Hyperinsulinemische-euglycemic Klemmen in Bewust, ongeremde Muizen

Published 11/16/2011
21 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine
 

Summary

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, is de gouden standaard voor het beoordelen van de werking van insuline

Cite this Article

Copy Citation

Ayala, J. E., Bracy, D. P., Malabanan, C., James, F. D., Ansari, T., Fueger, P. T., et al. Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice. J. Vis. Exp. (57), e3188, doi:10.3791/3188 (2011).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Type 2 diabetes wordt gekenmerkt door een defect in de werking van insuline. De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, wordt algemeen beschouwd als de "gouden standaard" methode voor het beoordelen van de werking van insuline in vivo. Tijdens een insuline klem, wordt hyperinsulinemie bereikt door een constante insuline-infusie. Euglycemia wordt onderhouden via een gelijktijdige glucose infusie met een variabele rente. Deze variabele glucose infusiesnelheid (GIR) wordt bepaald door het meten van bloedglucose met korte tussenpozen gedurende het experiment en het aanpassen van de GIR dienovereenkomstig. De GIR is een indicatie van het hele lichaam de werking van insuline, als muizen met een verhoogde werking van insuline vereisen een grotere GIR. De insuline klem kan opnemen toediening van isotopen 2 [14 C] deoxyglucose van weefsel-specifieke glucose-opname te beoordelen en [3 - 3 H] glucose aan het vermogen van insuline om de snelheid van endogene glucose uiterlijk (endoRa) te onderdrukken, een marker van de te beoordelen glucoseproductie in de lever, en het stimuleren van desnelheid van het hele lichaam glucose verdwijning (Rd).

De miniaturisatie van de insuline klem voor gebruik in de genetische muismodellen van metabole ziekten heeft geleid tot aanzienlijke vooruitgang in diabetesonderzoek. Methoden voor het uitvoeren van insuline klemmen variëren tussen laboratoria. Het is belangrijk op te merken dat de manier waarop een insuline-klem wordt uitgevoerd aanzienlijk kunnen de verkregen resultaten beïnvloeden. We hebben gepubliceerd een uitgebreide evaluatie van verschillende benaderingen tot het uitvoeren van insuline klemmen in de bewuste muizen 1, evenals een evaluatie van de metabole respons van vier veel gebruikte inteelt muizenstammen met behulp van diverse technieken klem 2. Hier presenteren we een protocol voor het uitvoeren van insuline klemmen op de bewuste, ongebreidelde muizen ontwikkeld door de Vanderbilt Mouse Metabolic Fenotypering Center (MMPC, URL: www.mc.vanderbilt.edu / MMPC). Dit omvat een beschrijving van de methode voor het implanteren van katheters gebruikt tijdens de insuline-klem. Het protocol in dienst van deVanderbilt MMPC maakt gebruik van een unieke twee-katheter systeem 3. Een katheter wordt ingebracht in de halsader voor infusies. Een tweede katheter wordt ingebracht in de halsslagader, die voor bloedafname mogelijk maakt zonder de noodzaak om te beperken of bedien de muis. Deze techniek biedt een belangrijk voordeel om de meest voorkomende methode voor het verkrijgen van bloedmonsters tijdens insuline-klemmen, die is om te proeven van de afgesneden uiteinde van de staart. In tegenstelling tot deze laatste methode, bemonstering van een arteriële katheter is niet stresserend om de muis een. We beschrijven ook methoden voor het gebruik van isotopen tracer infusies van weefsel-specifieke werking van insuline te beoordelen. We bieden ook richtlijnen voor de juiste presentatie van de resultaten van insuline klemmen.

Protocol

1. Voorbereiding van katheters en muis Antenne voor bemonstering Toegang (MASA tm)

  1. Bereid arteriële katheter door het invoegen van een 1,3 cm stuk van PE-10 (0,011 inch inwendige diameter) in een 6 cm stuk silastic buis (0,012 inch inwendige diameter) zoals weergegeven in figuur 1A. Bevel het topje van de PE-10 met een scalpel, zodat de lengte van het einde van de silastic tot aan de punt van de schuine kant is 0,9 cm.
  2. Bereid veneuze katheter door met een 1 mm stuk silastic buis (0,020 inch binnendiameter) 1,1 cm vanaf het schuine uiteinde van een 6 cm stuk silastic buis (0,012 inch inwendige diameter) zoals weergegeven in figuur 1B. De 1 mm stuk van silastic wordt gebruikt als een remmende kraal.
  3. Ter voorbereiding op een MASA tm, plaatst elk van de twee 1,3 cm stukken van 25 meter roestvrij stalen connectors in elk van de twee 3 cm stukken van PE-20 (0,015 inch binnendiameter).
  4. Bevestig de PE-20/connectors aan elkaar door te schuiven van een 5 mm stuk silasticslang (0,040 inch binnendiameter) over het gebied waar de stalen buizen en PE-20 te voldoen.
  5. Buig de stalen buizen met een ~ 120 °-hoek en een aparte elke buis door de ~ 45 °.
  6. Plaats afgerond rig in een klodder van medische silicone lijm zodanig dat de PE-20 buizen verticaal is en de uiteinden van de roestvrij stalen buizen verder reiken dan de lijm (Figuur 1C). Toestaan ​​dat deze in te stellen voor 24 uur.

2. Chirurgische catheterisatie

  1. Voorafgaand aan de ingreep, katheters met 70% ethanol steriliseren, vul ze met gehepariniseerde zoutoplossing (200 U heparine / ml zoutoplossing) en steek roestvrij staal pluggen.
  2. Verdoven muis, bij voorkeur volgens een methode die continu levert de anestheticum (bijv. geïnhaleerd isofluraan).
  3. Met behulp van steriele techniek, verwijder haar van de incisie sites die gebruik maken clippers en / of een ontharingscrème en desinfecteren van de huid met alcohol, gevolgd door een betadine scrub. Voor de catheter inbrengen, verwijderen haar op degebied dat zich uitstrekt van de onderkaak naar de top van de ribbenkast en tussen de sleutelbeenderen. Voor uitbesteding van de katheters achter de kop, verwijder haren in het gebied tussen de basis van de schedel en de interscapular regio en desinfecteren van de huid met alcohol, gevolgd door een betadine scrub.
  4. Leg de muis op zijn rug op een warming oppervlak en onder het weergavegebied van een chirurgische microscoop. Zet de staart en ledematen met chirurgische tape. Zet de kop in de neuskegel het leveren van de anesthesie.
  5. Maak een kleine verticale incisie middellijn 5 mm Cephalic aan het borstbeen. Met behulp van een tang, stompe ontleden het weefsel aan de linkerkant musculus sternocleidomastoideus spier bloot te leggen. Weerspiegelen deze spier aan de linkerkant halsslagader bloot te leggen. Voorzichtig te plagen af ​​bindweefsel van de slagader. Het is belangrijk op dit punt naar de nervus vagus van de slagader te isoleren zonder beschadiging van zowel de arterie of de zenuw.
  6. Isoleer de slagader en ligeren van de cephalic einde met zijden hechtdraad. Losjes knoop een anderstuk van hechting aan de caudale einde van de blootgestelde schip.
  7. Klem schip met een micro-serrefine klem op de caudale einde en juist onder de geligeerde eindigen met veer schaar. Steek voorzichtig katheter tot aan de klem. Voorzichtig los van de micro-serrefine klem en vooraf de katheter naar de silastic-PE kruising.
  8. Bind beide ligaturen aan de katheter en bevestigen dat de katheter monsters door het aansluiten van het vrije uiteinde van de katheter om een ​​steekproef spuit.
  9. Maak nog een incisie 5 mm aan de rechterkant van middellijn en ongeveer 2 mm caudaal van de eerste incisie. Met behulp van een tang, stompe ontleden het weefsel bloot te leggen en te isoleren van de rechter halsader.
  10. Zorgvuldig afbinden van de Cephalic einde met zijden hechtdraad en losjes een ander stuk van de hechting band rond het caudale einde.
  11. Juist onder de cefalische ligatuur met lente schaar en steek de katheter tot aan de remmende kraal. Bind een hechting achter de hiel en bevestigen dat de katheter monsters.
  12. Turn met de muis over en maken een kleine incisie tussen de schouderbladen.
  13. Tunnel een 14-gauge naald onder de huid van de incisie voor de arteriële katheter, op de voorkant van de muis, om de interscapular incisie op de rug. Rijg de arteriële katheter door de naald te exterioriseren aan de achterkant van de muis. Herhaal dit voor de halsader katheter door de ondertunneling van de 14-gauge naald onder de huid aan de rechterkant van de muis van de incisie aan de voorzijde om de interscapular incisie op de rug.
  14. Klem de arteriële katheter met een micro-serrefine klem op de incisie plaats tussen de schouderbladen. Snijd de catheter ~ 1 cm boven deze klem. Plaats de MASA tm met de roestvrij stalen connectors tegenover de richting van het hoofd van de muis. Sluit de arteriële katheter om de rvs-connector wees in de richting van de linkerkant van de muis. Let erop dat er geen gaten of knikken in de katheter. Herhaal dit voor de veneuze katheter,aan te sluiten op de RVS connector naar de rechterkant van de muis.
  15. Plaats de MASA tm in de incisie tussen de schouderbladen. De PE-20 buizen die overeenkomt met de halsader katheter moet worden aan de rechterkant van de muis en de PE-20 buizen die overeenkomt met de arteriële katheter moet worden aan de linkerkant.
  16. Sluit ventrale en dorsale incisies met nylon hechtdraad. Voor de dorsale sluiten, kan de hechting worden uitgevoerd door de geharde siliconen van de MASA tm om het vast te zetten. Bevestigen doorgankelijkheid van de katheter met behulp van een spoeling oplossing die gehepariniseerde zoutoplossing en een antibiotica om het risico van besmetting te minimaliseren. Plaats de muis in een warme, schone kooi voor onmiddellijk herstel. Figuur 2 toont het eindproduct.
  17. Laat de muis om te herstellen voor ten minste 5 dagen. Monitor gewicht en de algehele gezondheid. Gebruik maken van de juiste post-operatieve pijnstiller regime, zoals goedgekeurd door Animal van de instelling Zorg enGebruik comite.

3. Hyperinsulinemische-euglycemic clamp

  1. Snel met de muis voor 5-6h. Als referentie, de tijd t = 0 min verwijst naar het einde van het vasten en het begin van de insuline en glucose-infuus (dat wil zeggen de klem periode).
  2. De setup en de tijd lijn voor een typisch experiment zijn weergegeven in figuur 3. Gebruik Micro-Renathane of een gelijkwaardige buis voor infusie en bemonstering lijnen. Schorsing van een dual-channel draaien boven de muis. Dit dient als een hub tussen de muis en infusie / sampling spuiten. Tijdens het experiment, de muis blijft in een kooi of een soortgelijke container en is gebonden aan het draaien.
  3. Voorafgaand aan het aansluiten van de muis, vul de arteriële sampling lijn met gehepariniseerde zoutoplossing (10 U heparine / ml zoutoplossing) en plaats een RVS connector aan de onderkant van de lijn. Laat een spuit met gehepariniseerde zoutoplossing (clearing spuit) aangesloten op de top van de bemonstering lijn. Deze zal worden gebruikt voor het opstellen van bloed samples.
  4. Vul de veneuze infusie lijn met niet-gehepariniseerde zoutoplossing vanaf de infusie poort van de koppeling (segment A in figuur 3A) helemaal naar de onderkant van de lijn. Steek de bovenkant van de lijn en plaats een roestvrij staal connector (of een Y-connector als een bolus moet worden toegediend) aan de onderkant van de lijn. Als een isotopische glucose tracer (bijv. [3 - 3 H] glucose) wordt toegediend, zorgen voor een 1 ml spuit met de tracer aan een infuus spuit. Vul de veneuze infusie lijn met tracer in plaats van een zoutoplossing (Figuur 3B).
  5. Drie uur in de snelle, wegen de muis en sluit de PE-20 voor de halsader en arteriële katheters aan de infusie en bemonsteringsleidingen, respectievelijk.
  6. Als het toedienen [3 - 3 H] glucose tracer, begint een gegrond-tracer continu infuus op t = -90 min (Figuur 3C). Een typisch priming dosis is 1 uCi. Maak een 0,05 uCi / ul [3 - 3 H] glucose solution in niet-gehepariniseerde zoutoplossing. Laad de oplossing in een 1 ml spuit en zet de spuit in een infusiepomp. Dien de priming dosis door het inbrengen van 20 pl / min voor 1 min. Volg met een continue infusie van 0,05 uCi / min (een ul / min) voor een 90 min. evenwicht periode.
  7. Bereid infusates van insuline en glucose. Insuline is bereid in niet-gehepariniseerde zoutoplossing met 3% plasma als drager (een passende concentratie van de BSA kan ook gebruikt worden). Glucose infusates zijn commercieel verkrijgbaar in verschillende concentraties (5, 20 en 50%).
  8. Bereid zout-gewassen erythorocyte infusaat door het verkrijgen van volbloed van een donor muis, bij voorkeur van dezelfde stam achtergrond als de experimentele muis. Typisch 1 ml bloed nodig is per studie muis. Centrifuge bloed te scheiden erytrocyten. Was erytrocyten met 10 U / ml heparine zoutoplossing en gecentrifugeerd om de zoutoplossing te verwijderen. Bepaal het volume van de erytrocyten en resuspendeer in een gelijk volume van 10 U / ml hepariherkend zoutoplossing.
  9. Trek elke infusaat in een 1 ml spuit en veilige elke spuit een individuele infusiepomp. Sluit elke spuit aan op een 4-weg connector (Figuur 3).
  10. Op t = -15 min neem een ​​bloedmonster door langzaam het opstellen van 50 tot 100 ul van bloed in de open plek spuit. Klem de arteriële bemonsteringslijn en verwijder de open plek spuit. Met behulp van een hand-held glucose meter, neem dan een bloedglucose lezing door het verwijderen van de klem op de arteriële bemonsteringslijn en waardoor het bloed te stromen in de glucose-meter strook.
  11. Zodra de glucose wordt gemeten, klem de arteriële bemonsteringslijn en steek een stompe naald spuit (bemonstering spuit) in de arteriële bemonsteringsleiding. Verwijder de klem en trek een volume van bloed (zie Toelichting) in de steekproef spuit. Klem de arteriële bemonsteringslijn en verwijder de bemonstering spuit. Steek de open plek spuit in de arteriële bemonsteringsleiding. Het opstellen van op de zuiger om eventuele luchtbellen te verwijderen en opnieuw te bezielen de50 tot 100 ul van bloed dat oorspronkelijk is gesteld.

Opmerking: Het volume van de bemonsterde bloed hangt af van de analyse wordt uitgevoerd. Bijvoorbeeld, de analyse van [3 - 3 H] glucoseconcentratie 10 ul van plasma vereist, zodat 50 ul van bloed worden getrokken. Dit levert 20 tot 30 ul van plasma, hetgeen voldoende is voor de analyse plus extra plasma indien nodig. Metingen van hormonen en andere metabolieten (bijv. insuline, vrije vetzuren) nodig bemonstering van extra bloed.

  1. Doseer het bloed in de steekproef spuit in een EDTA-gecoate microbuisjes. Centrifuge en het verzamelen van het plasma. Houd het plasma op ijs tot aan het einde van de studie of onmiddellijk bewaren bij -20 ° C.
  2. Herhaal stap 3,10 tot 3,12 op t = -5 min. Verkrijgen van extra bloed (50 ul) in voor meting van de baseline plasma insuline niveaus. Meet baseline hematocriet door het opstellen bloed in een heparine-of EDTA behandelde capillair. De metingen die frOM plasmamonsters op t = -15 en -5 min vertegenwoordigen baseline (dwz vasten) waarden.
  3. Nadat het monster op t = -5 min, vul het infuus lijnen voor glucose, insuline en zout-gewassen erytrocyten tot en met de 4-weg connector. Sluit de 4-weg connector aan de slang verbonden met de draaibare infusie-poort (of de slang aangesloten op de Y-connector als infusie [3 - 3 H] glucose) zoals weergegeven in figuur 3.
  4. Begin inbrengen van de zoutoplossing gewassen erytrocyten eerst. Stel de infusiesnelheid tot het totale volume van het bloed worden bemonsterd over de duur van de studie (bijvoorbeeld als een totaal van 500 ui van het bloed worden bemonsterd meer dan 120 min van het onderzoek, stelt u de infusiesnelheid tot 4,2 pl / min) te vervangen. In tegenstelling tot de andere infusates, de erytrocyten oplossing is rood. Inbrengen van deze oplossing eerst zorgt voor eventuele weerstand of obstructies in het infuus lijnen worden geïdentificeerd en gecorrigeerd.
  5. Zodra de rode bloedcel infusaat bereikt met de muis, begin van de insuline englucose infusies. Dit is nu t = 0 min. Insuline wordt toegediend met een constante, vooraf bepaald tarief. Een insuline-infusie van 4 mU • kg -1 • min -1 zal de endogene productie van glucose meestal te onderdrukken door 80-100% en het stimuleren van glucose verdwijning van 2-3 maal. De initiële glucose infusiesnelheid (GIR) is geschat op basis van de baseline bloedsuikerspiegel en eerdere ervaringen.
  6. Als inbrengen [3 - 3 H] glucose, kan men ervoor kiezen om de tracer infusiesnelheid te verhogen om de geschatte toename van de glucose-omzet (meestal een 2-3 voudige toename) wedstrijd.
  7. Gezien de hoge mate van glucose omzet in de muis, moet bloedmonsters worden verkregen van de arteriële lijn niet minder dan elke 10 minuten voor het meten van glucose concentratie over de duur van het experiment. Stel de GIR het bereiken en handhaven doel euglycemia (Figuur 3C). Dit doel kan variëren, afhankelijk van het model of de doelstellingen van de studie. Een goede doel glucose concentratie is 150 mg • dl-1, omdat dit een typisch 6u nuchtere glucose niveau voor een chow-fed C57BL/6J muis.
  8. Het doel is om snel te bereiken euglycemia, bij voorkeur binnen de eerste 40 tot 50 min, en glucose en GIR stabiel hebben aan het begin van de steady-state periode (t = 80 min).
  9. Als inbrengen [3 - 3 H] glucose, extra bloed te verkrijgen bij t = 80, 90, 100, 110 en 120 min voor het meten van plasma [3 - 3 H] glucose specifieke activiteit.
  10. Verzamel extra bloed op t = 100 en 120 min voor het meten van plasma insuline en een ander hormoon (s) of metaboliet (s). Op t = 110 min, trekken bloed in een heparine-of EDTA behandelde capillaire buis voor het meten van klem hematocriet.
  11. Nadat het monster op t = 120 min wordt genomen, 2 [14 C] deoxyglucose kan worden toegediend voor het meten van weefsel-specifieke opname van glucose. Dien een 12 pCi bolus in de bolus lijn aangesloten op de vette bemonstering lijn (Figuur 3B
  12. Verkrijgen van bloedmonsters (50 ul) van de arteriële bemonsteringslijn op t = 2, 15, 25 en 35 minuten na toediening van de bolus voor de meting van plasma 2 [14 C] deoxyglucose niveaus.
  13. Na de laatste monster, verdoven van de muis met een infusie van pentobarbital rechtstreeks in de arteriële lijn. Snel ontleden elke weefsels die nodig zijn voor de beoordeling van de glucose-opname (bijv. skeletspieren van verschillende types, vetweefsel, hart, hersenen) en eventuele andere weefsels (bv lever, milt, nieren). Snap bevriezen weefsels in vloeibare stikstof en bewaar bij -80 ° C tot geanalyseerd. Tissue glucose wordt geanalyseerd door het meten van de accumulatie van gefosforyleerde 2 [14 C] deoxyglucose in de bevroren weefsels en het verdwijnen van 2 [14 C] deoxyglucose uit het plasma.

4. Representatieve resultaten

Een voorbeeld van de resultaten verkregen uit een insuline klem experiment is weergegeven in Figuur 4.Dit voorbeeld toont het vermogen van een hoog vet dieet voor het neerslaan van insuline resistentie bij muizen. Alle presentaties van de insuline klem resultaten moet de volgende te interpreteren: een tijdsverloop van de bloedsuikerspiegel, een tijdsverloop van de GIR-en plasma-insuline-niveaus (baseline en klem). Zoals hier getoond, nuchtere glucose (Figuur 4A) en insuline (figuur 4C) hoger zijn bij muizen gevoed een hoog vet dieet, indicatief van de insulineresistentie. Presenteren een tijdsverloop van de glucosespiegels in de klem studie (Figuur 4A) kan de lezer om te beoordelen hoe goed euglycemia werd gehandhaafd, wat indicatief is voor de kwaliteit van de klem. Ook een tijdsverloop van de GIR (Figuur 4B) kan de lezer om te bepalen hoe snel een steady-state werd bereikt. Tonen deze gegevens als de tijd opleidingen is aanzienlijk meer informatief dan de conventionele praktijk in de muis insuline klem literatuur van de presentatie van een 2-uur experimentals een gegeven punt dat de gemiddelde waarden van een undefined "clamp" periode (4-13). In het onderhavige voorbeeld, glucose-niveaus waren gelijk tussen de controle en vetrijke gevoede groepen, maar het GIR was significant lager in de hoog vet gevoede groep (Figuur 4B). Dit wijst op een stoornis in het gehele lichaam de werking van insuline. Klem insuline niveaus werden ook hoger in de hoog vet-gevoede groep (figuur 4C), verder ondersteunen van de aanwezigheid van een insuline-resistente fenotype bij deze muizen. Het gebruik van isotopen tracer infusies maakt voor de beoordeling van de werking van insuline in specifieke weefsels. [3 - 3 H] glucose wordt gebruikt om de snelheid van endogene glucose verschijning (endoRa), dat is een index van de glucoseproductie door de lever (HGP) en de snelheid van het hele lichaam glucose verdwijning (Rd) te schatten. Overwegende dat de insuline volledig onderdrukt HGP in controle muizen, wordt dit verminderd bij muizen gevoed een hoog vet dieet (Figuur 4D). Ook het vermogen van insulin aan Rd te stimuleren in controle muizen in het gedrang bij muizen gevoed een hoog vet dieet (figuur 4E). 2 [14 C] deoxyglucose wordt gebruikt om de glucose stofwisseling index (RG), een maat van weefsel-specifieke opname van glucose te beoordelen. Zoals in dit voorbeeld, is insuline-gestimuleerde glucose-opname in de skeletspieren aangetast bij muizen gevoed een hoog vet dieet (Figuur 4F).

Figuur 1
Figuur 1: Bereiding van arteriële (A) en (B) veneuze katheters en (C) MASA tm. Arteriële katheters worden voorbereid door het invoegen van een 1,3 cm stuk van PE-10 ongeveer 3 mm in een 6 cm stuk van 0,012 "ID silastic. De PE-10 tip is schuine zodanig dat de lengte van de schuine kant naar de silastic is 0,9 cm. Veneuze katheters zijn gemaakt door schuiven een klein stukje van de 0.020 "ID silastic 1,1 cm vanaf het schuine uiteinde van een 6 cm stuk van 0,012" ID silastic. De 0.020 "ID silastic stuk fungeert als een straatverbod kraal aan bij genezen van de katheter naar de halsader. Voor de montage van de MASA tm, elk van twee 1,3 cm 25-gauge-connectors wordt in elk van de twee 3 cm stukken van PE-20. Deze worden bij elkaar gehouden door een klein stukje van de 0.040 "ID silastic. De aansluitingen zijn gebogen om een ​​120 °-hoek en gescheiden in een hoek van 45 °. Het geheel is ondergedompeld in de medische silicone lijm.

Figuur 2
Figuur 2: gecatheteriseerd muis. Katheters zijn chirurgisch geïmplanteerd in de linker halsslagader en de rechter halsader. De vrije uiteinden van de catheters worden geëxternaliseerd achter het hoofd en aangesloten op een MASA tm. De MASA tm wordt subcutaan ingevoegd tussen de schouderbladen. Dit zorgt voor vasculaire toegang tijdens de insuline-clamp experimenten zonder de noodzaak te beteugelen, verwerken of verdoven van de muis.

jpg "/>
Figuur 3: Schets van de setup en de tijd lijn voor een insuline-clamp experiment. De muis is gebonden aan een dual-channel draaien, dat fungeert als een hub voor infusie en bemonstering spuiten. Typische instellingen voor experimenten niet gebruiken van tracer infusies (A) en met behulp van zowel [3 - 3 H] glucose en 2 [14 C] deoxyglucose (B) worden getoond. Een tijd lijn van de procedures voor het opzetten en uitvoeren van de insuline-klem (C) wordt ook weergegeven. Tijdens de klem, bloedmonsters ( bloed ) Worden elke 10 min. tot de bloedglucose te meten. De GIR is aangepast aan euglycemia te behouden. Monsters voor baseline bloedglucose, plasma insuline, en plasma [3 - 3 H] glucose worden genomen op t = -15 en -5 min. Monsters voor klem plasma [3 - 3 H] glucose worden genomen op t = 80, 90, 100, 110 en 120 en voor klem insuline op t = 100 en 120 minuten. 2 [14 C] deoxyglucose wordt toegediend nadat het monster op t = 120 min en blood is verzameld op t = 2, 15, 25 en 35 minuten na. Weefsels worden genomen nadat de t = 35 min monster.

Figuur 4
Figuur 4: Resultaten van een insuline-clamp experiment vergelijken van muizen op een dieet (Chow) om muizen op een hoog vet dieet (HFD). Tijdsverloop van arteriële glucose (A) en GIR (B), baseline en klem insuline (C), EndoRa (D), en Rd (E) en de skeletspieren (gastrocnemius en vastus lateralis) Rg (F) worden getoond. Alle resultaten wijzen op het effect van vetrijke voeding voor insulineresistentie induceren.

Discussion

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, wordt algemeen beschouwd als de "gouden standaard" methode voor het beoordelen van de werking van insuline in vivo. Deze techniek is toegepast op verschillende soorten waaronder de mens, honden, ratten en muizen. Gezien het groeiende aantal transgene muismodellen voor metabole aandoeningen, heeft de miniaturisering van de techniek voor gebruik in de muis die grote voorschotten aan metabole onderzoek.

Terwijl de concepten achter de insuline klem zijn eenvoudig, in de praktijk zijn er verschillende benaderingen voor het uitvoeren van insuline clamp experimenten. Dit is geen triviaal punt, omdat de manier waarop het experiment is uitgevoerd treft verkregen resultaten 1. Hier presenteren we het protocol dat wordt gebruikt door de Vanderbilt MMPC. Het belangrijkste verschil tussen ons protocol en dat van anderen is dat we een arteriële katheter te gebruiken voor het verkrijgen van bloedmonsters. Dit is in tegenstelling tot de grotere schaal gebruikt aanpak van OBTaining bloedmonsters door doorsnijden het puntje van de staart 4, 7, 11, 12, 14-17. Het voordeel van de bemonstering van een arteriële katheter is dat het experiment wordt uitgevoerd in een bewuste en ongeremde muis. Bemonstering van de staart vereist vaak terughoudend en verhoogt de indices van stress bij het ​​grote bloedmonsters worden verkregen: 1. Stress hormonen stimuleren van de endogene glucose productie en aantasting glucose 18, 19, mogelijk waardoor het uiterlijk van een insuline-resistent fenotype. Bemonstering van de afgehakte staart kunnen speciale Institutional Animal Care en gebruik Comite goedkeuring vanwege de stressvolle de natuur. De arteriële catheterisatie procedure werd ontwikkeld om de stress te vermijden om de muis van verbreken de staart.

Een belangrijk aspect van het uitvoeren van insuline klemmen is de mogelijkheid om euglycemia te behouden. Er zijn geen algoritmen die correct kan voorspellen hoe de GIR moet worden aangepast op basis van de bloedglucose metingen. Net als de operatie,personeelsleden die insuline clamp experimenten zullen worden bedreven bij het handhaven van een redelijke euglycemia alleen door ervaring. Het is belangrijk op te merken dat als gevolg van hun hogere stofwisselingssnelheid van de gegevens verkregen uit muizen studies zullen worden inherent lawaaierig. Dit maakt de volledige presentatie van gegevens, met inbegrip van tijd cursussen van glucose en GIR en absolute waarden voor plasma insuline, endoRa, Rd en Rg van cruciaal belang voor het vermogen van iedere lezer om de resultaten te interpreteren. De hoge glucose flux-tarieven in de muis (ongeveer 5 keer hoger dan het percentage bij de mens) warrant een hoge frequentie van glucose monsterneming. Terwijl het bloedvolume van de muis beperkt is, een minimum sampling frequentie van eens per 10 minuten is nodig om zeker te zijn dat een adequate klem is bereikt.

Zoals weergegeven in figuur 4, kan klemmen insulinespiegel anders tussen de groepen. Factoren zoals voeding interventies, transgene manipulaties of verschillen in achtergrond stammen kan van invloed zijn fasTing insuline niveaus, die vervolgens kan beïnvloeden klemmen insuline niveaus. Interpreteren van de resultaten wanneer klem insuline verschillend zijn kan problematisch zijn. Dit kan experimenteel worden aangepakt door het uitvoeren van proefprojecten om insuline-infusie tarieven die leiden tot gelijkwaardige klem insulinespiegels tussen de groepen te bereiken te selecteren. Als alternatief kan somatostatine worden gebruikt om de alvleesklier hormoon secretie remmen, en insuline en glucagon kunnen worden vervangen, experimenteel gecontroleerd tarieven. Deze laatste benadering is meer in het algemeen gedaan in insuline klemmen op ratten dan muizen. Als deze experimentele benaderingen niet worden genomen, kunnen de steady-state GIR worden genormaliseerd om de klem insuline niveau, of een gevoeligheid voor insuline index (S I) kan worden afgeleid van klem gegevens als S I = GIR / (G • ΔI), waar G is de steady-state glucose concentratie en ΔI is het verschil tussen de vasten en klem insuline concentraties. Een aanname met ofwel aanpak is dat de klem bereikte insuline niveau isbinnen het bereik waar de gevoeligheid voor insuline lineair is om de insuline niveau met betrekking volgens de groep worden bestudeerd. Dit laatste veronderstelling kan niet van toepassing zijn bij het vergelijken van insuline resistent en insuline gevoelige groepen. Idealiter moet een insuline-dosis-respons curve worden gegenereerd om de juiste insuline-infusie te selecteren. Echter, vanwege de behoefte aan extra experimenten, wordt dit zelden gedaan.

De veelzijdigheid door arteriële katheterisatie strekt zich uit tot experimentele benaderingen voorbij euglycemic klemmen. Kan bijvoorbeeld hyperglycemische klemmen, waarbij glucose toegediend tegen een variabel tarief voor hyperglycemie in vergelijking met nuchtere glucose te behouden, worden gebruikt om de endogene functie van de alvleesklier te beoordelen in vivo 2, 20, 21. De meting van de eerste fase insuline secretie tijdens deze test moet namelijk vaak overname van bloedmonsters (dat wil zeggen elke 2-5 min), wat niet haalbaar is bij het verkrijgen van monsters van het puntje van de staart. Bovendienverhoogde catecholamines als gevolg van de staart bemonstering kan schaden insulinesecretie en verbetering van glucagon secretie 22. De insuline klem protocol kan ook worden gewijzigd om glucose levels dalen tot ten opzichte van hypoglycemie tegen te gaan-regulerende respons 2, 23, 24 te beoordelen. Arteriële catheterisatie kan ook worden gebruikt om de dynamiek van het glucose metabolisme te beoordelen tijdens het sporten 25-30. Dit is aanzienlijk voordeel ten opzichte van conventionele benaderingen uitgevoerd op enkele tijdstippen pre-en post-inspanning of in geïsoleerde spieren ex vivo. De hier gepresenteerde technieken kunnen ook gebruikt worden om niet alleen glucose, maar ook vetzuurmetabolisme 31 te beoordelen.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door Grant 5-U24-DK059637-10 aan de Vanderbilt Mouse Metabole Fenotypering Center.

References

  1. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  2. Berglund, E. D., Li, C. Y., Poffenberger, G., Ayala, J. E., Fueger, P. T., Willis, S. E., Jewell, M. M., Powers, A. C., Wasserman, D. H. Glucose metabolism in vivo in four commonly used inbred mouse strains. Diabetes. 57, 1790-1799 (2008).
  3. Niswender, K. D., Shiota, M., Postic, C., Cherrington, A. D., Magnuson, M. A. Effects of increased glucokinase gene copy number on glucose homeostasis and hepatic glucose metabolism. J. Biol. Chem. 272, 22570-22575 (1997).
  4. Kim, H. J., Higashimori, T., Park, S. Y., Choi, H., Dong, J., Kim, Y. J., Noh, H. L., Cho, Y. R., Cline, G., Kim, Y. B., Kim, J. K. Differential effects of interleukin-6 and -10 on skeletal muscle and liver insulin action in vivo. Diabetes. 53, 1060-1067 (2004).
  5. Kim, J. K., Fillmore, J. J., Chen, Y., Yu, C., Moore, I. K., Pypaert, M., Lutz, E. P., Kako, Y., Velez-Carrasco, W., Goldberg, I. J., Breslow, J. L., Shulman, G. I. Tissue-specific overexpression of lipoprotein lipase causes tissue-specific insulin resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 98, 7522-7527 (2001).
  6. Kim, J. K., Fillmore, J. J., Gavrilova, O., Chao, L., Higashimori, T., Choi, H., Kim, H. J., Yu, C., Chen, Y., Qu, X., Haluzik, M., Reitman, M. L., Shulman, G. I. Differential effects of rosiglitazone on skeletal muscle and liver insulin resistance in A-ZIP/F-1 fatless mice. Diabetes. 52, 1311-1318 (2003).
  7. Kim, J. K., Fillmore, J. J., Sunshine, M. J., Albrecht, B., Higashimori, T., Kim, D. W., Liu, Z. X., Soos, T. J., Cline, G. W., O'Brien, W. R., Littman, D. R., Shulman, G. I. PKC-theta knockout mice are protected from fat-induced insulin resistance. J. Clin. Invest. 114, 823-827 (2004).
  8. Kim, J. K., Gavrilova, O., Chen, Y., Reitman, M. L., Shulman, G. I. Mechanism of insulin resistance in A-ZIP/F-1 fatless mice. J. Biol. Chem. 275, 8456-8460 (2000).
  9. Kim, J. K., Gimeno, R. E., Higashimori, T., Kim, H. J., Choi, H., Punreddy, S., Mozell, R. L., Tan, G., Stricker-Krongrad, A., Hirsch, Inactivation of fatty acid transport protein 1 prevents fat-induced insulin resistance in skeletal muscle. J. Clin. Invest. 113, 756-763 (2004).
  10. Kim, J. K., Kim, H. J., Park, S. Y., Cederberg, A., Westergren, R., Nilsson, D., Higashimori, T., Cho, Y. R., Liu, Z. X., Dong, J., Cline, G. W., Enerback, S., Shulman, G. I. Adipocyte-specific overexpression of FOXC2 prevents diet-induced increases in intramuscular fatty acyl CoA and insulin resistance. Diabetes. 54, 1657-1663 (2005).
  11. Kim, J. K., Kim, Y. J., Fillmore, J. J., Chen, Y., Moore, I., Lee, J., Yuan, M., Li, Z. W., Karin, M., Perret, P., Shoelson, S. E., Shulman, G. I. Prevention of fat-induced insulin resistance by salicylate. J. Clin. Invest. 108, 437-446 (2001).
  12. Kim, J. K., Michael, P. revis, Peroni, S. F., Mauvais-Jarvis, O. D., Neschen, F., Kahn, S., Kahn, B. B., R, C., Shulman, G. I. Redistribution of substrates to adipose tissue promotes obesity in mice with selective insulin resistance in muscle. J. Clin. Invest. 105, 1791-1797 (2000).
  13. Kim, J. K., Zisman, A., Fillmore, J. J., Peroni, O. D., Kotani, K., Perret, P., Zong, H., Dong, J., Kahn, C. R., Kahn, B. B., Shulman, G. I. Glucose toxicity and the development of diabetes in mice with muscle-specific inactivation of GLUT4. J. Clin. Invest. 108, 153-160 (2001).
  14. Haluzik, M., Gavrilova, O., LeRoith, D. Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha deficiency does not alter insulin sensitivity in mice maintained on regular or high-fat diet: hyperinsulinemic-euglycemic clamp studies. Endocrinology. 145, 1662-1667 (2004).
  15. Haluzik, M., Yakar, S., Gavrilova, O., Setser, J., Boisclair, Y., LeRoith, D. Insulin resistance in the liver-specific IGF-1 gene-deleted mouse is abrogated by deletion of the acid-labile subunit of the IGF-binding protein-3 complex: relative roles of growth hormone and IGF-1 in insulin resistance. Diabetes. 52, 2483-2489 (2003).
  16. Haluzik, M. M., Lacinova, Z., Dolinkova, M., Haluzikova, D., Housa, D., Horinek, A., Vernerova, Z., Kumstyrova, T., Haluzik, M. Improvement of insulin sensitivity after peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment is accompanied by paradoxical increase of circulating resistin levels. Endocrinology. 147, 4517-4524 (2006).
  17. Kim, H., Haluzik, M., Asghar, Z., Yau, D., Joseph, J. W., Fernandez, A. M., Reitman, M. L., Yakar, S., Stannard, B., Heron-Milhavet, L., Wheeler, M. B., LeRoith, D. Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment in a transgenic model of type 2 diabetes reverses the lipotoxic state and improves glucose homeostasis. Diabetes. 52, 1770-1778 (2003).
  18. Deibert, D. C., DeFronzo, R. A. Epinephrine-induced insulin resistance in man. J. Clin. Invest. 65, 717-721 (1980).
  19. Rizza, R. A., Cryer, P. E., Haymond, M. W., Gerich, J. E. Adrenergic mechanisms for the effects of epinephrine on glucose production and clearance in man. J. Clin. Invest. 65, 682-689 (1980).
  20. Nunemaker, C. S., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Sweet, I. R., Teague, J. C., Satin, L. S. Insulin secretion in the conscious mouse is biphasic and pulsatile. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 523-529 (2006).
  21. Nunemaker, C. S., Zhang, M., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Powers, A. C., Bertram, R., Sherman, A., Satin, L. S. Individual mice can be distinguished by the period of their islet calcium oscillations: is there an intrinsic islet period that is imprinted in vivo. Diabetes. 54, 3517-3522 (2005).
  22. Halter, J. B., Beard, J. C., Jr, P. orte, D, Islet function and stress hyperglycemia: plasma glucose and epinephrine interaction. Am. J. Physiol. 247, 47-52 (1984).
  23. Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 678-684 (2006).
  24. Jacobson, L., Ansari, T., Potts, J., McGuinness, O. P. Glucocorticoid-deficient corticotropin-releasing hormone knockout mice maintain glucose requirements but not autonomic responses during repeated hypoglycemia. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 291, 15-22 (2006).
  25. Ayala, J. E., Bracy, D. P., James, F. D., Julien, B. M., Wasserman, D. H., Drucker, D. J. The glucagon-like peptide-1 receptor regulates endogenous glucose production and muscle glucose uptake independent of its incretin action. Endocrinology. 150, 1155-1164 (2009).
  26. Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Granner, D. K., Wasserman, D. H. Hexokinase II overexpression improves exercise-stimulated but not insulin-stimulated muscle glucose uptake in high-fat-fed C57BL/6J mice. Diabetes. 53, 306-314 (2004).
  27. Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Wasserman, D. H. Distributed control of glucose uptake by working muscles of conscious mice: roles of transport and phosphorylation. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 286, 77-84 (2004).
  28. Fueger, P. T., Heikkinen, S., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Laakso, M., Wasserman, D. H. Hexokinase II partial knockout impairs exercise-stimulated glucose uptake in oxidative muscles of mice. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 285, 958-963 (2003).
  29. Fueger, P. T., Hess, H. S., Posey, K. A., Bracy, D. P., Pencek, R. R., Charron, M. J., Wasserman, D. H. Control of exercise-stimulated muscle glucose uptake by GLUT4 is dependent on glucose phosphorylation capacity in the conscious mouse. J. Biol. Chem. (2004).
  30. Fueger, P. T., Li, C. Y., Ayala, J. E., Shearer, J., Bracy, D. P., Charron, M. J., Rottman, J. N., Wasserman, D. H. Glucose kinetics and exercise tolerance in mice lacking the GLUT4 glucose transporter. J. Physiol. 582, 801-812 (2007).
  31. Shearer, J., Coenen, K. R., Pencek, R. R., Swift, L. L., Wasserman, D. H., Rottman, J. N. Long chain fatty acid uptake in vivo: comparison of [125I]-BMIPP and [3H]-bromopalmitate. Lipids. 43, 703-711 (2008).

Comments

21 Comments

  1. Dear auther
    I would like to know if the disc accomodating the arterial and venus cathters tunneled under the skin and allowing the catheter antenas to protude is a commercial item and if not how do you produce it ?
    Thank you Rona

    Reply
    Posted by: Rona S.
    November 29, 2012 - 8:09 AM
  2. Dear Rona,
    If you are referring to the MASA, please refer to section 1 of this article - "Preparation of catheters and the Mouse Antenna for Sampling Access". This section describes how to make the disc. Bend two 1.3 cm pieces of ²5 gauge steel tubing to about 1²0 degrees. Insert a 3 cm piece of PE-²0 into each steel tube. Secure both pieces of steel tubing to each other with a 5mm piece of silastic tubing. Dip the steel tubes into a drop of medical grade silicone adhesive such that the PE-²0 is vertical and the free steel tube ends come out of the bottom of the drop at about a 45 degree angle separation. Let the adhesive become solid overnight. I hope this helps.
    Best regards,
    Julio Ayala

    Reply
    Posted by: Julio A.
    November 29, 2012 - 8:46 AM
  3. Dear Julio
    Yes this was my question
    Thank you for the explenation
    All the best Rona

    Reply
    Posted by: Rona S.
    November 29, 2012 - 9:39 AM
  4. Hello Julio, I wonder how you maintain catheters. Should I flush them with heparinized saline everyday? Even if flushing everyday, catheters are clogged easily. Do I need higher heparin than 200 U/ml for flushing? Give me some advice, please? Thank you,

    Reply
    Posted by: Teayoun K.
    March 26, 2014 - 1:17 PM
  5. Hello Teayoun,
    This may depend on the material that you use for the tubing that is attached to the MASA. Originally, we used microrenathane tubing and would flush the lines daily with 200 U/ml hep saline. We have since started using PE-20 instead of microrenathane and find that we do not need to flush the lines (sometimes we will flush the lines 3 days after surgery just for good measure). With either approach, you will inevitably have some catheters clog, but this should not occur often. If you are flushing your lines daily and most of your catheters are still clogging, then there is likely another issue (perhaps the placement of the catheter is not correct?). Is this the arterial or the venous catheter? If it is the arterial catheter, is it sampling on the day of the surgery? How long until it clogs?

    Julio

    Reply
    Posted by: Julio A.
    March 26, 2014 - 2:06 PM
  6. Julio,

    Thank you for quick response. Yes, I use microrenathane to make venous catheter body, but the tip of catheter is PE-20. If the material itself is problem, I will try PE-20 to make the body part of catheter. The catheter was working well (infusion was easy and smooth as a confirmation after implantation surgery done). Arterial catheter is a commercial one from Alzet (designed for mouse jugular vein, but works well for mouse carotid artery). I've heard some comments from others. heparin causes lipolysis and changing body metabolism and streptokinase may be a problem due to microbial material causing immune response. I'm still not 100% comfortable on catheter maintenance. Metal plug was used, but it's same. I don't know exact reason yet. I wish I could figure it out soon. Thank you,

    Reply
    Posted by: Teayoun K.
    March 28, 2014 - 12:20 PM
  7. Teayoun,
    I would not recommend using PE or microrenathane for the catheter body (either vein or artery). PE is too rigid and microrenathane is too porous and prone to react (clot). It is my understanding that the Alzet catheters are made with polyurethane which, like the microrenathane, is too porous. I woudl recommend making the catheters as shown in this article (silastic for the vein and silastic with a PE-10 tip for the artery). Heparin will have an effect on lipolysis, but the amounts and frequency with which you flush should not have significant effects on metabolism. Also, when checking the catheters after the surgery, make sure that you can draw blood, not just infuse smoothly. Sometimes you can infuse very smoothly but cannot draw blood, which means that the catheter is not in place.

    Reply
    Posted by: Julio A.
    March 28, 2014 - 3:42 PM
  8. Dear author,
    Can you please provide a product number and purchasing source for the "medical silicone adhesive" used for MASA construction?
    thank you
    Joe C.

    Reply
    Posted by: Joseph C.
    April 8, 2014 - 5:11 PM
  9. Hi Joe C.

    You can get it from Fisher:

    FACTOR II INC MEDICAL ADHESIVE SIL TYPE A Catalog No.: NC9938868 Medical Adhesive, Type A

    Good luck!
    Julio

    Reply
    Posted by: Julio A.
    April 11, 2014 - 4:15 PM
  10. Dear Dr.Ayala,

    We performed surgery following your protocol, 5 days later, animals gain body weight back and both catheters stay open.We try to clamp the blood glucose level around 150mg/dl, The insulin dose is 4mU/kg.min. The fasting glucose level of our mice is around 120, During the H3 tracer infusion phase, the blood glucose level normally dropped to around 100, but will not fluctuate a lot. However when we stared insulin and glucose infusion, the blood glucose can be stable for 40 mins then suddenly drop to below 100. Then we increased GIR, the blood glucose will come back to 150s but will not stay there, after 30 mins to 40 mins it will dip again.
    We dissect the mice after surgery, to make sure there was no leakage.
    We paid attention to small blood sample size,donor blood,and we controlled temperature, we kept environment quiet. We fast mice 3hrs before clamp. Could you please give us some suggestions for trouble shooting? Thanks a lot.

    Reply
    Posted by: Kai M.
    April 15, 2014 - 11:17 AM
  11. Hello,
    Without seeing our data, particularly the time course of your glucose infusion and glucose levels, I really cannot tell you whether your experience is unusual. When you say that "it dips again", does it dip below 100 mg/dL? Does it dip by 5, 10 mg/dL? How much are you changing the glucose infusion rate? Are these wild-type mice or a transgenic line? You can contact me directly at jayala@sanfordburnham.org if you want to discuss further.

    Reply
    Posted by: Julio A.
    April 16, 2014 - 10:32 AM
  12. Dear Dr.Ayala,

    I used to use micro-renathane tubing to make venous catheter tip, however Micro-renathane is rigid, half of my catheter penetrate the venous wall, I end up with all my infusate leaked into chest cavity. Then I start to follow your instruction to make venous catheter with silastic tubing. However, I found quite a few my surgery failed because my ligation on the catheter will leak after 3,4 days. No matter how tight I made the ties, or add 1 or two more sutures, it didn't improve. I always found a big lump of infusate formed after clamp subcutaneously near the neck. I am using 6-o silk suture now. Can you please give me some hint to improve the procedure?

    Thanks

    Reply
    Posted by: Kai M.
    October 2, 2014 - 12:32 PM
  13. Hello Kai. I am Carlo and the hands doing the surgical procedure parts of the video are attached to my body :-). Kidding aside, do the opposite. Try tying over the vessel/catheter with the least possible pressure. The guide is: once you see that the suture knot is deforming the silastic tubing, you are tying too tight! You only need the suture to be snug and it should hold in the vessel without affecting the patency or causing it to leak. Let me know if this tip works.

    Reply
    Posted by: Carlo M.
    October 2, 2014 - 1:29 PM
  14. Thanks. I will try it!

    Kai

    Reply
    Posted by: Kai M.
    October 2, 2014 - 4:11 PM
  15. Dear Kai,
    Are you making the silastic "collar" using 0.020" ID silastic as shown in Fig. 1B? If you tie your suture behind this collar, it should secure the catheter in the vessel.

    Reply
    Posted by: Julio A.
    October 2, 2014 - 1:05 PM
  16. Dr.Ayala, Thanks for your reply, Yes I do, the leakage always happens around the ties before the docking beads. The ties can secure the catheter for about 4days. I doubt if my 7-o suture is too sharp, ( I typo a 6-O suture in the previous comment).so the it damage the wall of blood vessel . Can you tell me what size do you use? Another concern is if the silastic tubing is too soft. The leakage rarely happens when I use Micro-renathane tubing. Thanks.

    Reply
    Posted by: Kai M.
    October 2, 2014 - 1:25 PM
  17. Also, just out of curiosity, are you making your venous catheter as a single 6cm long piece of silastic? I ask because in your original comment, you referred to the "venous catheter tip". I was just wondering if you were trying to make it the same as the arterial catheter. It should just be a single piece of silastic with the collar slipped over it. I just saw that Carlo Malabanan posted a reply as well. He is an expert at this surgery.

    Reply
    Posted by: Julio A.
    October 2, 2014 - 1:38 PM
  18. We use 7-0 sutures and silastic tubing and have not had leaking problems with the silastic. I will confer with my colleagues at Vanderbilt to see if they have seen this before.

    Reply
    Posted by: Julio A.
    October 2, 2014 - 1:31 PM
  19. Dear Malabanan

    Could you kindly explain why 7-o is better than 6?

    Thanks

    Reply
    Posted by: Kai M.
    October 2, 2014 - 2:56 PM
  20. Dr.Ayala,

    I called the part in fornt of docking beads the "tip" , yes I used a whole piece of silastic tubing as my catheter.Thanks.

    Reply
    Posted by: Kai M.
    October 2, 2014 - 1:47 PM
  21. Dr.Ayala and Dr.Malabanan
    I figured out the reason for venous leakage is didn't insert the catheter deep enough, since I worry about the tip of venous catheter penetrating the venous wall, I only use 9mm long tip. Which cause a dead space in the vein where blood will stay and form clot, once the clot block the vein, the pressure will build up and eventually burst the venous wall when I start to infuse.Now as you suggested I am using 11mm long tip, which will stay close enough to the heart, and no clot will form before the opening of catheter. Thanks For your help.

    Reply
    Posted by: Kai M.
    November 4, 2014 - 1:04 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Video Stats