennen Sie die aus dem Aortenbogen stammende Arteria brachiocephalica mit einer Potts-Schere zur zusätzlichen Ausblutung.
- Führen Sie eine 23-G-Nadel in die untere Hohlvene ein und verabreichen Sie 2-3 ml kaltmodifizierte Krebs-Henseleit-Herz-Legiker-Lösung. Nach der Verabreichung hört das Herz allmählich auf zu schlagen. Stellen Sie gleichzeitig sicher, dass das Blut im Herzen so weit wie möglich abgelassen wird.
- Liplizieren Sie die untere Hohlvene mit 5-0 Seide und teilen Sie sie distal zur Ligatur mit einer Potts-Schere.
- Nachdem Sie das Bindegewebe zwischen der rechten Lunge und der Speiseröhre mit einer Schere präpariert haben, ligieren Sie das Hilum der rechten Lunge mit 5-0 Seide und teilen Sie es distal zur Ligatur mit einer Schere.
- Libiere die rechte obere Hohlvene mit 5-0 Seide und teile sie distal zur Ligatur mit einer Potts-Schere.
- Führen Sie eine Klinge der Potts-Schere in den Sinus transversum ein und teilen Sie Aorta ascendens und PA en bloc so distal wie möglich.
- Ligate die linke obere Hohlvene mit einer 5-0-Seidennaht und teilen Sie sie distal zur Ligatur und proximal zur Azygos-Vene mit einer Potts-Schere.
- Nachdem Sie das Bindegewebe zwischen der linken Lunge und der Speiseröhre mit einer Schere präpariert haben, ligieren Sie das Hilum der linken Lunge mit einer 5-0-Seidennaht und teilen Sie es distal zur Ligatur mit einer Schere.
- Liplizieren Sie die Basis des Herzens mit einer 5-0-Seidennaht und teilen Sie sie mit einer Schere distal zur Ligatur. Diese Seide wird verwendet, um das Herz des Spenders während der Anastomose des Spenderherzens zurückzuziehen. Zu diesem Zeitpunkt wird das Herz des Spenders aus der Perikardhöhle entfernt.
- Nachdem Sie das Herz des Spenders auf die mit Slushed Ice und kalter Kochsalzlösung gefüllte Platte gelegt haben, präparieren Sie das Bindegewebe zwischen der aufsteigenden Aorta und der PA mit einer Mikropinzette.
- Perfundieren Sie 2-3 ml kaltmodifizierte Krebs-Henseleit-Herz-Legiker-Lösung aus der aufsteigenden Aorta in die Koronararterien, indem Sie das Ostium der aufsteigenden Aorta mit einer Pinzette klemmen, bis die rote Farbe der Koronararterien abnimmt.
- Bewahren Sie das Herz des Spenders in einer kältemodifizierten Herz-Legiker-Lösung von Krebs-Henseleit auf.
- Vorbereitung des Empfängers
HINWEIS: Bevor Sie das Herz des Spenders entnehmen, schließen Sie die Vorbereitung des Empfängers ab.- Die Empfängerratte wird durch eine intraperitoneale Injektion von Medetomidin (0,15 mg/kg), Midazolam (2,0 mg/kg) und Butorphanol (2,5 mg/kg) anästhesiert. Nach endotrachealer Intubation mit einem 16 g intravenösen Katheter ist die Anästhesie durch Sevofluran-Inhalation aufrechtzuerhalten (Induktion bei 5,0 % und Aufrechterhaltung bei 2,5 % bei einerO2-Flussrate von 0,3 l/min).
- Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Heizkissen, das über das Operationsbrett gelegt wird, und fixieren Sie die Gliedmaßen mit Gummibändern. Entfernen Sie so viel Fell wie möglich mit einem Elektrorasierer und einer Enthaarungscreme. Reinigen Sie die Operationsstelle zusätzlich dreimal mit Jod und einem Peeling mit 70%igem Alkohol zur Desinfektion.
- Machen Sie mit einer Schere einen Bauchschnitt in der Mittellinie von ca. 6-7 cm oberhalb des äußeren Harnröhrengangs bis zum Processus subxiphoideus.
- Ziehen Sie den Dünndarm mit sterilisierten Wattestäbchen zur oberen rechten Seite des Empfängers zurück und wickeln Sie ihn mit Gaze ein, die mit warmer normaler Kochsalzlösung getränkt ist.
- Präparieren Sie das Bindegewebe zwischen Dünndarm und Dickdarm mit einer Schere.
- Präparieren Sie den avaskulären Bereich des Dickdarms mit einer Schere und kleben Sie ihn mit zwei streifenartigen Mullstücken ab, um den Dickdarm nach links zurückzuziehen.
- Legen Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene mit sterilisierten Wattestäbchen frei. Liden Sie die relativ großen Äste beider Gefäße mit 9-0 Nylon und teilen Sie sie.
- Heterotope Herztransplantation
- Verabreichen Sie Heparin in den Bauch des Empfängers (100 E), bevor Sie mit der Herztransplantation des Spenders beginnen.
- Klemmen Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene en bloc mit einer seitlich beißenden Klemmzange.
- Punktieren Sie die Bauchschlagader mit einer um 90° gebogenen 23-G-Nadel und dehnen Sie das Loch in Längsrichtung mit einer Potts-Schere auf mindestens den Durchmesser der aufsteigenden Aorta des Spenders aus. Anschließend wird das Lumen mit heparinisierter normaler Kochsalzlösung (10 U/ml) gespült, um Gerinnsel zu entfernen.
- Positionieren Sie die sterilisierte kleine Platte auf der rechten Seite der Bauchaorta und der unteren Hohlvene des Empfängers. Legen Sie das Herz des Spenders auf den Teller, der mit Schmiereis und kalter normaler Kochsalzlösung gefüllt ist, die alle 5 Minuten aufgefüllt werden sollte.
- Verbinden Sie die aufsteigende Aorta des Spenders mit zwei 9-0-Nylon-Stay-Nähten an der 12-Uhr- und 6-Uhr-Position mit der Bauchaorta des Empfängers.
- Drehen Sie die Bedienplatine um 90° im Uhrzeigersinn.
- Anastomosieren Sie die linke Seite der Bauchaorta des Empfängers und die aufsteigende Aorta des Spenders mit einer laufenden 9-0-Nylonnaht von der kaudalen zur kranialen Richtung und binden Sie sie mit einer 9-0-Nylon-Haltenaht in der 12-Uhr-Position (insgesamt sieben bis acht Nähte).
- Drehen Sie die Bedienplatine um 180° gegen den Uhrzeigersinn. Das Herz des Spenders wird nach links von der Bauchaorta und der unteren Hohlvene des Empfängers verlagert. Es ist einfach, das Herz des Spenders mit der 5-0-Seidennaht, die bei der Ligatur der Basis des Spenderherzens verwendet wurde, in Richtung der linken Seite zurückzuziehen (Schritt 1.1.18).
- Anastomosieren Sie die rechte Seite der Bauchaorta des Empfängers und die aufsteigende Aorta des Spenders mit einer laufenden 9-0-Nylonnaht von der kranialen zur kaudalen Richtung und binden Sie sie mit einer 9-0-Nylon-Stay-Naht in der 6-Uhr-Position (insgesamt sieben bis acht Nähte).
- Punktieren Sie die untere Hohlvene mit einer um 90° gebogenen 23-G-Nadel distal zur Anastomose zwischen der aufsteigenden Aorta des Spenders und der Bauchaorta des Empfängers und erweitern Sie das Loch in Längsrichtung mit einer Potts-Schere auf mehr als den Durchmesser der PA des Spenders. Spülen Sie anschließend das Lumen mit heparinisierter normaler Kochsalzlösung, um Gerinnsel zu entfernen.
- Binden Sie die PA des Spenders mit einer 9-0-Nylon-Stay-Naht in der 6-Uhr-Position an die untere Hohlvene des Empfängers.
- Anastomosieren Sie die linke Seite der unteren Hohlvene des Empfängers und die PA des Spenders mit einer laufenden 9-0-Nylonnaht von der kaudalen zur kranialen Richtung (insgesamt sieben bis acht Nähte).
- Binden Sie die PA des Spenders mit einer 9-0-Nylon-Stay-Naht in der 12-Uhr-Position an die untere Hohlvene des Empfängers. Binden Sie diese Haltenaht zusätzlich an das 9-0-Nylon auf der linken Seite der Anastomose zwischen der PA des Spenders und der unteren Hohlvene des Empfängers.
- Anastomosieren Sie die rechte Seite der unteren Hohlvene des Empfängers und die PA des Spenders mit einer laufenden 9-0-Nylonnaht von der kranialen zur kaudalen Richtung und binden Sie sie mit der 6-Uhr-Haltenaht (insgesamt 10-12 Nähte).
- Tragen Sie hämostatische Mittel auf beide Anastomosen auf und legen Sie Gaze um sie herum.
- Nachdem Sie die Klemmzange losgelassen haben, komprimieren Sie die Anastomosen vorsichtig mit sterilisierten Wattestäbchen, um die Blutstillung zu erleichtern. Tragen Sie anschließend warme Kochsalzlösung auf das Herz des Spenders auf, um Wärme zu spenden. Das Herz des Spenders beginnt innerhalb weniger Dutzend Sekunden zu flimmern und kehrt nach einigen Minuten zum Sinusrhythmus zurück.
- Bringen Sie den Dünndarm mit sterilisierten Wattestäbchen in den Bauch des Empfängers zurück. Es sollte darauf geachtet werden, dass das Herz des Spenders nicht zusammengedrückt oder der Dünndarm verdreht wird.
- Verschließe die Bauchdecke mit einer laufenden 4-0 Seidennaht. Nach der Verabreichung von Atipamezol (0,75 mg/kg) in den Bauchraum verschließen Sie die Haut mit einer laufenden 4-0-Seidennaht.
- Brechen Sie die Inhalationsanästhesie ab und injizieren Sie 1 ml 1%iges Lidocain unter den Einschnitt. Injizieren Sie zusätzlich 2 ml warme, normale Kochsalzlösung subkutan, um den Blutverlust auszugleichen.
- Erwärmen Sie die Empfängerratte mit einer Leuchtdiodenlampe. Die Empfängerratte erlangt das Bewusstsein wieder und kann ca. 30-40 Minuten nach Absetzen der Inhalationsanästhesie extubiert werden.
2. Neuartiges AR-Modell mittels heterotoper abdominaler Herztransplantation bei Ratten
HINWEIS: Ein neuartiges AR-Modell unter Verwendung einer heterotopen abdominalen Herztransplantation wurde mit männlichen Jcl:Wistar-Ratten im Alter von 7-9 Wochen erstellt. Für den Eingriff wurde ein Mikroskop mit 6,7- bis 45-facher Vergrößerung verwendet. Die chirurgischen Instrumente wurden zur Sterilisation autoklaviert.
- Ernte des Spenderherzens
HINWEIS: Eine modifizierte Petrischale mit einem Loch in der Mitte, eine Zange und ein steifer Führungsdraht sind erforderlich, um das neue AR-Modell zu erstellen (Abbildung 1).- Wie oben beschrieben, wird das Herz des Spenders nach einem ähnlichen Verfahren wie bei der normalen Transplantation bei Ratten entnommen, mit Ausnahme der Schritte zur aufsteigenden Aorta und zur PA-Durchtrennung (1.1.1-1.1.14, 1.1.16-1.1.17)
- Vor der Durchtrennung der aufsteigenden Aorta und der PA wird das Fettgewebe an der Vorderseite beider Gefäße mit einer Potts-Schere entfernt. Anschließend wird das Bindegewebe zwischen beiden Gefäßen mit einer Pinzette präpariert.
- Führen Sie eine Klinge der Potts-Schere in den Sinus transversum ein. Ziehen Sie die Potts-Schere in Richtung des Bedieners und führen Sie die Klinge zwischen die aufsteigende Aorta und die PA ein. Anschließend wird nur die PA transektiert (Abbildung 2A), gefolgt von der Transsektion der Aorta distal zur Arteria brachiocephalica mit der Potts-Schere (Abbildung 2B).
- Nach der Ligatur der Herzbasis mit einer 5-0-Seidennaht und der distalen Teilung zur Ligatur mit einer Schere wird das Bindegewebe zwischen der aufsteigenden Aorta und der PA präpariert und die kältemodifizierte Krebs-Henseleit-Herz-Legiker-Lösung in die Herzkranzgefäße mit einem ähnlichen Verfahren wie bei der normalen Transplantation durchblutet (Schritte 1.1.18-1.1.20).
- Fixieren Sie das Herz des Spenders mit einer Zange (Abbildung 2C). Anschließend wird das Herz des Spenders mit einer modifizierten Petrischale mit einem Loch in der Mitte abgedeckt und die aufsteigende Aorta mit einem Gefäßclip ruhiggestellt.
- Führen Sie einen steifen Führungsdraht in die Arteria brachiocephalica ein (Abbildung 2D). Schieben Sie den Führungsdraht weiter, auch wenn der Widerstand erreicht ist, und durchstechen Sie die Aortenklappe, wenn ein Widerstandsverlust bestätigt wird. Führen Sie mehrere Durchstiche durch, wenn ein schwerwiegendes AR-Modell erstellt werden soll.
- Die Aorta wird proximal zur Arteria brachiocephalica transektiert, um den mit dem Gefäßclip geklemmten Teil zu entfernen (Abbildung 2E). Anschließend wird das Herz des Spenders in einer kältemodifizierten Herz-Lungen-Lösung von Krebs-Henseleit eingelagert, wobei ein Verfahren ähnlich wie bei der normalen Transplantation angewendet wird (Schritt 1.1.21).
- Vorbereitung des Empfängers
HINWEIS: Bevor Sie das Herz des Spenders entnehmen, schließen Sie die Vorbereitung des Empfängers ab.- Wie oben beschrieben, ist die Präparation des Empfängers ähnlich wie bei der normalen Transplantation (Schritte 1.2.1-1.2.7).
- Heterotope Herztransplantation
- Wie oben beschrieben, ähnelt die Herztransplantation des Spenders der normalen Transplantation (Schritte 1.3.1-1.3.20).
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Representative Results
In Bezug auf das normale Modell wurde nach dem Entspannen erfolgreich eine gute LV-Kontraktion festgestellt. Die Ischämiezeit des transplantierten Herzens und die Anästhesiezeit des Empfängers betrugen ca. 60 min bzw. 130 min (Tabelle 1).
Eine gute LV-Kontraktion wurde auch nach dem Entklemmen im neuen AR-Modell erzielt. Die ischämische Zeit des transplantierten Herzens und die Anästhesiezeit des Empfängers waren im AR-Modell ca. 5 min bzw. 10 min länger als die Zeiten des Normalmodells (Tabelle 2). Das AR-Modell zeigte signifikant größere LV-Dimensionen und eine dünnere LV-Wand als das normale Modell (Tabelle 3), und die postoperative Echokardiographie detektierte einen AR-Jet-Fluss im AR-Modell (Abbildung 3). Die makroskopische Untersuchung zeigte eine LV-Dilatation und eine endokardiale Verdickung (Abbildung 4), und die mit Masson Trichrome gefärbten Proben zeigten fibrotische Veränderungen im Myokard und Endokard (Abbildung 5). Im Gegensatz dazu wurden diese fibrotischen Veränderungen im Normalmodell nicht gefunden.
Abbildung 1: Chirurgische Instrumente und Materialien zur Erstellung eines Aorteninsuffizienzmodells mittels heterotoper abdominaler Herztransplantation. 1, eine modifizierte Petrischale mit einem Loch in der Mitte; 2, Zange; und 3, ein steifer Führungsdraht Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Chirurgischer Eingriff zur Erstellung des Aorteninsuffizienzmodells . (A) Die Lungenarterie des Spenders wird mit einer Potts-Schere durchtrennt. (B) Die aufsteigende Aorta des Spenders wird distal zur Arteria brachiocephalica mit einer Potts-Schere durchtrennt. (C) Das Herz des Spenders wird mit einer Zange fixiert. (D) Nachdem die aufsteigende Aorta des Spenders mit einem Gefäßclip fixiert wurde, wird die Aortenklappe mit einem steifen Führungsdraht punktiert. (E) Die Aorta wird proximal zur Arteria brachiocephalica mit einer Potts-Schere durchtrennt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Postoperative Echokardiographie für das Aorteninsuffizienzmodell. Es wurden eine linksventrikuläre Dilatation und ein schwerer Aorteninsuffizienzstrahlfluss detektiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Makroskopische Befunde des Aorteninsuffizienzmodells. Eine linksventrikuläre Dilatation und eine endokardiale Verdickung wurden bestätigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Massons Trichrom-gefärbte Mikrofotografien des Aorteninsuffizienzmodells. Es wurden fibrotische Veränderungen im Myokard und Endokard bestätigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Variablen | Zahl | Variablen | Zahl |
| Gewicht des Spenders (g) | 236.0±40.6 | PA-Anastomosenzeit (min) | 18.8±2.7 |
| Gewicht des Empfängers (g) | 294,6±43,6 | Ischämiezeit (min) | 59,7±4,8 |
| Spannzeit (min) | 48.5±3.0 | ||
| Erntezeit (min) | 16.5±2.0 | Anästhesiezeit (min) | 132,7±8,6 |
| Ao-Anastomosezeit (min) | 26.9±2.7 | Extubationszeit (min) | 39.0±19.2 |
Tabelle 1: Operative Aufzeichnungen des Normalmodells, die mittels heterotoper abdominaler Herztransplantation bei Ratten erstellt wurden (n = 19). Stetige Variablen werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. Abkürzungen: Ao = Aorta; PA = Pulmonalarterie
| Variablen | Zahl | Variablen | Zahl |
| Gewicht des Spenders (g) | 211.5±46.9 | PA-Anastomosenzeit (min) | 18.8±2.1 |
| Gewicht des Empfängers (g) | 261.2±42.0 | Ischämiezeit (min) | 65,7±7,2 |
| Spannzeit (min) | 49,3±4,9 | ||
| Erntezeit (min) | 17.3±2.2 | Anästhesiezeit (min) | 143,7±14,6 |
| Ao-Anastomosezeit (min) | 28.2±3.6 | Extubationszeit (min) | 28.0±14.5 |
Tabelle 2: Operative Aufzeichnungen des Aorteninsuffizienzmodells, das mittels heterotoper abdominaler Herztransplantation bei Ratten erstellt wurde (n = 40). Stetige Variablen werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. Abkürzungen: Ao = Aorta; PA = Pulmonalarterie
| Variablen | Normales Modell | AR-Modell | P-Wert |
| LV-Wand (mm) | 3,05±0,50 | 2.19±0.57 | 0.002 |
| LVDd (mm) | 2.23±0.55 | 4.56±2.13 | 0.003 |
| LVDs (mm) | 1,32±0,34 | 3.30±1.79 | 0.003 |
| LV-FS (%) | 40.49±9.41 | 29.06±8.24 Uhr | 0.008 |
Tabelle 3: Postoperative Echokardiographie-Daten der Normal- und AR-Modelle, die mittels heterotoper abdominaler Herztransplantation bei Ratten erstellt wurden. Stetige Variablen werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. Ein Student's t-Test wurde verwendet, um die Unterschiede zwischen den beiden Gruppen zu vergleichen (P < 0,05). Abkürzungen: AR = Aorteninsuffizienz; FS = fraktionierte Verkürzung; LV = linksventrikulär; LVDd = linksventrikulärer enddiastolischer Durchmesser; LVDs = linksventrikulärer endsystolischer Durchmesser.
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Discussion
Es wurden wichtige Schritte entdeckt, um zu verhindern, dass sich das Spenderherz während der Implantation versteift. Zunächst ist es wichtig, die Bauchaorta des Spenders vor der Entnahme zu durchtrennen, um das Herz des Spenders zu entlasten 4,7. Wenn der chirurgische Eingriff des Spenders ohne endotracheale Intubation durchgeführt wird, setzt die Atmung nach der Thorakotomie aus, wodurch der Lungenkreislauf des Spenders behindert wird. Infolgedessen wird das Herz des Spenders überlastet, was eine gute Kontraktion des Spenderherzens nach dem Abklemmen verhindert. Zweitens ist die Perfundation der Herzkranzgefäße des Spenders mit der kardioplegischen Lösung von entscheidender Bedeutung8. Daher sollte die kardioplegische Lösung in die Herzkranzgefäße perfundiert werden, indem das Ostium der aufsteigenden Aorta nach der Entnahme des Spenderherzens mit einer Pinzette abgeklemmt wird, bis die rote Farbe der Herzkranzgefäße abnimmt. Drittens ist eine topische Kühlung des Spenderherzens mit Slushed Ice und kalter normaler Kochsalzlösung notwendig. Das Herz des Spenders wird leicht warm und steif, wenn es den Darm berührt. Indem das Herz des Spenders auf einen kleinen Teller gelegt wird, kann Slushed Ice darum gelegt werden. Zusätzlich kann das Herz des Spenders während der Anastomose in kalte normale Kochsalzlösung getaucht werden. Darüber hinaus kann die Menge an Schmiereis und kalter normaler Kochsalzlösung minimiert werden, wodurch eine übermäßige Auskühlung des Empfängers verhindert wird. Darüber hinaus ist es praktisch, die Bauchaorta und die untere Hohlvene mit einer Seitenbeißzange zu klemmen7. Diese seitlich beißende Klemmzange ermöglicht das gleichzeitige Abklemmen der Äste beider Gefäße und verhindert den Rückfluss aus diesen Ästen, wodurch die Anastomose des Spenderherzens vereinfacht wird.
Experten mit langjähriger Erfahrung in der Durchführung solcher Operationen können eine heterotope abdominale Herztransplantation mit einer kurzen Ischämiezeit durchführen. Plenter et al. berichteten über eine minimale Ischämiezeit von ca. 35-45 min2. In den Händen von Niimi lag die Ischämiezeit konstant unter 35 min3. Darüber hinaus zeigten Westhofen et al., dass sich die Kalt/Warm-Ischämiezeit von 45 min/100 min auf 10 min/20 min verbesserte4. Sie führten heterotope abdominale Herztransplantationen mit Mäusen und nicht mit Ratten durch. Ihre Ischämiezeiten waren jedoch kurz. Daher erscheint es für Anfänger schwierig, das Transplantationsverfahren innerhalb dieser kurzen Ischämiezeit abzuschließen. Das Transplantationsverfahren dieser Studie zeigte eine Ischämiezeit von etwa 60 Minuten (Tabelle 1), und alle Fälle wiesen aufgrund des verstärkten Myokardschutzes eine gute LV-Kontraktion nach dem Abklemmen auf. Daher können Anfänger das Verfahren dieser Studie durchführen und eine hohe Erfolgsquote erzielen.
Dennoch sind Dutzende von Operationen für den Erfolg der heterotopen abdominalen Herztransplantation erforderlich. In dieser Studie waren 62 Operationen erforderlich, um das Transplantationsverfahren zu etablieren und eine hohe Erfolgsquote zu erzielen. Darüber hinaus muss noch bewiesen werden, ob Anfänger das Transplantationsverfahren problemlos durchführen können, indem sie sich das Video dieser Studie ansehen. Es wäre nützlich und positiv, wenn der Prozess Anfängern helfen könnte.
Darüber hinaus wurde in dieser Arbeit ein neuartiges AR-Modell bei Ratten unter Verwendung einer heterotopen abdominalen Herztransplantation und durch Schädigung der Aortenklappe des Spenders mit einem Führungsdraht nach der Entnahme des Spenderherzens etabliert. Nur zwei Studien von Shimada et al. (der Erstautor beider Studien ist Co-Autor der vorliegenden Studie) haben AR-Modelle mit heterotoper Herztransplantation bei Ratten beschrieben19,20. Bei der Generierung des AR-Modells sollten einige wichtige Aspekte beachtet werden. Zunächst ist das Werkzeug zur Punktion der Aortenklappe wichtig. Die Aortenklappe erwachsener Ratten (ca. 200 g) ist relativ robust; Daher war es in unserer Arbeit schwierig, die Aortenklappe mit einem weichen Führungsdraht zu beschädigen. Im Gegensatz dazu konnte die Aortenklappe leicht mit einer 23-G-Nadel durchstochen werden, obwohl das Risiko einer Verletzung anderer Gewebe hoch war und nur wenige Empfänger nach dem Transplantationsverfahren aufgrund von Blutungen überleben konnten. Daher wurde ein steifer Führungsdraht gewählt (Bild 1 und Bild 2). Zweitens ist es wichtig, das Herz des Spenders und die aufsteigende Aorta ruhigzustellen. Zunächst wurde die Aortenklappe punktiert, während die aufsteigende Aortenwand mit einer Mikropinzette gegriffen wurde. Es wurde jedoch häufig eine Schädigung der aufsteigenden Aortenwand aufgrund einer übermäßigen Traktion beobachtet. Daher wurden das Herz und die aufsteigende Aorta des Spenders mit einer modifizierten Petrischale mit einem Loch in der Mitte, einer Zange und einem Gefäßclip ruhiggestellt. (Abbildung 1 und Abbildung 2). Bemerkenswert ist, dass das Verletzungsrisiko der aufsteigenden Aortenwand nach Einführung dieser Methode reduziert wurde.
Das neuartige AR-Modell dieser Studie hat einige Vorteile. Erstens war es mit diesem Modell möglich, die Aortenklappe einfacher und in kürzerer Zeit zu punktieren als mit dem traditionellen AR-Modell. Die Ischämiezeit im AR-Modell war nur ca. 5 min länger als im Normalmodell (Tabelle 1 und Tabelle 2). Darüber hinaus können mit dieser Methode verschiedene Modelle mit unterschiedlichen AR-Graden hergestellt werden, indem die Anzahl der Einstiche geändert wird. Da dieses Modell nicht zur Durchblutung des Empfängers beiträgt, kann der Empfänger auch dann überleben, wenn das Herz des Spenders eine schwere AR aufweist (Abbildung 3).
Bemerkenswert ist, dass das Modell der schweren AR fibrotische Veränderungen des Myokards und des Endokards aufgrund eines starken AR-Jetflusses zeigte (Abbildung 4 und Abbildung 5). Daher kann dieses Modell zu Studien über die Pathomechanismen der Myokard- und Endokardfibrose und zur Bewertung antifibrotischer Wirkstoffe beitragen.
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Disclosures
Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Wir bedanken uns bei Editage (www.editage.com) für die englischsprachige Bearbeitung.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antisedan (atipamezole) | Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd. | ||
| Domitor (medetomidine) | Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd. | ||
| Dormicum (midazolam) | Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd. | ||
| heparin | AY Pharmaceuticals Co.,Ltd. | ||
| Jcl:Wistar rats | CLEA Japan, Inc. | ||
| microscope | Orinpas Co., Ltd. | SZ61 | |
| modified Krebs-Henseleit cardioplegic solution | Merck KGaA | ||
| sevoflurane | FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation | ||
| SURGICEL FIBRILLAR | Johnson & Johnson K.K. | ||
| Vetorphale (butorphanol) | Meiji Animal Health Co., Ltd. |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O. Jr, Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 26 (4), 223-228 (2013).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Hasegawa, T., et al. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (88), e51423 (2014).
- Weigle, C. A., et al. An immunological model for heterotopic heart and cardiac muscle cell transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e60956 (2020).
- Liu, F., Kang, S. M.
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), e51511 (2014).
- Munakata, H., et al. Aortic conduit valve model with controlled moderate aortic regurgitation in rats: A technical modification to improve short- and long-term outcome and to increase the functional results. Circulation Journal. 77 (9), 2295-2302 (2013).
- Eskesen, K., et al. Sildenafil treatment attenuates ventricular remodeling in an experimental model of aortic regurgitation. Springerplus. 4, 592 (2015).
- Plante, E., et al. Effectiveness of beta-blockade in experimental chronic aortic regurgitation. Circulation. 110 (11), 1477-1483 (2004).
- Plante, E., et al. Left ventricular response to sustained volume overload from chronic aortic valve regurgitation in rats. Journal of Cardiac Failure. 9 (2), 128-140 (2003).
- An Outline of the Act on Welfare and Management of Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.care.nagoya-u.ac.jp/statute/public/02OutlineAct.pdf (2007).
- Standards Relating to the Care and Keeping and Reducing Pain of Laboratory Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.env.go.jp/nature/dobutsu/aigo/2_data/laws/nt_h25_84_en.pdf (2013).
- Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiment. Science Council of Japan. , Available from: https://www.scj.go.jp/ja/info/kohyo/pdf/kohyo-20-k16-23.pdf (2006).
- Shimada, S., et al. Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome. Biomed Research International. 2015, 462469 (2015).
- Shimada, S., et al. Development of a vascularized heterotopic neonatal rat heart transplantation model. European Surgical Research. 57 (3-4), 240-251 (2016).
