Implantation de transmetteurs radiotélémétrie fournissant des données sur l'ECG, fréquence cardiaque, température centrale du corps et de l'activité des souris de laboratoire déplacement libre

Medicine
 

ERRATUM NOTICE

Summary

Une technique chirurgicale pour l'implantation d'émetteurs de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour la mesure continue de biopotentiel (un ECG), la fréquence cardiaque, température corporelle et l'activité locomotrice chez la souris se déplacer librement est montré. Recommandations et des protocoles pour les soins postopératoires et de soulagement de la douleur, améliorer la récupération, bien-être et le taux de survie sont également présentés.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice. J. Vis. Exp. (57), e3260, doi:10.3791/3260 (2011).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

La souris de laboratoire est l'espèce animal de choix pour la plupart des recherches biomédicales, tant dans la sphère académique et l'industrie pharmaceutique. Les souris sont d'une taille gérable et relativement facile à la maison. Ces facteurs, ainsi que la disponibilité d'une richesse de mutants spontanés et induite expérimentalement, assurez-souris de laboratoire idéal pour une grande variété de domaines de recherche.

Dans la recherche cardiovasculaire, pharmacologiques et toxicologiques, la mesure précise des paramètres relatifs au système circulatoire des animaux de laboratoire est souvent nécessaire. Détermination de la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et la durée de l'intervalle QT et PQ sont basées sur l'électrocardiogramme (ECG). Cependant, l'obtention des courbes ECG fiables ainsi que des données physiologiques telles que la température centrale du corps chez la souris peut être difficile en utilisant des techniques de mesure classiques, qui nécessitent le raccordement de capteurs et de fils conduire à une retenue, attachés, ou même uneanimaux aesthetized. Les données obtenues de cette manière doivent être interprétées avec prudence, car il est bien connu que de retenue et de l'anesthésie peut avoir une influence majeure sur les paramètres physiologiques artéfactuelle 1, 2.

Radiotélémétrie permet aux données d'être collectées à partir d'animaux conscients et autonomes. Les mesures peuvent être réalisées même dans les animaux se déplacent librement, et sans nécessiter l'enquêteur pour être dans la proximité de l'animal. Ainsi, les sources connues d'artefacts sont évités, et des mesures précises et fiables sont assurés. Cette méthodologie permet également de réduire la variabilité interanimal, réduisant ainsi le nombre d'animaux utilisés, rendant cette technologie la méthode la plus humaine de la surveillance des paramètres physiologiques dans trois animaux de laboratoire, 4. Progrès constants de la technologie d'acquisition de données et la miniaturisation implant signifie qu'il est désormais possible d'enregistrer les paramètres physiologiques et l'activité locomotrice en continu et en temps réel sur de longues periods comme les heures, des jours voire des semaines 3, 5.

Ici, nous décrivons une technique chirurgicale pour l'implantation d'un émetteur de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour des mesures continues de la température corporelle, l'activité locomotrice et biopotentiel (c. onelead ECG), d'où la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et PQ et l'intervalle QT peut être établi en freeroaming, souris untethered. Nous présentons également pré-opératoire des procédures et des protocoles pour les soins postopératoires intensifs et traitement de la douleur qui permettent d'améliorer la récupération, bien-être et les taux de survie chez les souris implantées 5, 6.

Protocol

L'expérimentation animale a été approuvé par l'Office vétérinaire cantonal (Zurich, Suisse). Logement et des procédures expérimentales ont été en conformité avec la loi de protection des animaux en Suisse et se conformer à la directive européenne sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (DIRECTIVE 2010/63/EU DU PARLEMENT EUROPÉEN ET DU CONSEIL du 22 Septembre 2010).

1. Pré-opératoire des considérations

1.1 Souris: les besoins en logement, l'état général et la surveillance de la santé

Il est recommandé que les souris livrées par des fournisseurs ou transférés à partir des colonies de rongeurs externes doivent arriver à l'installation de logement au moins deux semaines avant la chirurgie. Cette période devrait permettre aux animaux de s'adapter au nouvel environnement et les conditions propres à l'installation de logements. Souris, que les animaux vivant sociaux, devraient être hébergés en groupes compatibles pendant cette période d'adaptation. Pour la surveillance du niveau d'un individu dealimentaires et de consommation d'eau, chaque souris est logés individuellement à partir de 3 jours avant la chirurgie jusqu'à 10 jours après l'implantation du transmetteur chirurgicale. La ligne du temps pour établir télémétrique-émetteur-souris porteuses est montré dans la figure 1. Il est crucial que les animaux proviennent d'une intervention chirurgicale en bonne santé et sa condition. Par conséquent, avant la chirurgie, les animaux doivent être surveillés une fois par jour pendant 2-3 jours sur l'état général (apparence, la posture, le comportement spontané) ainsi que pour le poids corporel, la nourriture et la consommation d'eau. Ces données sont documentés dans le dossier médical (état général et la surveillance de la santé la feuille de données, tableau 1) d'établir des niveaux de référence individuel de l'état général et la santé globale et de bien-être. Tout animal présentant des symptômes de maladie ou d'altération état général avant l'intervention chirurgicale devrait être exclu de l'expérience.

1,2 écrêtage cheveux moins un jour avant la chirurgie

Le jour avant l'implantation, afin de raser les animals pour la chirurgie, les souris sont brièvement anesthésiés dans un petit (8x8x8cm) chambre de plexiglas à l'aide sévoflurane (8%) ou de l'isoflurane (5%) dans l'oxygène pur (600 mL / min). Après la perte du réflexe de redressement, la souris est prise hors de la chambre et les cheveux antérieure du cou et des douleurs abdominales est coupé avec l'animal couché dans recumbence dorsale; anesthésie est maintenue pendant environ 5 minutes avec un masque nez avec 3-4% sévoflurane ou isoflurane 1,5-3% de l'oxygène pur à un débit de 600 mL / min. Après le rognage des cheveux, les animaux sont autorisés à se réveiller et sont alors ramenés à leur cage.

2. L'implantation

2.1 Environnement d'exploitation, la préparation de l'émetteur télémétrique

Le jour de l'implantation, toutes les procédures concernant la préparation du transmetteur et de la chirurgie sont effectuées sur un banc de travail avec une hotte à flux laminaire équipée d'un microscope chirurgical. Des conditions d'asepsie sont assurés par l'utilisation de l'autoclave instruments et des matériaux stérilisés et en désinfectant le banc de travail 7. Avant l'implantation, les émetteurs télémétriques (ETA-F10, Data Sciences International, St. Paul, MN, États-Unis) sont d'abord préparés. Après avoir retiré de leur emballage stérile, le conduit de l'émetteur sont raccourcies à une longueur adaptée à la taille de la souris pour être implantés. Dans la majorité des souris adultes consanguins ou consanguins, l'électrode rouge peut être réduite à environ 42 mm et l'électrode blanc / incolore à une longueur d'environ 55 mm. Isolation tube est retiré de la partie distale (sensoriel) partie de la donne: environ 20 mm de tube est enlevé de l'électrode rouge, environ 10 mm de tube est retiré de l'électrode blanc / incolore. La partie distale de chaque électrode (qui est maintenant sans tube) est formé dans une boucle par la fixation de la fin avec des sutures de soie fine (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Allemagne). Après avoir préparé les électrodes, l'émetteur est placé dans warm saline stérile prête à être implantée lorsque l'animal est anesthésié et préparé chirurgicalement.

2.2 Anesthésie

À 5-10 minutes avant l'induction de l'anesthésie par inhalation, un mélange de midazolam (4 mg / kg) et fentanyl (0,04 mg / kg) sont administrés par voie sous cutanée comme prémédication, fournissant ainsi la sédation et l'analgésie préventive. Anesthésie par inhalation générale est induite en plaçant l'animal dans la chambre de l'induction et l'introduction de l'agent volatil anesthésique (sévoflurane ou l'isoflurane 8% 5% dans l'oxygène pur 600 min ml /). Lorsque l'animal montre une perte du réflexe de redressement, il est transféré à la table de travail sous la hotte à flux laminaire, et placé dans recumbence dorsale sur une plaque métallique spécialement conçu équipé d'un masque nasal et les tubes de l'appareil d'anesthésie. L'anesthésie est maintenue par la respiration spontanée (sévoflurane ou l'isoflurane 3-4% 1,5-3% de l'oxygène pur à un débit de 600 mL / min). Pendant l'anesthésie, l'animal des yeuxs sont protégées par une pommade (vitamine A, Baush & Lomb, Steinhausen, Suisse). Tout en se trouvant sur la plaque métallique de l'animal est réchauffé par la surface au bain-marie chauffé (39 ° C + / -1) du banc de travail.

2.3 Chirurgie

La peau de la région antérieure du cou et des douleurs abdominales est désinfecté avec de l'éthanol à 70%. A 1 - incision de 1,5 cm de long dans la peau est faite de la partie inférieure du thorax le long de la ligne médiane de l'abdomen. Le négatif (blanc / incolore) plomb est percé un tunnel sous-cutané du thorax à la nuque, où une petite incision (≤ 0,5 cm) est faite dans le sens longitudinal. La peau et les tissus sous-jacents sont préparés pour faire place à la fixation de la boucle de fil de l'électrode. La boucle de fil est fixé entre les muscles situés à la droite de la trachée, en utilisant deux fils de soie fine (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Allemagne). La blessure au cou est ensuite fermée avec des sutures résorbables (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Allemagne) dans des couches. La paroi abdominale est alors ouvert à la ligne blanche et le corps de l'émetteur télémétrique est placé dans la cavité abdominale de souris. La boucle de fil de la borne positive (rouge) de l'électrode est suturée à la pointe du sternum avec des fils de soie de telle manière qu'elle se situe entre le foie et le diaphragme dans la région abdominale supérieure gauche (figure 2). Ensuite, les couches musculaires de la région abdominale sont fermés avec des sutures résorbables (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Allemagne). Avant la fermeture, enfin la paroi abdominale, un mélange de sulfadoxine et triméthoprime [(30 mg / kg et 6 mg / kg, respectivement; dissous dans 1 ml de solution saline (0,9%) et à la température corporelle d'environ (38-39 ° C)] est injecté dans la cavité abdominale à des fins de prophylaxie anti-infectieuse et de soutenir l'homéostasie des fluides. Enfin, la peau de la région abdominale est restaurée avec des agrafes (Précis, 3 soins de santé M, St. Paul, MN, États-Unis).

3. Soins post-opératoires

Après achèvement de la chirurgie et l'anesthésie, 0,1 mg / kg de buprénorphine (Temgésic, Essex Chemie AG, Lucerne, Suisse) et 5 mg / kg de méloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Bâle, Suisse) est administré par voie sous cutanée pour le traitement de la douleur, et le les animaux sont laissés sur le chaud (39 ° C + / -1) de surface de la table de travail pour récupérer pendant environ 2h. Avec soulagement de la douleur (deux fois par jour: buprénorphine, 0,1 mg / kg et le méloxicam 5 mg / kg), une thérapie de soutien composé de 300 uL de glucose (5%) et 300 uL salée (0,9%) chauffé à la température du corps, sous-cutanée est appliquée deux fois par par jour pendant 4 jours. Pour soutenir la reprise plus loin, il est utile de fournir des animaux avec une bouteille de boisson supplémentaire contenant une solution de glucose à 15%. Pendant la période de récupération de 4-10 jours, il est recommandé que les animaux sont gardés au chaud. Par conséquent, dans notre cas, les souris sont logés dans une armoire chauffante (30 ° C + / - 1). Surveillance de l'état général et le poids corporel, commeainsi que la consommation de nourriture et d'eau, est effectuée une fois par jour en fonction de l'état général et la fiche suivi de la santé (tableau 1) pendant 10 jours post-opératoire. Humane terminaux, à savoir le sacrifice d'un animal afin d'éviter des souffrances inutiles et la douleur, si la progression de la reprise n'est pas satisfaisante, sont réalisés sous les conditions suivantes:

  1. Si, en mauvais état ​​général, c'est à dire que l'animal est sensiblement apathiques (aucun mouvement après avoir été touché / poussé) et sa surface corporelle est froid malgré le réchauffement, l'animal devrait être euthanasiés immédiatement.
  2. Si, le jour 4 après l'implantation du transmetteur, l'animal montre des signes clairs de l'apathie, est extrêmement agressif ou ne montre aucun apport alimentaire, il devrait être euthanasiés immédiatement.
  3. Au jour 8 après l'implantation du transmetteur, l'animal a à afficher une nette augmentation de poids corporel par rapport à la précédente jour post-opératoire. Par ailleurs, il a à consommer à lEst 80% de l'apport pré-opératoire de nourriture quotidienne. Si une de ces conditions n'est pas remplie, l'animal devrait être euthanasiés immédiatement.

A 10 jours après l'implantation, l'animal est transféré à la salle des animaux dans des conditions de logement standard. Souris devraient être hébergés en groupes compatibles pour permettre l'interaction sociale et à prévenir les effets néfastes à long terme de logements individuels, qui peuvent avoir des répercussions importantes sur la lecture des expériences subséquentes 8, 9. Souris devraient avoir une période d'au moins 4 semaines après l'implantation de convalescence émetteur avant la première expérience est menée et l'acquisition des données commence.

4. Acquisition de données

La collecte des données est initiée par toucher l'animal avec un aimant, sur quoi l'émetteur est allumé. Dataquest ART Logiciel (Data Sciences International, St. Paul, MN, États-Unis) coordonne la détection, la collecte, l'analyse et grPrésentation aphical (sous la forme de formes d'onde) des signaux d'un ou plusieurs animaux. Le programme d'acquisition de données recueille les signaux envoyés à l'ordinateur des convertisseurs et des récepteurs via une matrice d'échange de données (Data Sciences International). Ce programme peut recueillir des données pour une durée déterminée à des intervalles réguliers ou d'un échantillon continu et enregistrer les données sur le disque dur de l'ordinateur. Comme la gamme et la qualité du signal émis dépend fortement de la composition du matériau de la cage et l'équipement environnant (par exemple en métal vs plastique), il est suggéré que la plaque du récepteur est placé au plus près à l'animal que possible, par exemple sous la animaux en cage ou au-dessus de la zone, banc expérimental en laboratoire, par exemple ou un tapis roulant. Il est recommandé que la configuration correcte du système de transmission de données d'enregistrement et être vérifié en faisant un bref examen des mesures en temps réel en mode d'échantillonnage en continu. Une fois les données ont été recueillies et stockées, elles peuvent être tracéTed, répertoriés et analysés pour une variété de différents paramètres en utilisant le programme d'analyse. Détails de la configuration du système d'enregistrement (par exemple la définition de l'échantillonnage operandi), et le logiciel d'analyse (par exemple pour les paramètres de la fréquence cardiaque variabilité, PQ intervalle et l'intervalle QT établi à partir de biopotentiel / ECG courbes) peuvent être trouvées dans les manuels du fabricant. Conseils utiles pour la planification biométrique et les méthodes statistiques utiles pour l'acquisition des données télémétriques et d'interprétation sont publiés par ailleurs 3.

5. Les résultats représentatifs:

Un schéma d'ensemble de la procédure décrite est montré dans la figure 1. La position de l'émetteur implanté, y compris l'emplacement des électrodes pour obtenir biopotentiels du coeur (un ECG) est montré dans la figure 2. Exemples de données brutes à partir des courbes de court terme biopotentiel (un ECG) et la fréquence cardiaque à long terme, la température centrale du corps et des enregistrements de l'activité locomotrice de la personnesouris sont donnés dans la Figure 3 et Figure 4, respectivement. La figure 5 donne un exemple des données publiées à partir des mesures à long terme dans des groupes de souris après une expérience. Plusieurs autres paramètres peuvent être établies à partir des courbes biopotentiels. Exemples de présentation des paramètres cardiaques variabilité des taux de 5, l'intervalle QT et PQ intervalle de 10, 11 sont publiés par ailleurs.

Tableau 1. Etat général et de surveillance de la santé la feuille de données. Cliquez ici pour télécharger la fiche. Ce modèle facilite le suivi de l'état général d'une souris individu et la santé. L'examen de base de l'apparence d'un animal, la posture et le comportement spontané, ainsi que la détermination du poids corporel et la consommation d'aliments et d'eau doit être établi avant la chirurgie d'implantation une fois par jour pendant 3 jours. Comparaison du dosage de base avec ceux obtenuspar jour pendant 10 jours après la chirurgie permettent d'évaluer la progression de la récupération post-opératoire. En outre, les soins post-opératoires et de traitement de la douleur sont bien documentés dans la forme d'un dossier médical. Instructions sur les paramètres humains sont donnés afin de faciliter les décisions à savoir si une souris doit être sacrifiée pour éviter des souffrances inutiles si l'animal ne répond pas aux critères pour une récupération rapide après l'implantation.

Figure 1
Figure 1. Horaire de l'établissement émetteur télémétrique-souris porteuses. Ordre chronologique des procédures relatives à l'implantation d'un émetteur montrant les points de temps au cours de laquelle une souris peut être utilisée pour des expériences et l'acquisition de données.

Figure 2
Figure 2. Radiographie / croquis montrant l'emplacement de l'Telemet implantéTransmetteur ry. Le corps de l'émetteur est placé dans la cavité abdominale. Le fil positif est formé dans une boucle de fil et fixes à la pointe du sternum avec des sutures. Le plomb est négative tunnel sous-cutané du thorax à la nuque et fixe comme une boucle de fil entre les muscles directement à côté de la trachée. La radiographie est tirée de la publication par les auteurs précédents en 9 animaux de laboratoire.

Figure 3
Figure 3. Biopotentiel courbes. Raw impression des courbes de l'ECG d'un plomb de la souris conscient et d'un même animal sous anesthésie par inhalation avec le sévoflurane. La fréquence cardiaque est calculée automatiquement par le système de télémétrie. La séquence de 3 secondes enregistrées sous anesthésie indique une fréquence cardiaque de 440 bpm. La courbe enregistrée chez la souris montre consciente une fréquence cardiaque de 660 bpm, qui s'inscrit dans la fourchette prévue de la fréquence cardiaque pendant le modeTaux des activités physiques comme le toilettage ou de manger. De courbes ECG biopotentiel / un-plomb, les paramètres de fréquence cardiaque variabilité, l'intervalle entre les battements, et PQ et l'intervalle QT peut être établie avec l'utilisation des logiciels du fabricant.

Figure 4
Figure 4. Les données brutes provenant mesures à long terme chez la souris saines et malades. Fréquence cardiaque (bpm), la température centrale du corps (° C) et l'activité locomotrice (chiffres) sont mesurées alors que les souris sont logés individuellement dans leur cage sans aucune perturbation des procédures de l'homme ou expérimentales. La fréquence cardiaque est enregistrée pendant 30 secondes toutes les 5 minutes (fréquence d'échantillonnage à 1000 Hz). Température centrale du corps est échantillonné pendant 10 secondes toutes les 5 minutes. L'activité locomotrice est enregistrée en continu et stockés à 5 minutes d'intervalle. Points de données de cinq minutes sont tracées pour les 6,5 jours. Les mesures télémétriques sont enregistrées à partir de trois souris avec différentsconditions corporelles. La souris saines montre un rythme circadien clairs avec des hausses normales des valeurs physiologiques et le comportement de l'activité locomotrice pendant la nuit (la nuit) de phase. En revanche, après une chirurgie majeure, la fréquence cardiaque est augmenté, en particulier dans la phase de la lumière du jour, et l'activité locomotrice est déprimé. Le troisième souris souffraient de maladies chroniques de sa tumeur du rythme circadien du rythme cardiaque et la température centrale du corps apparaît aplati, et l'activité locomotrice est diminuée. Données représentatives de la fréquence cardiaque (valeurs normales et après une chirurgie majeure) sont extraites de la publication par les auteurs précédents Altex 12.

Figure 5
Figure 5. Exemple de présentation des résultats de mesures de télémétrie à long terme après une expérience. Le chiffre est tiré de la publication par les auteurs précédents en 1 les animaux de laboratoire. Comme une expérience exemplaire, un isofl de 50 minutesL'anesthésie Urane ou sévoflurane a été exécuté. L'impact à long terme de l'anesthésie sur la fréquence cardiaque, température corporelle et l'activité locomotrice après que les animaux étaient éveillés a été comparée. En utilisant 16 émetteurs implantés souris, les données télémétriques ont été enregistrés dans huit souris par anesthésie tandis que les animaux ont été logés individuellement et autorisés à errer librement dans leurs cages à domicile. Pour l'analyse des effets de salle de réveil à long terme, nous avons pris en compte que les valeurs varient fortement au cours d'un cycle de 24 h puisque les souris sont actifs surtout la nuit. Par conséquent, les moyennes des valeurs télémétrique pour chaque animal ont été calculés séparément pour la nuit (12 h d'obscurité) et le jour (12 h de lumière) phases. Des valeurs normales d'un individu ont été établies par des moyens de calcul à partir des trois jours avant l'anesthésie. Pour chaque jour après l'anesthésie, la moyenne de la phase d'obscurité et de lumière a été comparée à des valeurs normales de l'individu, résultant en des valeurs delta. Ainsi, les valeurs du delta représentent l'écart par rapport aux valeurs normales (établies avantà l'anesthésie) à la correspondante de 12 h jour et la nuit. Colonnes représentent la moyenne de huit souris; barres indiquent l'écart type. Les astérisques indiquent la significativité à P ≤ 0,05 (One-analyse de la variance pour la comparaison des moyennes de groupe à chacun des quatre jours après l'anesthésie avec des valeurs normales).

Discussion

Radiotélémétrie est une alternative puissante aux méthodes conventionnelles de mesure de paramètres physiologiques dans la recherche biomédicale. Systèmes de télémétrie de haute qualité composé de implantables émetteurs, récepteurs et d'acquisition de données et le matériel d'analyse et de logiciels sont désormais disponibles dans le commerce, même pour des animaux aussi petits que des souris. Télémétrie représente la seule technique actuellement disponible pour la collecte de données à partir effrénée, se déplaçant librement souris. En utilisant cette méthode, il est désormais possible de recueillir des données en continu et / ou pour de plus longues périodes de temps à partir d'animaux résidant dans leur propre environnement familier, minimisant ainsi le stress des animaux et par conséquent des artefacts expérimentaux. La forme et la position de la mène a été optimisé afin d'obtenir des signaux, même pendant les mouvements rapides (par exemple, luttent, courir, se battre) ou dans une posture verticale 9. Ainsi, des mesures précises peuvent être obtenues lors d'expériences, par exemple pendant l'anesthésie, le stress auduction, tout en fonctionnant sur un tapis roulant, au cours d'expériences comportementales, lors d'expériences d'infection, et de nombreuses autres situations expérimentales.

Toutefois, afin d'obtenir des données fiables, reproductibles et sans artefact, il est crucial d'exclure les influences environnementales, et nous attirons l'attention particulière à l'importance des conditions standardisées. Il est recommandé que la salle est isolée du bruit électronique et acoustique, y compris les ultrasons, à laquelle les souris sont particulièrement sensibles. En outre, aucun des perturbations, comme les visiteurs ou sans rapport avec les procédures expérimentales, devraient être autorisés lors de la conduite des mesures. Pour éviter toute interférence des influences (notamment en cas de mesures cage), toutes les procédures nécessaires élevage devrait être terminée dans la salle avant de commencer chaque mesure. En outre, le boîtier de la souris, en particulier si les mâles sont utilisés en groupes ou individuellement peuvent avoir un impact sur les mesures et doivent être considérés lors de PLAexpériences nning 9. En outre, les souris doivent être sains et exempts de pathogènes murin, puisque les infections latentes ou manifestes, ainsi que des maladies ou de toute atteinte à la santé d'autres, peuvent avoir une influence considérable sur les paramètres physiologiques et le comportement d'activité. En conséquence, les souris doivent se rétablissent complètement après l'implantation et avoir suffisamment de temps pour s'adapter à roulement de l'émetteur avant de commencer toute expérimentation.

La collecte des données par télémétrie chez la souris nécessite préliminaires implantation chirurgicale de l'émetteur de télémétrie. Cela devrait être effectué uniquement par du personnel qualifié avec des compétences chirurgicales, afin de minimiser le traumatisme des tissus et la douleur subséquente et la détresse. Pour la tenue des expérimentateurs de base ou même avancés (micro-) compétences chirurgicales, il est recommandé d'effectuer les premiers essais sur des cadavres de souris frais en utilisant des implants de formation (par exemple, des mannequins, fournies par le fabricant) pour établir les procédures et se familiariser avec les spécificités de ce genrede la chirurgie. Après cette formation, la plupart des expérimentateurs serait capable d'implanter ce type d'émetteurs avec succès et devrait atteindre une compétence utile après une implantation quelques-uns.

Des conditions d'asepsie doivent être maintenues pendant une chirurgie à maintenir la charge microbiologique et le risque d'infections faibles. Toutefois, la stérilité complète ne peut être fournie en raison de certaines conditions spécifiques stérilité, contradictoires chez la souris (par exemple, l'effet de refroidissement de l'écrêtage des cheveux vaste et la désinfection, l'impraticabilité des pansements pour protéger les blessures). Ainsi, prophylaxie anti-infectieuse est administré lors de l'implantation. Eh bien adaptée traitement antalgique et un plan de surveillance clairement définies ainsi que suffisamment de soins post-opératoires jouent un rôle crucial dans le résultat satisfaisant de l'expérience.

Globalement, l'implantation chirurgicale d'un émetteur télémétrique chez la souris va être stressant pour l'animal. En particulier, si la modification génétique dans Speclignées de souris IFIC influence le phénotype et altère l'état des animaux »corporelles, les complications dans le laps de temps péri-opératoire et les taux de décès a augmenté après l'implantation pourrait être un risque. Pour éviter des souffrances inutiles, les individus présentant de récupération insatisfaisantes ou une convalescence prolongée devraient être libérés de l'expérience et se sont sacrifiés avant d'atteindre un stade de moribond. Pour ce faire, une feuille de données (Tableau 1: l'état général et la surveillance de la santé la feuille de données) en facilitant la surveillance systématique des symptômes critiques et fournir des conseils sur les paramètres humains a été établie. Ainsi, la récupération est documenté dans le style d'un dossier médical ou un journal de laboratoire, ce qui rend la conduite de cette méthodologie (ie procédure d'implantation et de récupération post-opératoire) transparente pour les autorités et organes compétents de protection des animaux responsables de l'expérimentation animale (par exemple, IACUC).

Disclosures

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Acknowledgements

Les auteurs tiennent à remercier Charles River Allemagne pour fournir souris CD-1. Nous remercions également Robin Schneider et le personnel du laboratoire central de soutien biologiques chez la souris logement. Nous remercions aimablement Nicholls Flora pour l'assistance technique excellente et le professeur Kurt Burki pour avoir généreusement fourni les installations de recherche et de ressources.

References

  1. Cesarovic, N. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice. Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).
  2. Gross, V., Luft, F. C. Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice. Hypertension. 41, 879-881 (2003).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).
  5. Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).
  6. Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).
  7. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).
  8. Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory. J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).
  9. Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs. Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).
  10. Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions. BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).
  11. Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital. Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).
  12. Arras, M. Improvement of pain therapy in laboratory mice. Altex. 24, 6-8 (2007).

Erratum

Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016. Citeable Link.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Step 1.2 in the Protocol has been updated from:

1.2 Hair clipping at one day prior to surgery

The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.

to:

After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.

Step 2.3 in the Protocol has been updated from:

2.3 Surgery

The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).

to:

2.3 Surgery

The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:

3. Post-operative care

After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:

i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately

ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.

iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.

At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.

to:

After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:

i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately

ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.

iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.

At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.

The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:

Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

to:

Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Comments

1 Comment

  1. With the help of radio telemetry systems we are in the state of gathering the data about various animals. By the application of radio telemetry we can measure ECG, heart rate etc.

    http://www.stiengineering.com.au/industries/industrial-automation-and-scada-systems.aspx

    Reply
    Posted by: Alann P.
    August 5, 2013 - 2:57 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics