Manuel Restraint og fælles Compound administrationsveje hos mus og rotter

Biology
 

Summary

Arbejde sikkert og humant med forskningsinstitutioner gnavere kræver en kernekompetence i håndtering og tilbageholdenhed metoder. Denne artikel præsenterer de grundlæggende principper, der er nødvendige for sikkert at håndtere og effektivt at indgive forbindelserne til mus og rotter.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

At være i stand til sikkert og effektivt begrænse mus og rotter er en vigtig del af at udføre forskning. Arbejde trygt og humant med mus og rotter kræver en grundlæggende kompetence i håndtering og tilbageholdenhed metoder. Denne artikel vil præsentere de grundlæggende principper, der er nødvendige for sikkert at håndtere dyr. Én hånd, to hænder, og tilbageholdenhed med specialdesignede fastholdelsesanordninger objekter vil blive illustreret. Ofte en anden del af forskningen eller testning brug af dyr er den effektive administration af forbindelser til mus og rotter. Selv om der er et stort antal mulige indgivelsesveje (kun begrænset af størrelse og organer af dyret), er de fleste ikke anvendes regelmæssigt inden for forskning. Videoen vil illustrere flere af de mere almindelige veje, herunder intravenøs, intramuskulær, subkutan og oral sondeernæring. Målet med denne artikel er at eksponere en seer uvant med disse teknikker til grundlæggende tilbageholdenhed og stof administrationsveje. Denne videoerstatter ikke krævede hands-on træning på dit anlæg, men er beregnet til at forøge og supplere denne uddannelse.

Protocol

1. Sikker Restraint og skånsom håndtering af dyr er en vigtig del af Experimental Procedures

  1. Denne video er designet til at være et supplement til hands-on træning fra institution.
  2. Altid være sikker på, at IACUC eller etiske udvalg godkendelse er på plads, før du begynder enhver eksperimentel procedure.
  3. Hver person, der arbejder på en protokol bør kende detaljerne i procedurer, der godkendes for det pågældende protokol, og alle andre, som de arbejder.
  4. Kør til gnaver med tillid og håndtere dyrene forsigtigt, men fast. Både for-hårdhændet håndtering og forsigtige tilgange kan resultere i bid eller ridser på den, der håndterer eller skader på dyret.
  5. Ved håndtering af dyr, er der altid mulighed for utilsigtet udsætning eller dyret bliver droppet. De fleste af disse manipulationer er bedst udføres over en arbejdsflade, således at, hvis dyret tabes eller udslip, er det ikke såret, og kan let genbeskattet. Følg din instituinstitutionelle politikker vedrørende dyr, der kommer i kontakt med gulvet.
  6. Aldrig håndtere dyr ved spidsen af ​​halen, da dette kan resultere i en degloving skade af halen. Vær især forsigtig med store rotter eller gravide mus. Brug altid den anden hånd til at støtte kroppen, mens du løfter i halen.
  7. Skarpe nåle fungerer bedst, når der gives injektioner. Selv om kanyler til laboratorie gnavere undertiden anvendes til flere injektioner, er det ikke anbefales til en række årsager, mindst som er, at den lille måler ofte betyder, at nålene dull hurtigt.
  8. Bliver bidt eller ridset er altid en mulighed, når man arbejder med dyr. Hvis der arbejdes med et stof eller et smitstof, der kan forårsage skader på mennesker, tage ekstra forholdsregler, så manipulere dyr eller agenter i stinkskabe eller biosikkerhed frysere.
  9. Blide tilgange og akklimatisering til håndtering, inden du forsøger en procedure kan betale sig i dyr, der er mindre stressede af håndtering.
  10. Praksis tilbageholdenhed, før du forsøger sammensatte administration, og praksis indgivelse af stoffer til at styre dyrene før forsøgsdyr.
  11. Øve disse teknikker regelmæssigt instills tillid og tillid resulterer i bedre håndtering, mindre stressede dyr og bedre videnskabelige resultater.
  12. Med enhver håndtering teknik, hvis dyret er genstridige prøve en anden teknik. Dyret (og handler), kan også drage fordel af at sætte dyret tilbage i buret og prøver igen senere.

2. Manuel Restraint

  1. Enhåndsbetjening mus tilbageholdenhed
    1. Løfte en mus ved haleroden og placere den på buret låget, wire bar cage top eller en lignende ru overflade.
      1. Én hånd mus tilbageholdenhed udføres normalt med den ikke-dominerende hånd, så den dominerende hånd fri til anvendelse.
      2. En alternativ metode gør det muligt for teknikeren at bruge deres lab coat eller ensartet ærme dækker underarmen at positioneredyr forud for tilbageholdenhed.
    2. Putte den haleroden mellem den 3. og 4. finger, mens forsigtigt at trække tilbage på halen. Dette vil medføre musen at gribe overfladen med alle fire poter og trækkes fremad.
      1. Fatter ikke mus ved spidsen af ​​halen, især hvis suspendere hele deres kropsvægt ved deres hale. Dette kan forårsage en degloving skade, hvor huden af ​​halen glide ud.
    3. Dernæst fast greb musen fra kraven med den samme hånd, der holder halen. Gribe med pegefingeren og tommelfingeren nær bunden af ​​hovedet og udvide greb ned musens ryg ved at inkorporere den midterste og ringfinger.
      1. Vær sikker på at anvende lige nok pres, eller fasthed, på huden rundt om halsen for at forhindre mus i at dreje eller vride ud af tilbageholdenhed, men ikke trække huden så stramt, at dyret ikke kan ånde.
      2. Styring af hovedet er afgørende. Hvismusen kan bevæge sit hoved, kan det nå førerens fingre og kan bide. Dette kan forekomme, når nybegyndere håndterer fat i musen for langt ned ad ryggen, snarere end lige bag kraniet.
  2. Mus tilbageholdenhed to-hånds
    1. Løfte en mus ved haleroden og sted på buret låget, wire bar låget eller ru overflade.
      1. En alternativ fremgangsmåde giver teknikeren at bruge deres lab coat eller ensartet muffe dækker underarmen at placere dyret inden tilbageholdenhed.
    2. Træk forsigtigt bagud på halen og musen vil forstå overfladen med fire poter og træk fremad.
    3. Next, med derimod hurtigt og godt fast musen ved nakkeskindet (se én hånd tilbageholdenhed ovenfor).
    4. Med halen i den ene hånd og kraven i den anden, løfte musen og putte det haleroden mellem håndfladen og den 3. eller 4. finger på den hånd holder kraven.
      1. Som med den ene hånd metode, gribe fast i kraven for at forhindre mus i at vride eller dreje uden at gribe så fast, at dyret ikke kan ånde.
      2. Hvis musen er modstandsdygtig over for scruffing, kan blidt tryk på musens ryg lade hånden til at gå op for et bedre greb.
  3. Rat tilbageholdenhed; scruffing
    1. Rat scruffing udføres generelt med to hænder, og kun i mindre rotter. Det er ikke en almindeligt anvendt teknik, da rotter er mindre accepterende over scruffing end mus, men det er nyttigt i nogle blodprøvetagningssæt situationer.
    2. Fat rotten i halen med den ikke-dominerende hånd og trække let bagud på en ru overflade (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. Være omhyggelig med at forstå nær haleroden, som rottens hale hud kan falde af, hvis gribes nær spidsen.
    3. Holde halen fast i hånden og nærmer kraven af ​​rotten bagfra.
      1. For brinle, hvis rottens hale er i handlere 'venstre hånd, ikke nærme rotten fra næsen til kraven det med højre hånd. I stedet nå over venstre hånd, og nærme sig Scruff bagfra.
    4. Tryk forsigtigt til bagsiden af ​​rotte over skulderbladene, fat derefter kraven tæt ved bunden af ​​kraniet mellem fingrene og håndfladen.
    5. Styring af hovedet er vigtigt at forhindre bid. Rottebid kan medføre alvorlig personskade.
    6. Rotter kan vocalize når fastholdes på denne måde.
  4. Rat tilbageholdenhed, over skulderen greb
    1. Fat rotten i halen med den dominerende hånd og trække let bagud på en ru overflade (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. En alternativ fremgangsmåde giver teknikeren at bruge deres lab coat eller ensartet muffe dækker underarmen at placere dyret inden tilbageholdenhed.
      2. Være omhyggelig med at forstå nær haleroden, som rottens hale skin can kommer fra, hvis grebet nær spidsen.
    2. Placer ikke-dominerende hånd over rottens ryg, nærmer bagfra.
    3. Tag fat i rotten omkring brystkassen med ringfingeren, pinkie, og tommelfinger. Rotten hoved bør være mellem indekset og midterste fingre.
      1. Må ikke komprimere brystkassen.
    4. Rotten kan holdes på denne måde med en hånd, hvis kroppen er stabiliseret mod føreren.
  5. Rat tilbageholdenhed, under skuldrene greb
    1. Fat rotten i halen med den dominerende hånd og trække let bagud på en ru overflade (som beskrevet ovenfor for mus).
      1. En alternativ fremgangsmåde giver teknikeren at bruge deres lab coat eller ensartet muffe dækker underarmen at placere dyret inden tilbageholdenhed.
      2. Være omhyggelig med at forstå nær haleroden, som rottens hale hud kan falde af, hvis gribes nær spidsen.
    2. Placer ikke-dominerende hånd over rpå ryg, nærmer bagfra.
    3. Tag fat i rotten omkring brystkassen, lige under skulderbladene. Rottens underarme bør forsigtigt skubbet op med tommel-og pegefinger.
      1. Underarmene skal krydse under rottens hage, så det ikke bidende.
      2. Må ikke komprimere brystkassen.
    4. Rotten kan holdes på denne måde med en hånd, hvis kroppen er stabiliseret mod føreren.
  6. Decapicone
    1. En Decapicone er en fleksibel, kegleformet stykke tynd plast med et hul i den ene ende. Hullet er lille nok til, at muse-eller rotte kan få sin næse ud af hullet, men ikke resten af ​​kroppen.
    2. At begrænse dyret, skal du placere musen eller rotte i en Decapicone af passende størrelse.
    3. Skubbe dyret fremad, indtil dens næse rager frem fra hullet i Decapicone.
    4. Enten holde posen lukket rundt om halen eller bruge en snoningsbinding at forsegle dyret i keglen.
    5. Den Advantage en Decapicone er, at den tynd plast muliggør injektioner gennem materialet.
    6. Ulempen er, at materialet ikke ånde og dyr kan blive overophedet. Kun holde et dyr i en Decapicone så længe det tager at udføre proceduren.
  7. Akryl / stiv plast harpiksstopperen
    1. Plast fastholdelsesanordninger er særligt nyttige, når dyrets hale skal tilgås.
    2. Disse kan købes kommercielt eller fremstillet i laboratoriet.
    3. Størrelsen bør være passende for dyret fastholdes - Dyret bør ikke være i stand til at vende rundt i fastholdelsesanordningen.
    4. Dyret i den fastspændingsanordning ved først forsigtigt at fastholde dyret, derefter slippe den, med hovedet først, ved åbningen af ​​indretningen.
      1. Det kan hjælpe til at sigte enheden opad over buret, som gnavere ofte vil klatre op i en sikker konstruktion, som et rør.
    5. Anbring lukket på enden afenhed, og pas på ikke at beskadige dyrets hale, fødder eller testikler.
    6. Minimer tid tilbragt i restrainers da dyrene kan overophede.
  8. Dyr kan fastholdes på andre måder, såsom ved emballering i en lille håndklæde eller ved simpelthen cupping en hånd over dyret. Teknikker kan justeres til at opfylde behovene hos dyret og arbejder. Altid sørge for at undgå bid og ridser og sikre dyret mod utilsigtet udslip eller fald fra højder.

3. Indgivelse af forbindelse Metoder

  1. Dette er på ingen måde en udtømmende liste og andre veje er mulige. Denne protokol er at illustrere de mest almindeligt anvendte veje. Andre veje kan kræve anæstesi af dyret og efter administration smertelindring.
  2. Uanset administration anvendte metode, skal du sørge for alle materialer er blevet tilberedt inden fastholdelse af dyr.
  3. Vandige materialer er lettere at injicere end tykkere materialer, såsom olie-baseD-forbindelser. Altid injicere tykkere forbindelser meget langsomt for at undgå dislodging nålen fra sprøjten.
  4. Almindelige nåle og sprøjter anvendelse overvejelser.
    1. Altid opbevare og bortskaffe sprøjter og nåle ordentligt.
    2. Hvis du er ny til at bruge sprøjter og kanyler, praksis håndterer sprøjten og injicere før du forsøger at injicere et dyr. Ideelt set vil du være i stand til trygt manipulere sprøjten og nålen med den ene hånd, mens den anden for fastholdelse af dyret. En rolig hånd minimerer nål bevægelse, som minimerer vævsskader.
    3. Nålene har et punkt, en affasning, en aksel, og et nav. Sprøjter har en spids, en cylinder og et stempel (figur 1 a og b).
    4. Nåle er dimensioneret efter gauge og længde. Jo større sporvidde, jo mindre nålen. Små nåle er meget tilbøjelige til mattering (fra en grat dannes på spidsen) og bør ikke anvendes til gennemboring flerdosisbeholdere (figur 1 c). Vælg altid denkorteste nål, der vil arbejde for at administrere forbindelsen.
    5. Nålen er fastgjort til spidsen af ​​sprøjten fra navet. Nogle sprøjter har låsning tips. Sørg altid for sprøjten er sikkert fastgjort til nålen.
    6. Nåle er bedst indsat i dyret med den skrå kant op, især for intravenøse injektioner.
    7. Aldrig opsummere nåle i hånden. Dette er en almindelig årsag til nålestiklæsioner. Bortskaf kanyler og sprøjter korrekt i mærket affaldsbeholder beholdere. Hvis nåle skal regummieres, enheder er tilgængelige (figur 1 d).
  5. Intranasal (IN)
    1. Hæmmer dyr som beskrevet ovenfor.
    2. Anvendelse af en sprøjte eller pipette, placere en lille mængde af materialet, som skal inhaleres ved næseborene af dyret.
    3. Hold øje med det materiale, der forsvinder ind i Nares.
    4. Gentag om nødvendigt indtil den ønskede lydstyrke er blevet administreret.
  6. Intramuskulær (IM)
    1. Begræns the dyr som beskrevet ovenfor. Sørge for en af ​​dyrets bagben er fri og stabiliseret til injektionen. Restraint kan tage to personer. Hvis dyret kan sparke under injektionen, vil muskelskade fra nålen medføre.
    2. Nålen skal indsættes vinkelret på huden af ​​dyret. Ved hjælp af en passende størrelse kanyle og nål stikkes nålen ca bevel-dyb og injicere materialet ind i dyrets quadriceps (forsiden af ​​låret) eller laterale låret muskelmasse.
    3. Indsprøjt ikke i det bageste muskelmasse som det er muligt at beskadige iskiasnerven.
    4. Hvis dyr skal modtage flere IM injektioner, alternative ben.
  7. Intraperitoneal (IP)
    1. Hæmmer dyr som beskrevet ovenfor.
    2. Tip dyrets næse mod gulvet, og udsætter maven til injektion.
    3. Find dyrets midterlinjen og mentalt opdele maven i kvadrater (fig. 2). Den nedrekvadranter, især dyrets nederste højre kvadrant, er de passende steder til intraperitoneale injektioner.
      1. Den nederste højre kvadrant er valgt på grund af manglen på anatomisk vigtige strukturer.
    4. Ved hjælp af en passende størrelse kanyle, materialet injiceres i dyret.
    5. Hvis dyr skal modtage gentagne IP injektioner, skifte injektionsstedet.
  8. Subkutan (sc, SQ)
    1. Hæmmer dyr som beskrevet ovenfor. Dyret skal være fastholdt løst nok til, at huden kan anvendes.
    2. Hvis dyr skal håndteres rutinemæssigt efter SC injektion, skal du ikke bruge kraven (nakken). Brug i stedet huden på den dorsale gump eller flanken. Hvis dyr skal modtage flere SC-injektioner, alternative steder for injektion.
    3. Tag fat i huden og træk det forsigtigt opad, hvilket gør en "telt".
      1. Hvis du udfører injektionen solo, indfør kanylen og forsigtigt tent huden opad med nålen for at bekræfte, at nålen befinder sig i det subkutane rum.
    4. Ved hjælp af en passende størrelse kanyle og nål, nålen indsættes i en vinkel på 30-45 ° i telt huden, og injicere materialet. Injicere parallelt med og bort fra de fingre, der hudens opad.
    5. Hvis injektionen er en succes, vil en lille hævelse under huden ses.
    6. Efter injektion, tryk forsigtigt for at forhindre tilbagestrømning af materialet.
  9. Intradermal (ID)
    1. Til intradermale injektioner, er dyr ofte barberede så huden kan ses.
    2. Fastholdelse af dyret for multiple intradermale injektioner kan være vanskelig. I så fald kan kemisk sedation være nødvendig. De steder for ID injektioner er den samme som for SC.
    3. Indsætter en passende størrelse kanyle ind i huden i en 15-30 ° vinkel. Nålen vil ikke blive indsat meget langt og injektionen bør mødes med remodstand.
      1. En alternativ metode er at Klem forsigtigt huden støder op til injektionsstedet og indfør nålen i en meget flad vinkel. Dette er nyttigt i mus, idet det forhindrer dem i at bevæge sig under injektionsprocessen.
    4. Hvis injektionen er en succes, vil en lille blære ses. Det vil være lysere end den omgivende hud.
    5. Efter injektion, tryk forsigtigt for at forhindre tilbagestrømning af materialet.
  10. Intravaskulær (IV)
    1. De venstre og højre laterale halevenerne er den mest almindelige vaskulære adgangsvej, der anvendes i mus og rotter.
    2. Andre vaskulære adgangsveje er mulige hos mus og rotter, men kræver i almindelighed sedation og efter injektion smertelindring.
    3. For en haleveneinjektion, begrænse dyret i en Decapicone eller plast gnaver harpiksstopperen.
    4. Placer dyrets hale under en lampe, eller en beskyttet opvarmningsindretningen. Dette vil fremme vasodilatation, hvilket letter injektion.
      1. Du må ikke overophede dyret.
      2. For store hanrotter, kan rensning af huden skalaer af halen muliggøre bedre visualisering af venen. Rengøring skal være blid så huden ikke bliver slidt.
    5. Hold dyrets hale af spidsen med den ikke dominerende hånd. Dette vil rette halen.
    6. Drej hale ¼ drej at placere halevenerne dorsalt for lettere injektion. Dyret har to laterale halevener og en ventral halearterien (figur 3).
    7. Kør til hale med nålen i en 15-20 ° vinkel. Starter ved den distale del af halen.
      1. Venerne er lavvandet og nålen bør ikke indsættes meget ud over den skrå.
      2. Hvis injektionen påbegyndes så distalt som muligt, er der mere ubeskadiget vene at forsøge injektionen, bør den første prøve mislykkes.
    8. Injicer materialet. En vellykket injektion vil resultere i materialet ind i venen udenmodstand og blegning af halevenen under hele injektionen.
      1. Aspirér ikke før injektion, da dette vil kollapse venen.
      2. Et let tryk på venepunkturstedet efter injektion vil forhindre blødning.
    9. I et mislykket injektion, vil materialet ikke flyde let. I stedet vil halen huden blancher eller materialet kan ikke injiceres overhovedet.
  11. Intragastrisk administration (oral gavage)
    1. Kun udføre gavage på behersket, vågne dyr. Anæstesi eller sedation øger risikoen for aspiration (materiale uforvarende kommer i lungerne).
    2. Vælg en passende dimensioneret oral indgift kanyle til brug. Disse nåle har bolden tips i slutningen for at forhindre deres passage ind i luftrøret.
    3. Ønskede længde kan bestemmes ved at holde den stramme dyr og måling af mundvigen. Kuglen spids fodringsnål går igennem dyrets ribben (<strong> Figur 4). Nåletykkelse bestemmes af vægten af ​​dyret.
    4. Fiksér dyrets således at dens hoved og krop er i en lige, lodret linie. Dette retter spiserøret, hvilket letter passage af fodringsnål.
    5. Sæt kuglen spidsen af ​​nålen i dyrets mund, over tungen. Når nålen er på plads, bringe kanyle og sprøjte op, trykke forsigtigt mod ganen, så dyrets næse er mod loftet.
      1. Hos rotter kan nålen skal omdirigeres smule, når den passerer bagsiden af ​​halsen. Enhver spænding på nålen viser behov for at justere position
    6. Ikke afbrydes nålen, indtil den forudbestemte afstand er nået. Nålen skal gå let, og dyret bør ikke gisp eller choker.
    7. Indgive stoffet. Det skal strømme ind i maven. Hvis der er modstand eller dyret gisper, drosselspoler, eller bliver blå, skal du straks stoppe og fjerne behovetle. Dyr, der er aspireret kan kræve eutanasi, afhængigt af forbindelsen, der indgives.

4. Repræsentative resultater

Når dyrene håndteres korrekt, er der et minimum af stress for både dyr og handler. Handlers ikke bliver bidt eller ridset, og dyrene behandles humant og kompetent. Forbindelser administreres via den rigtige vej med minimal skade på væv og så lidt ubehag for dyret som muligt.

Hvis efterforskere er ny håndterer dyr, der arbejder med en lille udstoppet dyr kan være en hjælp. Der er også dyr simulatorer rådighed for nogle teknikker, såsom Koken rotte. For mange efterforskere, er der ringe chance for at vinde fortrolighed med kanyler og sprøjter, før du arbejder med dyr. Repræsentative dele af en kanyle og sprøjte er vist i Figur 1A og 1B. Før injektion af dyr for første gang, detkan det være nyttigt at øve indsprøjtning før du arbejder med dyr. Meget fine nåle, såsom 28 og 30 g, er nemme at skade. Hvis fratagelse stoffer fra multi-use hætteglas, skal du bruge en større nål til formålet, og derefter erstatte det med den mindre kanyle til injektion. En snurrede nål ses i Figur 1C. Grundlæggende sikkerhedsforanstaltninger skal tages, når der arbejdes med nåle, såsom ikke slidbanepålægning brugte kanyler i hånden. Figur 1D viser en nål recapper i brug. Dette kan være værdifuldt at undersøgere har behov for at fjerne nåle til for eksempel express blod fra en injektionssprøjte uden hemolyse ses, når blod skubbes gennem en nål.

Figur 2 og 3 illustrerer pejlemærker for intraabdominale injektion og den typiske struktur af halen, der illustrerer målene for injektion. Figur 4 viser eksempler på korrekt dimensionering af gavage nåle. Sonde nåle skal nå fra mundingen af ​​enNimal til højre under den sidste ribben.

Figur 1
Figur 1. A) Needle og B) sprøjtedele, mærkes. C) Burr på p. forårsaget af gentagen placering af nålen ind i en multi-use hætteglas. D) Needle recapper i brug.

Figur 2
Figur 2. Kvadranter fra den ventrale abdomen. Kun injicerer i de nederste to kvadranter, fortrinsvis højre nedre kvadrant.

Figur 3
Figur 3. Skematisk af halen i tværsnit, der illustrerer forholdet mellem arterier og vener til benet og tendenous strukturer.

Figur 4
Figur 4. Sondeernæring nål dimensionering i rotter. A) gavage nålen for long.. B) passende størrelse gavage nål. C) sonde nål måling for kort, D) palpating det sidste ribben til at bestemme passende tvangsfodring nål størrelse.

Mus Rotte
Rute Anbefalet volumen Anbefalet gauge og længde af nålen Anbefalet volumen Anbefalet gauge og længde af nålen
Intranasal 1 5-25 pi N / A 5-25 pi N / A
Intramuskulær 1,2 0,00005 ml / g <23 g, 0,5 til 0,75 i 0,1 ml / kg <21 g, 0,5 til 0,75 i
Intraperitoneal 1,2 0,02 ml / g <21 g, 0,75 til 1 10 ml / kg <21 g, 0,75 til 1
Subkutan 1,2 0,01 ml / g <22 g, 0,5 til 1 5 ml / kg <22 g, 0,5 til 1
Intradermal 1 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 i 0,05-0,1 ml <26 g, 0,5 i
Intravenøs 1,2 0,005 ml / g -0,025 ml / g * <25 g, 0,75 til 1 i 5 ml/kg-20 ml / kg * <23 g, 0,75 til 1 i
Oral sondeernæring 1,2 0,01 ml / g 20-22 g fodringsnål 5-10 ml / kg 16-20 g fodringsnål

* Det første nummer er den mængde, der afgives som en intravenøs bolus i løbet af cirka 1 minut. Det andet volumen er volumenet, der kan gives som en langsom infusion i løbet af 5-10 minutter.

Discussion

Denne protokol skal ses som en introduktion til håndtering af dyr og substans administration tjener til at supplere hands-on uddannelse på forskerens facilitet. Midlerne til tilbageholdenhed, der vil blive brugt, og de ruter stof administration bør overvejes i det eksperimentelle design og når forsøgsprotokollen eller etiske udvalg protokollen er skrevet.

Uddannelse i dyre-relaterede procedurer er afgørende for succesen af ​​forskning. For at udføre de fleste forsøg, skal dyrene håndteres af forskning personale, og jo bedre håndtering af dyr, jo mindre understregede dyr 3. Vænne dyr til blid menneskelig kontakt kan reducere stress og gøre dyr mere medgørlig forsøgspersoner 4,5. Håndtering stress har vist sig at påvirke nogle former for forskning 6, og det er muligt det kan påvirke andre. Tilbageholdenhed af gnavere bør gennemføres med omhyggelig, men fast håndtering (en foreløbiggreb vil sandsynligvis resultere i skader til gnaver og handling) og bør være for den kortest praktisk. Fastholdelsesanordninger metoder vælges sædvanligvis baseret på størrelsen af ​​det dyr eller adgang søges. For eksempel, håndtering voksne rotter af kraven, selv muligt er ofte mødt med kraftig modstand fra rotte, især hvis føreren er uerfarne. Holding en mus eller rotte i hånden kan gøre adgangen til halevenerne vanskelig og en fastspændingsanordning vælges ofte at holde dyret så stille som muligt.

Når forskere håndterer dyr, er de ofte ønsker at administrere en forbindelse eller biologisk til yderligere undersøgelse. Indgivelsesvejen af ​​stoffer kan påvirke absorption, biotilgængelighed, og egnethed til et bestemt eksperiment. Kendskab til forskellige ruter bør give forskerne mulighed for at administrere deres stof på den bedst mulige måde for deres forskning. Fx føres en, der fremmer hurtig absorption af et stof, Såsom intravenøs eller intraperitoneal, bør ikke anvendes, hvis forskeren ønsker at administrere stoffet i en langsommere virkende måde. Seneste vurderinger af nogle af disse teknikker og overvejelser til volumen, udstyr og opløste stof kan findes i to artikler af Turner et al. 1,7

Når stoffer skal administreres til laboratorie gnavere, bør der tages hensyn til den korrekte størrelse udstyr og mængden af stof (beskrevet i tabel 1). Forkert størrelse udstyr eller store mængder kan medføre ubehag, skade eller død af dyret. Generelt stoffer, der indgives parenteralt er sterile, medmindre de forskningsmæssige mål ville gøre det umuligt (dvs. bakterielle undersøgelser). Forbindelserne og biologiske bør være i et opløst stof eller bærer, som vil have den mindste virkning på dyret. En fysiologisk pH (7,3 -7,4) er generelt godt accepterede, navnlig til subkutan, intramuskulær og intraperitoneal ruter. Ikke-fysiologiske pH-niveauer i stoffer administreres af disse ruter kan medføre smerte eller nekrose og vævsskade. Bredere udvalg af pH tolereres med intragastriske og intravenøse veje 7. I små gnavere, er en anden vigtig overvejelse mulighed for nedkøling om store mængder stuetemperatur væsker er givet. Hvis fluider administreres intravenøst ​​eller intraperitonealt, især til støtte for en syge dyr, bør de opvarmes til kropstemperatur (37 ° C).

Indgivelsesvejene diskuteres i denne protokol er dem der almindeligvis anvendes i mange forskningsprogrammer, er enkle at mestre, og kræver generelt ikke anæstesi. En næsten uendelig række indgivelsesveje er dog muligt, herunder intrakraniel, intrathecal, epidural, intratrakeal, intraossøs og intraartikulær at nævne nogle få. Træning i disse specialiserede indgivelsesveje bør søges fra folk who har stor erfaring med ruten og gode resultater.

Hos gnavere den intranasale vej typisk anvendes til at undersøge, som indføres i lungerne via en mere "naturlig" måde end intratracheal instillation. Mus og rotter er obligate næse-breathers, så få dem til at inhalere meget små mængder væske er ikke svært, selv i bevidste dyr. Da næseslimhinden er velforsynet med blodkar, intranasal indgivelse af visse stoffer kan svare til intravenøs administration. Denne rute anbefales ikke hos dyr med rhinitis, men som der kan kompromittere absorption. Forsøg på at administrere store mængder via den intranasale vej kan resultere i dyspnø eller drukning af dyret.

Intramuskulære injektioner giver hurtig absorption af stoffer. Intramuskulære injektioner kan være en udfordring i rotter og mus på grund af deres lille størrelse og tilsvarende små muskler. De udføres i bagbenets. På grund af muligheden for beskadigelse af iskiasnerven, quadriceps femoris er musklen af ​​valg.

Selv om både subkutan og intradermale veje involverer huden, er der forskelle mellem biotilgængeligheden af ​​stoffer anbragt i huden vs subcutis. Subkutan administration er ofte betragtes som en "aflejring" rute, med langsommere absorption end andre veje, såsom intravenøs eller intraperitoneal. Intradermal administration bruges til meget små mængder af stoffer, typisk immunstimulerende stoffer, såsom adjuvans-antigen blandinger. I begge tilfælde bør de administrerede stoffer være af fysiologisk pH og ikke-irriterende. Intradermal eller subkutan injektion bør ikke udføres i kraven, da dette er et almindeligt anvendt site for fastholdende gnaver.

Intravenøs og intraperitoneal administration er ofte betragtes som ligeværdig i gnavere. Intravenøse ruter dosering give mere rAPID optagelse af forbindelser, men mens intraperitoneal administration bør overvejes stort set svarer til oral administration 8. Der bør udvises forsigtighed med forbindelser administreres intraperitonealt da de kan forårsage smerte, hvis forkert bufferet. Den fælles rute for intravenøs bolus administration hos gnavere er via halevenerne. Hvis kronisk intravenøs administration af et stof ønskes, bør implantation af venøs eller arteriel kanyler overvejes. Stoffer, der indgives intravenøst ​​skal leveres aseptisk og bør vist sig at være sikkert at administrere intravenøst. For eksempel er stoffer, der kan fremkalde hæmolyse, trombose eller vasculitis ikke egnet til intravenøs administration.

Den intragastrisk eller oral sondeernæring vej anvendes ofte til at efterligne en fælles dosering rute i mennesker. Det giver også mulighed for præcis dosering af stoffer, når der sammenlignes med oral administration gennem mad eller vand. Biotilgængeligheden af ​​stofferindgivet via gavage vil variere baseret på den fodrede / fastende tilstand af dyret, og det opløste stof eller vehikel af forbindelsen eller biologiske. Sonde eller fodring nåle bør være af passende størrelse for dyret, der anvendes, og skal rengøres mellem dyr, hvis engangs gavage nåle ikke er praktiske. Skader som følge af sonde er ikke ualmindelige, og indbefatter aflejring af stoffet i lungen eller sprængning af maven eller spiserøret. Uddannelse bør være under opsyn af en erfaren part og foretaget på aflivet dyr først, derefter bedøvede dyr (der vil blive aflives) før sondeernæring på vågne dyr forsøges. Første gavage forsøg på vågne dyr bør inddrage gennemsnitlig størrelse dyr og små mængder af et stof, såsom saltvand, der ikke vil forvolde skade, hvis proceduren går galt. Dyr bør nøje vurderes for tegn på lidelse, såsom gispende, bliver blå, blødning eller forøget spytsekretion, efter sondeernæring og aflives hvis det er nødvendigt. Hvis euthanasia er påkrævet, bør dyret obduceret for at fastslå, hvorfor den tvangsfodring procedure mislykkedes.

Disclosures

Forfatterne er ansat af Charles River.

Acknowledgments

Forskningen præsenteres her blev støttet af Charles River.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Needles Various Various Needles are sold by both gauge and length. Check both before ordering.
Syringes Various Various Always choose an appropriate size for the volume to be administered.
DecapiCones Braintree Scientific DC-200, DCL-120, MDC-200 Available in mouse and rat sizes.
Rodent restrainer Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, others Available in clear Plexiglas, adjustable plastic, and sized for mice and rats.
50 ml conical tube Various
Feeding needles VWR, Popper and Sons Various Fit the needle gauge and length to the animals as described above. Both disposable and reusable feeding needles are available.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613 (2011).
  2. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  3. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).
  4. Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans. Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).
  5. Cloutier, S., Newberry, R. C. Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats. Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).
  6. Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic. Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).
  7. Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. JAALAS. 50, 614-627 (2011).
  8. Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. The route of absorption of intraperitoneally administered compounds. J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).
  9. AALAS. Laboratory Mouse Handbook. AALAS. (2009).
  10. AALAS. LAT Training Manual. AALAS. (2009).
  11. AALAS. LATg Training Manual. AALAS. (2009).
  12. Barnett, S. W. Manual of Animal Technology. Wiley-Blackwell. 440 (2007).
  13. Baumans, V., Pekow, C. A. Handbook of Laboratory Animal Science. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).
  14. Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. Laboratory Mouse Procedural Techniques. CRC Press. (2011).
  15. Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. The Laboratory Mouse. CRC Press. (2000).
  16. Sharp, P. E., La Regina, M. C. The Laboratory Rat. CRC Press. (1998).

Comments

7 Comments

  1. Hi,
    What is the possibility that I could request a DVD of the mouse handling training video. I will use it for training purposes at uconn.
    Thank you
    Janet

    Reply
    Posted by: Janet T.
    October 25, 2012 - 8:17 AM
  2. Hello Janet,

    Thank for viewing the video article and we're delighted to hear you found it to be helpful.

    Our goal is to provide the video via joVE so it can be accessed from any site as needed. You can certainly link directly to the article for your internal trianing needs, but at this time we are not offering the video in other formats including DVD/CD. If that changes, I have your contact inforamation and will follow up with you.

    Regards

    Elton

    Reply
    Posted by: Elton M.
    October 26, 2012 - 12:35 PM
  3. This video is a great tool for the training of technicians and graduate students. It is accessible and easy to follow for people that are more comfortable with visual training.

    Reply
    Posted by: Rana S.
    January 30, 2014 - 1:25 PM
  4. I can not download this video what is the problem ?

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:28 AM
  5. please send me this video to my email .i can not download it

    Reply
    Posted by: maryam s.
    June 10, 2014 - 1:29 AM
  6. How do i download the video?It is great for teaching purposes.

    Reply
    Posted by: Dotte Chegu A.
    September 12, 2014 - 3:39 AM
  7. Hi,
    I have seen your video administration in rodents by different routes and handling. Really, I found it very useful in my work and thanks a lot. In the video you have shown administration for all the routes except Intra-articular route. Intra-articular drug injection is very important for my studies could you please update that video also. It would be very helpful for me.

    Thanks and regards
    Mukesh Dhanka

    Reply
    Posted by: Mukesh D.
    September 9, 2016 - 10:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics