Summary
Den murina intrapulmonella trakealtransplantationsmodellen (IPTT) är värdefull för att studera obliterativ luftvägssjukdom (OAD) efter lungtransplantation. Den ger insikter i lungspecifikt immunologiskt och angiogent beteende vid luftvägsutplåning efter allotransplantation med hög reproducerbarhet. Här beskriver vi IPTT-proceduren och dess förväntade resultat.
Abstract
Intrapulmonell trakealtransplantation (IPTT) används som modell för obliterativ luftvägssjukdom (OAD) efter lungtransplantation. Denna modell, som ursprungligen rapporterades av vårt team, har fått användning i studien av OAD på grund av dess höga tekniska reproducerbarhet och lämplighet för att undersöka immunologiska beteenden och terapeutiska interventioner.
I IPTT-modellen förs ett trakealtransplantat från gnagare direkt in i mottagarens lunga genom lungsäcken. Denna modell skiljer sig från den heterotopiska trakealtransplantationsmodellen (HTT), där transplantat transplanteras till subkutana eller omentala platser, och från den ortotopiska trakealtransplantationsmodellen (OTT) där donatorns luftstrupe ersätter mottagarens luftstrupe.
En framgångsrik implementering av IPTT-modellen kräver avancerade anestesi- och kirurgiska färdigheter. Anestesifärdigheter inkluderar endotrakeal intubation av mottagaren, inställning av lämpliga ventilationsparametrar och lämpligt tidsinställd extubation efter återhämtning från anestesi. Kirurgiska färdigheter är avgörande för exakt transplantatplacering i lungan och för att säkerställa effektiv försegling av den viscerala lungsäcken för att förhindra luftläckage och blödning. I allmänhet tar inlärningsprocessen cirka 2 månader.
Till skillnad från HTT- och OTT-modellerna utvecklar allograftluftvägen i IPTT-modellen luftvägsutplåning i den relevanta lungmikromiljön. Detta gör det möjligt för forskare att studera lungspecifika immunologiska och angiogena processer som är involverade i luftvägsutplåning efter lungtransplantation. Dessutom är denna modell också unik genom att den uppvisar tertiära lymfoida organ (TLO), som också ses i humana lungtransplantat. TLO:er består av T- och B-cellspopulationer och kännetecknas av närvaron av höga endotelvenoler som styr rekryteringen av immunceller; Därför kommer de sannolikt att spela en avgörande roll för acceptans och avstötning av transplantat. Vi drar slutsatsen att IPTT-modellen är ett användbart verktyg för att studera intrapulmonella immun- och profibrotiska vägar som är involverade i utvecklingen av luftvägsutplåning i lungtransplantationstransplantatet.
Introduction
Lungtransplantation har etablerats som en effektiv behandling för patienter med luftvägssjukdomar i slutstadiet. Medianöverlevnaden för patienter som genomgått lungtransplantation är dock endast cirka 6 år, och utvecklingen av obliterativ bronkiolit (OB), en typ av obstruktiv luftvägssjukdom (OAD), är en vanlig dödsorsak efter det första året efter transplantationen1.
Flera djurmodeller har använts för att undersöka mekanismen bakom OAD. En sådan modell är den heterotopiska trakealtransplantationen (HTT) modell2. I denna modell implanteras trakealtransplantat i mottagarens subkutana vävnad eller omentum. Ischemi-inducerad förlust av trakealtransplantepitelceller förekommer, följt av alloreaktiv lymfocytinfiltration och apoptos av donatorepitelceller. Fibroblaster och myofibroblaster vandrar runt i luftstrupen och producerar en extracellulär matris. Slutligen sker fullständig fibrös utplåning av luftväglumen. HTT-modellen är tekniskt enkel, ger en in vivo-miljö och erbjuder hög reproducerbarhet.
En annan modell för att studera OAD är den ortotopiska trakealtransplantationsmodellen (OTT) på råtta, där trakealtransplantat placeras in i mottagarens luftstrupe för att upprätthålla fysiologiskventilation. I denna modell resulterar ischemi-inducerad utarmning av donatorepitelceller i att de ersätts av mottagarepitelceller i luftstrupen, vilket bildar en fri luftväg åtföljd av måttlig fibros. Även om dessa modeller har bidragit till förståelsen av luftvägsutplåning efter lungtransplantation, har de begränsningar när det gäller rekapitulation av lungparenkymala mikromiljön.
Vår forskargrupp introducerade modellen för intrapulmonell trakealtransplantation på råtta (IPTT), där trakealtransplantat implanteras i mottagarlungan4 (Figur 1). IPTT-modellen uppvisar fibrös utplåning av luftvägslumen som sker i lungans mikromiljö. Dessutom har det framgångsrikt tillämpats på möss som är tekniskt mer utmanande än råtta IPTT 5,6,7,8,9,10. Denna anpassning av den murina IPTT-modellen gjorde det möjligt för oss att fördjupa oss i de intrikata detaljerna i den lungimmunologiska miljön vid OAD efter lungtransplantation med hjälp av transgena möss.
IPTT-modellen har några unika egenskaper. En är neoangiogenes, som underlättas av lungcirkulationen och spelar en avgörande roll vid luftvägsutplåning. Dessutom uppvisar IPTT-modellen lymfoida aggregat, av vilka några har höga endotelvenoler som uttrycker perifera nodadresser, vilket indikerar att de är tertiära lymfoida organ (TLO)7,8. TLO:er liknar lymfkörtlar och består av T-celler, B-celler och ofta ett germinalt centrum tillsammans med follikulära dendritiska celler11,12. TLO:er har rapporterats vid olika kroniska inflammatoriska sjukdomar, inklusive luftvägsobliteration, vilket gör IPTT-modellen lämplig för att undersöka TLO:s roll i luftvägsutplåning 7,8,11,12,13. Denna artikel presenterar metodiken för den murina IPTT-modellen, med målet att göra forskare bekanta med denna modell och underlätta ytterligare undersökningar av luftvägsutplåning efter lungtransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djur behandlades i enlighet med de riktlinjer som fastställts av Canadian Council on Animal Care i Guide to the Care and Use of Experimental Animals. Det experimentella protokollet godkändes av Animal Care Committee vid Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network.
1. Donatorkirurgi
OBS: BALB/c-möss används som exempel på donatorer för experimentet. Alla ingrepp måste utföras med steril teknik.
- Anteckna vikten på varje mus före proceduren.
- Avliva musen med hjälp av en CO2 - kammare.
- När döden har bekräftats, placera musen i ryggläge och fäst lemmarna med tejp.
- Förbered operationsområdet genom att sterilisera det med 70 % isopropylalkohol.
OBS: Om det behövs och enligt rekommendationer från den lokala djuretiska kommittén, klipp pälsen från snittstället. - Gör ett snitt i mitten av huden, med början från mitten av buken och sträcker sig till den främre halsregionen.
- Kom åt luftstrupen genom att försiktigt dra tillbaka fettkuddarna, flytta bandmusklerna i sidled och separera luftstrupen från omgivande bindväv. Använd pincett för att skapa utrymme mellan luftstrupen och matstrupen.
- Lyft xiphoid och skär av membranet.
- Höj bröstbenet och se till att det finns en fri väg från bröstbenet till halsregionen genom att sätta in en hemostat. Kläm fast bröstkorgen på båda sidor och skär genom bröstbenet och sträck dig upp genom nackmusklerna.
- Ta bort brässen och eventuellt fett eller muskler som blockerar luftstrupen för att exponera trakealförgreningen.
- Skär av både huvudbronkerna och separera försiktigt luftvägarna från matstrupen.
- Klipp av struphuvudet och ta bort det.
- Spraya den dissekerade luftstrupen med steril koksaltlösning eller konserveringslösning med steril gasväv indränkt i steril koksaltlösning eller konserveringslösning och lägg den på is för att bevara dess livsduglighet.
2. Kirurgi av mottagaren
OBS: C57BL/6-möss används som ett exempel på mottagare för experimentet.
- Administrera buprenorfin med fördröjd frisättning subkutant i en dos på 1 mg/kg på operationsdagens morgon.
- Inducera anestesi i en induktionskammare med 5 % isofluran.
- När musen är lätt sövd, injicera intraperitonealt en cocktail bestående av (0,1 mg/g) xylazin och (0,01 mg/g) ketamin.
- Sätt tillbaka musen i induktionskammaren med 2-3 % isofluran bibehållet.
- Raka pälsen på operationsstället. Administrera också bupivakain subkutant längs det planerade inicionstället i en dos på 7 mg/kg.
- Bekräfta frånvaron av reflexrespons på ett tånyp före orotrakeal intubation. Intubera musen orotrakealt med en 20 G intravenös kateter och anslut den till en ventilator med en tidalvolym på 500 μL, en andningsfrekvens på 120 slag per minut, 100 % syrgas och 2 % isofluran. Använd ett stativ med en klämma applicerad på tungan, håll djuret i vertikalt läge med halsen utsträckt, för att underlätta denna procedur.
- Aktivera en värmedyna och placera musen i höger sidoläge ovanpå dynan, med huvudet bort från kirurgen och svansen vänd mot kirurgen (Figur 2). Fäst lemmarna med tejp. Lägg veterinärsalva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
- Skrubba operationsområdet med 7,5 % povidonjod, sterilisera med 70 % isopropylalkohol och skrubba igen med 10 % povidonjod. Applicera sterila operationsskynken för att täcka operationsområdet.
- Ladda donerade luftstrupen i en 16 G intravenös kateter under denna tid (Figur 3C,D).
- Använd skalpell för att göra ett snitt i mottagarens hud och bränna muskeln och bindväven.
- Öppna det femte eller sjätte interkostala utrymmet och håll bröstkorgen öppen med två upprullningsdon.
- Dissekera det nedre lungligamentet med hjälp av bomullspinnar och saxar.
- Simulera skapandet av vägen för donatorns luftstrupe (Figur 3G,H).
- Säkra ventilatorns utloppsslang genom att delvis täppa till den med en trevägskran för att underlätta uppblåsning av vänster lunga.
- Skapa en väg genom att punktera vänster lunga med en 20 G nål. Se till att punktionsdjupet är ungefär lika långt som trakealtransplantatets längd. Välj punkteringsstället vid lungans kant (som visas i figur 3I) och se till att vägen löper parallellt med bordsskivan (som markeras med en blå cirkel i figur 3J).
OBS: En uppåtgående insättningsvinkel kommer att resultera i penetration av pleuraskiktet, medan en djupare vinkel kan leda till blödning från större kärl (som markeras med röda kryss i figur 3J). - För in den intravenösa katetern på 16 G i vänster lunga och extrudera donerad luftstrupe i vänster lunga. Efter införande av trakealtransplantatet släpps trevägskranen för att tillåta obehindrat utandningsflöde genom utflödesröret.
- Stäng pleurainjektionsstället med en klämma (Figur 3K,L). Placera klämman exakt på punkteringsstället, med dess kant i linje med konturen av lungans kant (indikeras av den blå cirkeln i figur 3L).
OBS: En felaktig placering för klippstället kan resultera i ineffektiv tätning och luftläckage, medan otillräckligt klämdjup kan leda till att klämman lossnar efter operationen (som visas av de röda kryssen i figur 3L). - Fyll brösthålan med koksaltlösning och absorbera koksaltlösningen med en gasbinda.
- Blås upp vänster lunga igen och stäng revbenen med hjälp av en löpande suturteknik.
- Stäng muskeln och huden med avbrutna suturer.
- Administrera meloxikam smärtstillande medel subkutant i en dos på 5 mg/kg i slutet av operationen.
- Observera mottagarmusen tills den är vaken. Ta sedan bort trakealtuben och placera mottagarmusen i en bur.
OBS: Mottagarmöss bör hållas individuellt. - Administrera meloxikam (5 mg/kg) en gång dagligen via subkutan injektion, med början 24 timmar efter operationen och fortsätt i 3 dagar postoperativt.
3. Insamling av prover från mottagarmöss
- Inducera anestesi i en induktionskammare med 5 % isofluran.
- Bekräfta frånvaron av reflexrespons på tånypningen före orotrakeal intubation. Intubationsmetoden och respiratorns inställning är densamma som vid mottagarkirurgi.
- Placera musen i ryggläge och säkra lemmarna.
- Förbered operationsområdet genom att sterilisera det med 70 % isopropylalkohol.
- Gör ett snitt i mitten av huden, med början från mitten av buken och sträcker sig till den främre halsregionen.
- Avlägsna musen via den nedre hålvenen med en 1 ml spruta kopplad till en 25 G nål, vilket resulterar i avlivning.
- Öppna bröstkorgen och kom åt luftstrupen på samma sätt som en donatormus. Knyt luftstrupen runt intubationsröret med 7-0 silke.
- Ta bort brässen, fettet och musklerna för att exponera hjärtat.
- Skär av vänster förmak, höger förmak och nedre hålven. Spruta lungorna med 3 ml steril koksaltlösning via höger kammare.
- För histologisk analys, blås upp lungorna med 10 % formalin via en intubationsslang.
- Extubera ventilationsröret och bind av luftstrupen med 7-0 silke.
- Dela struphuvudet och matstrupen. Dra dem i en sämre riktning och dra sedan ut hjärt- och lungblockaden och placera den i 10 % formalin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Baserat på vår erfarenhet kräver kunskaper i denna modell vanligtvis cirka 2 månaders utbildning. När skickligheten har uppnåtts tar donatorprocedurerna vanligtvis 15 minuter, medan mottagarprocedurerna tar cirka 30 minuter. Den förväntade dödligheten för en utbildad operatör är 0 %.
I figur 4A uppvisar ett trakealtransplantat fullständig obstruktion med fibroblastisk vävnad och epitelcellerna är synligt förstörda. Omvänt, i figur 4B, förblir ett trakealisograft patenterat, och epitelcellerna bevaras.
Figur 5 illustrerar en lunga i vilken trakealtransplantatet har transplanterats, och visar förekomsten av lymfoida aggregat.
Figur 1: Diagram över musmodellen för intrapulmonell trakealtransplantation i murina organ. Ett trakealtransplantat extraheras från en donatormus. Trakealtransplantatet laddas i en kateter. Trakealtransplantatet transplanteras till lungan hos en mottagare. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Mottagarens position under operationen. Musen placeras i ett höger lateralt tryckläge. Mottagarmusens huvud är orienterat bort från kirurgen och svansen är vänd mot kirurgen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Kateter för trakealinsättning och illustration av riktningen för införandet av trakealtransplantatet. (A) Katetern för trakealinsättning. Den yttre katetern har en vass spets (vänster), medan den inre katetern har en trubbig spets (höger). (B) Kombination av yttre och inre katetrar. Den inre katetern sticker ut något från den yttre katetern. (C,D) Laddning av donerade luftstrupen i katetern. Den röda parentesen indikerar trakealtransplantatet. E) Trakealtransplantat inuti katetern. Den röda parentesen indikerar trakealtransplantatet. (F) Extrudering av det inre trakealtransplantatet med hjälp av den inre katetern som en "pusher". Den röda parentesen indikerar trakealtransplantatet. (G, H) Simulering av riktningen för placering av trakealtransplantatet. (I,J) Skapa vägen med hjälp av en 22 G-nål. Djupet bör nära motsvara längden på ett trakealtransplantat. Nålens riktning ska vara motsatt från kirurgen och parallell med bordsskivan. Det korrekta punkteringsstället markeras med den röda punkten. Lämplig insättningsvinkel indikeras av den blå cirkeln. Felaktiga vinklar indikeras med röda kryss. (K,L) Stängning av pleurainjektionsstället med en klämma. Svarta linjer representerar klipp. Röd punkt representerar punkteringsstället. Den blå cirkeln anger rätt urklippspunkt. Röda kryss indikerar felaktiga urklippspunkter. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Histopatologi 28 dagar efter lungtransplantation. (A) H&E (vänster) och Massons Trichrome (höger) färgade bilder av ett trakealtransplantat (donator: BALB/c, mottagare: C57BL/6). Allograftets lumen är ockluderad med kollagen och fibrös vävnad som färgats blå av Massons Trichrome (svart pilspets). Dessutom har epitelcellerna förlorats (blå pilspetsar). (B) H&E (vänster) och Massons Trichrome (höger) färgade bilder av ett trakealisograft. Till skillnad från allograftet förblir isograftets lumen (donator, mottagare: C57BL/6) öppen och epitelcellerna bevaras. Färgad vävnad är slem. Skalstreck = 500 μm. Förkortning: H&E = hematoxylin och eosin. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Lymfoida aggregat i lungan med det transplanterade trakealtransplantatet. (A) H&E-färgad bild av en lunga med ett transplanterat trakealtransplantat in situ. Lymfoida aggregat (svarta pilar) observeras i lungvävnaden. Skalstreck = 500 μm. (B) Immunofluorescensbild av ett lymfoidt aggregat, som visar närvaron av B-cell (B220, röd), T-cell (CD3, grön) och kärnor (DAPI, blå). Skalstapel = 100 μm. Förkortningar: H&E = hematoxylin och eosin; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den murina IPTT-proceduren innehåller kritiska steg. När det gäller anestesi är det första avgörande steget endotrakeal intubation. Det är viktigt att hålla musen i lämplig höjd med benen på bordet för att visualisera stämbanden och underlätta omedelbar intubation. Dessutom är noggrann justering av andningsvolymen och det positiva slutexpiratoriska trycket (PEEP) nödvändigt. Vanligtvis räcker det med en andningsvolym på 500 μL och en PEEP på 2cmH2O för möss som väger 25-30 g. Möss med större mottagare kan dock uppleva "hicka"-episoder, vilket tyder på syrebrist. I sådana fall kan det vara nödvändigt att öka andningsvolymen, PEEP, och tillfälligt klämma fast utandningsslangen för att rekrytera lungan. Om hicka kvarstår bör luftrörets djup justeras. Slutligen är tidpunkten för trakealtubextubation kritisk, och bekräftelse av mottagarens andningsfrekvens är avgörande för att säkerställa tillräcklig återhämtning. Underlåtenhet att göra detta kan leda till postextubationsdödlighet.
När det gäller det kirurgiska ingreppet är det avgörande att den transplanterade luftstrupen placeras korrekt. Det är nödvändigt att simulera lämplig nålriktning för att korrekt positionera trakealtransplantatet (Figur 3G). Om vägen är för grund kan trakealtransplantatet tränga in i lungsäcken, medan om det förs in för djupt kan det leda till perforering av lungkärl och allvarlig blödning. Ett annat viktigt steg är att säkerställa korrekt försegling av insättningspunkten genom att säkert fixera pleurasnittet i vilket trakealtransplantatet sattes in med en klämma av rostfritt stål (Figur 3H). Otillräcklig tätning kan orsaka luftläckage, vilket kan leda till att mottagaren dör efter att bröstkorgen stängts.
Även om IPTT-modellen erbjuder vissa fördelar, såsom relativ enkelhet, hög reproducerbarhet och en immunologisk miljö som liknar den som ses vid lungtransplantation, har den vissa begränsningar. Trakealtransplantat i IPTT-modellen skiljer sig från den kliniska situationen, där OB förekommer i de små luftvägarna. Dessutom, i denna stora histokompatibilitetskomplex (MHC) mismatch IPTT-modell, är trakealallograftet helt ockluderat med fibroblastisk vävnad, vilket står i kontrast till klinisk OAD där fibroblastisk vävnadsocklusion vanligtvis är partiell. För att lösa detta problem kan en annan stamkombination (mindre eller annan större missmatchning) användas för IPTT (beroende på den avsedda studien), eftersom det kan resultera i ett mildare alloimmunt svar och mildare fibroblastisk vävnadsoklusion jämfört med BALB/c-till-C57BL/6-kombinationen. Vi känner inte till några publicerade studier som undersöker olika stamkombinationer, så denna möjlighet skulle behöva testas empiriskt.
Slutligen är det ett icke-vaskulariserat transplantat, liknande HTT- och OTT-modellerna. För att ta itu med denna begränsning kan ortotopisk lungtransplantation (OLT) användas14. Utvecklingen av OAD-liknande patologi har dock varierat i musens OLT-modell 15,16,17. Med tanke på IPTT-modellens relativa enkelhet och reproducerbarhet jämfört med OLT är det fortfarande en rimlig modell för att studera mekanismerna för transplantationsrelaterad OAD. Sammanfattningsvis fungerar IPTT-modellen som en användbar forskningsmodell för att studera intrapulmonella immun- och profibrotiska vägar som är involverade i utvecklingen av luftvägsutplåning efter lungtransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna till detta manuskript har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Författarna vill tacka Jerome Valero för redigeringen av detta manuskript. Figur 1 och figur 3I,J,L skapades med BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
