Summary
该协议提出了一种经瞳孔视觉引导的经巩膜方法，可在有或没有视网膜变性的小鼠接受者中安全准确地输送视网膜下细胞移植物，手术并发症发生率低。
Abstract
感光细胞和视网膜色素上皮 （RPE） 细胞的移植为视网膜变性疾病提供了一种潜在的治疗方法。由于小鼠眼睛体积小，手术空间有限，因此将治疗性供体细胞移植到小鼠受体中具有挑战性。我们开发了一种具有直接经瞳孔视觉引导的经巩膜手术移植平台，以促进小鼠受体视网膜下细胞的递送。使用从富含视杆的 Rho：： EGFP 小鼠和富含视锥细胞的 OPN1LW-EGFP 收集的视网膜细胞悬液和三维视网膜片对平台进行了测试 ;NRL-/- 小鼠。活/死测定显示两种形式的供体细胞的细胞死亡率都很低。视网膜移植物成功输送到视网膜变性小鼠模型 Rd1/NS 的视网膜下空间，多模态共聚焦扫描激光检眼镜 （cSLO） 成像检测到的手术并发症最小。移植后两个月，组织学染色显示视网膜移植物在视网膜下空间中晚期成熟为“成人”视杆细胞和视锥细胞（分别通过强大的 Rho：：EGFP、S-视蛋白和 OPN1LW：EGFP 表达）。在这里，我们提供了一个手术平台，可以实现高精度的视网膜下分娩，同时降低小鼠接受者的并发症发生率。这种技术提供了精确度和相对容易的技能获取。此外，该技术不仅可以用于视网膜下细胞移植的研究，还可以用于其他眼内治疗研究，包括基因治疗。
Introduction
光感受器和视网膜色素上皮 （RPE） 细胞的移植为视网膜退行性疾病（如年龄相关性黄斑变性 （AMD）、Stargardt 病和视网膜色素变性 （RP）1,2,3,4,5,6,7 .为了补充或替换退化视网膜中患病的光感受器和RPE细胞，鉴于宿主光感受器和RPE细胞的层状解剖结构，视网膜下空间特别适合作为移植靶标。虽然 RPE 细胞视网膜下移植的外科手术在大型动物中已经成熟8、9、10 和临床试验11、12、13，但光感受器移植研究面临的挑战包括转基因大型动物模型的稀缺和对神经元移植中涉及的深入突触发生机制的了解有限等问题。 具有各种类型视网膜变性突变体的转基因小鼠模型为研究移植背景下的分子机制和指导临床前阶段有效细胞替代疗法的开发提供了有用的工具14,15,16,17,18。
与大型动物（如猪、猴）相对较大的眼睛和较小的晶状体不同，小鼠眼睛的小尺寸和大晶状体使其成为难以的手术靶点，特别是对于物理空间限制和有限的直接可视化是核心挑战的视网膜下移植。
根据注射途径，目前的方法可分为三大类。首先，在经角膜入路的情况下，针穿过角膜进入玻璃体腔，然后进入视网膜下空间19,20。使用这种方法可以成功实现视网膜下递送，但对眼前节结构（即角膜、虹膜、晶状体）的损伤是一个主要风险，可能会严重阻碍下游体内分析。其次，在经玻璃体入路的情况下，针头通过扁平入路进入玻璃体腔，然后进入视网膜下间隙21。这种方法广泛用于人类和大型动物。然而，啮齿动物存在晶状体损伤的潜在风险，因为晶状体占据了玻璃体腔的相对体积较大。值得注意的是，经角膜和经玻璃体方案都需要穿透神经视网膜才能到达视网膜下间隙，这会对宿主视网膜造成损害，并增加供体细胞通过穿透孔反流的风险。第三，在经巩膜入路22,23的情况下，针穿过硬化 - 脉络膜 - RPE复合体并直接进入视网膜下空间。这种方法减少了眼前节结构和玻璃体腔的潜在创伤。然而，如果没有直接观察宿主眼底，通常可以检测到由经视网膜穿刺、RPE 脱离和脉络膜出血引起的手术失败。
在这里，我们开发了一种经巩膜手术平台，具有直接经瞳孔视觉引导功能，用于小鼠受者的视网膜下移植。在进行移植前验证供体视网膜片和细胞悬液的活力。证实供体细胞成功递送至视网膜变性小鼠模型的视网膜下空间。仅检测到罕见的手术并发症。此外，视网膜移植物中移植的光感受器存活下来，并在移植后两个月显示出晚期成熟为“成人”视杆细胞和视锥细胞的证据。
Protocol
所有动物实验均按照美国国立卫生研究院实验动物护理和使用指南（NIH 出版物第 8023 号，1978 年修订版）和 ARVO 关于在眼科和视觉研究中使用动物的声明进行。所有程序均由约翰霍普金斯大学动物护理和使用委员会批准（批准M021M459）。
1. 动物
- 使用 Rho：：EGFP 小鼠（年龄P3-P6）作为视网膜细胞悬液的供体。
注意：该菌株是贝勒医学院 T. Wensel 博士的善意礼物。 - 使用 OPN1LW-EGFP / NRL - / - 小鼠14 （P3岁）作为视网膜片的供体。
- 使用具有免疫缺陷（任何性别）的成年视网膜变性 Rd1/NS 小鼠作为受体。
- 将所有小鼠饲养在笼子中，在12：12小时的光暗循环下，根据需要获得水和食物。
2.收集神经视网膜（图1）
注意：以下所有步骤均在无菌条件下进行。研究工具和产品的供应商信息在 材料表中提供。
- 供体小鼠准备：用过量的二氧化碳对供体小鼠实施安乐死，并通过宫颈脱位确认安乐死。
- 隔离小鼠眼球。为此，请按照以下步骤操作。
- 用微型剪刀小心地打开幼崽的眼睑，露出眼球。
- 用光滑的镊子抓住视神经，用一把镊子拉出眼球。
- 分离神经视网膜
注意：此步骤在解剖显微镜下进行。- 使用 25 G 无菌针头在角膜中心切开一个孔。
- 将角膜切成两半，将切口扩大到巩膜和 RPE，然后去除巩膜和 RPE。
- 使用微齿镊轻轻取出晶状体和玻璃体以隔离神经视网膜。
- 根据需要，继续第 3 部分准备供体视网膜悬浮液或第 4 部分准备供体视网膜片。
3.准备供体视网膜悬浮液（图1）
- 将神经视网膜在37°C的木瓜蛋白酶溶液中孵育20-30分钟，直到未检测到细胞团块。
注意：每 10 分钟轻轻移液细胞混合物 15 次。 - 按照制造商的木瓜蛋白酶解离试剂盒说明收集单细胞。
4.准备供体视网膜片（图1）
注意：此步骤遵循第 2 部分，并在解剖显微镜下进行。
- 将分离的神经视网膜杯放入装有预冷无菌PBS的35mm培养皿中。
- 使用微型剪刀将神经视网膜杯切成多个视网膜片（约 1 毫米 x 2 毫米）。
5.准备受体小鼠
- 腹膜内注射氯胺酮（100mg / kg体重）和盐酸甲苯噻嗪（20mg / kg体重）麻醉受体小鼠。
- 通过确保眨眼和疼痛反射的丧失、规律的呼吸和呼吸来确认麻醉的手术平面。
- 通过对尾部捏合或踏板反射撤出缺乏反应来评估麻醉深度。
- 在手术过程中务必重新检查麻醉深度，如果动物对疼痛有反应，请调整麻醉深度。将小鼠放在预热的手术台上以防止体温过低。
- 手术前 5 分钟用 1% （wt/vol） 托吡卡胺滴眼液扩张受体瞳孔。散瞳的良好瞳孔可以促进手术显微镜下的透瞳孔可视化。
- 用聚维酮碘对手术小鼠眼睛和周围眼部组织进行消毒，用灭菌的PBS清洗。
- 将0.5%盐酸丙美卡因涂抹在小鼠眼睛上以镇痛。
6. 视网膜移植物的视网膜下移植（图2）
注意：以下所有步骤均在无菌条件下执行。对手术工具进行高压灭菌（使用器械托盘保护工具尖端，并将柱塞从微型注射器中取出，以防止它们卡在管腔中）。研究工具和产品的供应商信息在 材料表中提供。
- 前房穿刺术：用胰岛素针将周围角膜穿透到前房，使房水被动排出，以防止移植过程中眼压 （IOP） 峰值。
注意：成功的穿刺术是通过角膜孔的房水流出的。 - 在角膜顶部滴一滴透明质酸钠和玻璃盖玻片（直径 5 毫米），以便在手术镜下对眼底进行透瞳孔观察。
- 根据实验的要求，使用齿形镊子将上眼壁或下眼壁压向经瞳孔视觉中心，从而暴露注射位点（角膜缘后 1 mm）。
- 使用显微注射针垂直穿透巩膜。
- 小心地切向旋转针方向，使巩膜-脉络膜-RPE复合体完全渗透到视网膜下空间。
- 切向插入针头以进入末端注射位点。
注意： 通过经瞳孔视觉引导验证针头斜面的完整定位。使用视网膜浅表血管作为解剖学参考，以便在视网膜下空间内准确定位针头。 - 注射视网膜移植物
注意：注射器中预装的小气泡的存在有助于验证供体细胞的视网膜下准确定位。视网膜下注射导致的眼压升高会增加供体细胞反流的风险。- 如果角膜变得浑浊24,25，这是高眼压的指标，请将针头保持在视网膜下空间至少3分钟，直到角膜清除，这表明眼压已充分降低。
注意：在极少数情况下，眼压可能需要更长的时间才能恢复正常，建议将针头保持在原位，直到角膜的清晰度恢复，即使这需要 8-10 分钟。在手术显微镜下观察，以防止视网膜结构受损。
- 如果角膜变得浑浊24,25，这是高眼压的指标，请将针头保持在视网膜下空间至少3分钟，直到角膜清除，这表明眼压已充分降低。
- 用微齿镊子抓住注射孔边缘，迅速抽出针头。
注意：视网膜下成功递送视网膜细胞悬液和片的标准分别是视网膜下空间中恒定的气泡和可见的白色片。 - 用人工泪液清洁眼睛的手术区域，必要时涂抹软膏。
- 术后给药
- 将移植的小鼠置于预热（37°C）干净的恢复笼中，并仔细监测痛苦。
- 如果发生窘迫，在手术眼上滴一滴 0.5% 盐酸丙美卡因 2-3 次。
- 在小鼠完全警觉和移动后，将小鼠放回笼子。如果小鼠难以到达食物漏斗，则将少量食物颗粒和凝胶杯放入笼子中。
注意：保持眼表湿润，直到麻醉消失，以防止白内障形成。
7. 多模态共聚焦扫描激光检眼镜（cSLO）成像
- 移植后两个月，通过腹膜内注射氯胺酮（100mg / kg体重）和盐酸甲苯噻嗪（20mg / kg体重）麻醉受体 Rd1 / NS 小鼠（n = 5）进行成像。
- 用 1% （wt/vol） 托吡卡胺滴眼液散瞳。
- 使用共聚焦扫描激光检眼镜 cSLO 系统22 执行标准的 55° 多模态成像。
- 使用 30 帧 ART 平均获得 MR 和 SD-OCT 图像。
8.组织学染色
- 制备移植的 Rd1 / NS 小鼠眼睛的冷冻载玻片，如先前报道 的那样14。
- 使用5%山羊血清和1%Triton X100在PBS中的混合物阻断并穿透移植视网膜的冷冻载玻片。
- 将样品与一抗在4°C孵育过夜，并在PBS中冲洗（5分钟，3x）。一抗包括山羊抗GFP-FITC（1：200）、兔抗恢复素（1：1000）和兔抗S-视蛋白（1：500）。
- 用二抗（山羊抗兔Cy3,1：500）孵育样品，并用DAPI复染。
注：一抗和二抗的供应商列在 材料表中。
Representative Results
视网膜移植物成功输送到视网膜下空间并在 体内存活。
我们的视网膜下移植平台在 6-8 周龄的 Rd1/NS 受体小鼠中进行了性能评估，当时它们的残余视网膜由于几乎完全的外核层 （ONL） 变性而严重变薄。鉴于视网膜的脆弱性，视锥细胞光感受器的稀缺性，以及与片状供体相比悬浮细胞的活力相对较差，富含视锥细胞的小鼠（OPN1LW-EGFP;NRL-/-）14 用作供体视网膜片的来源，富杆小鼠 （Rho：：EGFP） 用作细胞悬液的供体。使用我们的手术平台将富含视锥体的视网膜片和富含视杆的细胞悬液成功输送到所有受体小鼠的视网膜下空间，注射后立即使用经瞳孔可视化看到的视网膜下水泡和白片证实了这一点。移植后两个月，进行多模态cSLO成像以跟踪视网膜移植物在体内的状态。横断面OCT扫描显示，视网膜移植物在视网膜下空间存活，并在所有受体小鼠中重建了ONL（图3A）。红外成像在所有移植的眼睛中没有检测到明显的白内障（图3B）。在移植后两个月，通过多色反射成像在移植的视网膜（n = 1/10 只眼睛）中很少检测到其他手术并发症，包括出血（图 3C）。我们进行了组织学染色，以进一步评估视网膜移植物中光感受器的存活率和成熟程度。在移植的视网膜片中观察到大量表达OPN1LW：EGFP和S-视蛋白的视锥光感受器。同样，移植的视网膜细胞悬液在体内显示出很大比例的Rec+光感受器，包括许多Rho：：EGFP +棒（图3D）。未移植的对照小鼠表现出严重的ONL变性，残余视锥光感受器（Rec+）稀疏。在未移植的Rd1 / NS视网膜中未检测到EGFP信号（图3D）。
图 1：收集供体视网膜片和细胞悬液的示意图。示意图显示了从供体 Rho：：EGFP 小鼠收集视网膜细胞悬液和片的关键步骤。明场和荧光成像显示了从Rho：：EGFP小鼠中分离的解离细胞和解剖片的代表性图像。黄色虚线：切口边缘。请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：Rd1/NS 小鼠视网膜下移植视网膜片和细胞悬液的程序。 （A）受体小鼠制备的示意图。（B） 显示视网膜下细胞悬液和片状物的视网膜下移植的关键手术程序和相应图表。手术步骤包括：1.穿透前房;2.将透明质酸钠滴在角膜上，然后将盖玻片安装在透明质酸钠的顶部，以方便透瞳孔;3.穿透眼壁的外层（巩膜 - 脉络膜 - RPE复合体）。针的穿透角在图的右上角;4.插入注射针;5.注射移植物。代表性图像显示视网膜细胞悬液和片状物分别在两个单独的接受者中成功递送。星号：视神经头;红色箭头：视网膜血管;白色箭头：穿透针尖;白色箭头：移植的视网膜悬浮液或片状物。请点击这里查看此图的较大版本.
图 3：视网膜移植物成功递送至视网膜下空间并在体内存活。 （A） 代表性 SD-OCT 图像分别显示了两只 Rd1/NS 小鼠中移植的视网膜片和细胞悬液的视网膜下分布。收集未移植的 Rd1/NS 小鼠作为对照。感兴趣区域 （ROI） 由红外 （IR） 眼底图像上的黄点框表示。视网膜内层被指定为视网膜神经节细胞层 （RGC）、内丛状层 （IPL） 和内核层 （INL）。（B） 移植的 Rd1/NS 小鼠的代表性红外 （IR） 图像显示，通过散瞳的瞳孔没有白内障。（C） 移植和非移植 Rd1/NS 眼的代表性多色反射 （MR） 图像。移植的眼睛没有明显的手术并发症，包括出血。（D） 移植（片状和悬浮液）和非移植（对照）Rd1/NS 小鼠的免疫组织化学 （IHC） 染色。数据显示，在移植后两个月，许多移植的光感受器表达了光感受器 （Rec）、视杆细胞 （Rho：：EGFP）、L/M 视锥细胞 （OPN1LW：EGFP） 和 S 视锥细胞 （S-视蛋白） 的特异性标志物。受体视网膜层通过DAPI染色（蓝色）鉴定。通过EGFP报告基因（绿色）鉴定视网膜移植物。未移植的小鼠视网膜表现出严重的ONL变性，残余视锥光感受器（Rec+）稀疏。在未移植的 Rd1/NS 视网膜中未检测到 EGFP 信号。放大的图像显示在右侧的两个面板上。缩写：RGC：视网膜神经节细胞层;INL：内核层。ONL：外核层。请点击这里查看此图的较大版本.
Discussion
由于小鼠眼睛的尺寸很小，小鼠的视网膜下移植在技术上具有挑战性。在这项研究中，我们开发了一种简单且可重复的小鼠受者视网膜下移植平台。该平台允许在供体活力保护、视网膜下成功分娩方面保持一致性，并确保低并发症发生率。
这里描述的视网膜下移植技术是基于经巩膜途径开发的，其中注射针穿透眼壁的外层（巩膜-脉络膜-RPE 复合体）。与经角膜19、20 和经玻璃体21、26、27 入路相比，经巩膜入路直接进入视网膜下间隙，无需穿透眼前节结构和神经视网膜，从而实现无害移植并降低供体细胞通过穿透孔反流的风险。经巩膜入路的一个挑战是确保针尖在到达末端分娩部位之前沿视网膜下间隙传播，同时避免对相邻的 RPE 和脉络膜层的潜在干扰。在没有直接视觉指导的情况下，通过传统的经巩膜方法实现这些目标是具有挑战性的 28,29。在这项研究中，我们开发了一种使用手术显微镜和视网膜外部照明的经瞳孔视觉引导平台，以促进小鼠模型中的视网膜下移植。该平台允许操作员通过在手术显微镜下提供受体眼底的实时可视化来跟踪手术过程和接受者的视网膜状况。例如，巩膜-脉络膜-RPE 复合体的成功穿透可以通过经瞳孔可视化对针尖的相对明亮的反射率进行简单的验证。重要的是，在透瞳孔可视化的引导下，操作者可以根据针头与受体视网膜（例如视网膜血管和视神经头）中解剖结构之间的相对位置，精确地调节注射的角度和深度。此外，使用这种技术对材料的准确管理可以最大限度地减少 RPE、脉络膜创伤和其他手术并发症。事实上，我们发现，在经瞳孔可视化的帮助下，通过避免在视网膜血管附近进行操作，可以最大限度地减少出血。
供体细胞反流是注射后手术失败的主要原因29,30。促进供体细胞反流涉及多种因素。注射供体细胞混合物引起的受体眼高眼压（IOP）是促进细胞回流出眼的重要因素。我们的方案在手术开始时通过前房穿透来降低接受者的眼压，并使眼压在从玻璃体腔中拔出玻璃体针之前通过房水流出自发降低。第二个因素是接受者眼中未密封的注射通道。为了防止移植物回流通过注射隧道，我们使用小尺寸的微注射针（34G）在穿透眼壁时形成自密封隧道，并在拔出针头时使用齿形微镊子来固定外部隧道开口的边缘。在传统移植中，反流移植物几乎无法检测到，因为它们可能迅速发生或迅速消散。透明质酸钠在应用盖玻片时，几乎总是从角膜上滑落，覆盖大部分角膜缘和巩膜，包括硬化切开术部位。细胞注射后，硬化切开部位的透明质酸钠可以帮助减缓反流内容物（如果有）的大量流动，并有助于在手术显微镜下目视可检测到它们。此外，也可以通过使用我们的协议追踪视网膜下细胞悬液的稳定性和视网膜片的眼内位置来验证是否存在反流，这对于光学相干断层扫描 （OCT） 不可用的实验室很有用。
虽然大量感光细胞在移植的视网膜片中存活下来，但无法检测到可辨别的细胞取向或片状取向。尽管已经确定向大型动物递送 3D 视网膜片 26,31,32，但小鼠的视网膜下空间，加上术中视网膜成像能力的缺乏，使得确保在术中以及术后立即维持片状取向非常具有挑战性，在此期间，移植的细胞或片可能变得不稳定，因为小鼠恢复行走。
我们描述了一种经巩膜手术平台，具有直接经瞳孔视觉引导，用于小鼠受者的视网膜下移植。该平台可实现高精度注射和低手术并发症发生率。该平台能够精确递送已知剂量的细胞，相对容易学习，除了视网膜内或玻璃体内注射外，还有助于视网膜下递送，用于不同类型的治疗药物，包括基因治疗。
Disclosures
MSS是Revision Therapeutics、Johnson & Johnson、Third Rock Ventures、Bayer Healthcare、Novartis Pharmaceuticals、W. L. Gore & Associates、Deerfield、Trinity Partners、Kala Pharmaceuticals和Acucela的付费顾问。MSS获得拜耳赞助的研究支持。这些安排已由约翰霍普金斯大学根据其利益冲突政策进行审查和批准。KVL被科罗拉多大学列为专利申请的发明人。MSS和YVL被列为约翰霍普金斯大学专利申请的发明人。
Acknowledgments
这项工作由以下资金资助：NEI R01EY033103 （MSS）、抗盲基金会 （MSS）、舒尔斯基基金会 （MSS）、约瑟夫·阿尔伯特·赫基米安基金 （MSS）、朱丽叶 RP 视力基金会 （YVL）、预防失明研究（无限制赠款给约翰霍普金斯大学威尔默眼科研究所和贝勒医学院卡伦眼科研究所）。我们感谢 Malia Edwards 博士（约翰霍普金斯大学医学院）慷慨地提供显微镜培训。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Artificial tears | CareAll | P31447-04 | |
| Coverslips (5mm in diameter) | Deckglaser | N/A | |
| Goat anti-GFP (FITC) | Abcam | Ab6662 | |
| Goat-anti-rabbit Cy3 | Invitrogen | A10520 | |
| Insulin syringe (30G) | Easy Touch | 08496-3015-11 | |
| Ketamine | VETone Zetamine | AH2017J | |
| Live Dead Viability Kit | Thermo Fisher Scientific | L3224 | |
| Micro scissor | Harvard Apparatus | 72-8503 | |
| Micro smooth forceps | ASICO | AE-4360 | |
| Micro toothed forceps | World Precision Instruments | 555041FT | |
| Microinjection needle (26G) | Hamilton | 7804-03 | |
| Microinjection needle (34G) | Hamilton | 207434 | |
| Microinjection syringe | Hamilton | 7633-01 | |
| Papain dissociation kit | Worthington Biochemical | LK003150 | |
| Petri-dish (35 mm) | Thermo Fisher Scientific | FB012920 | |
| Povidone-iodine (10%) | Betadine Solution | N/A | |
| Proparacaine Hydrochloride (0.5%) | Keeler | AX0500 | |
| Rabbit anti-recoverin | Millipore | Ab5585 | |
| Rabbit anti-S-opsin | Millipore | Ab5407 | |
| Sodium hyaluronate | Johnson & Johnson Vision | 10-2400-11 | |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 2PC | |
| Sterile needle (25G) | BD PrecisionGlide Needle | 305122 | |
| Sterile towel drapes | Dynarex | 4410 | |
| Surgical materials/reagents | |||
| Tropicamide ophthalmic solution | Henry Schein | 112-7192 | |
| Xylazine | AnaSed Injection | N/A |
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