Detecção de RNA viral por fluorescência

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Um fluorescência

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Vyboh, K., Ajamian, L., Mouland, A. J. Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization (FISH). J. Vis. Exp. (63), e4002, doi:10.3791/4002 (2012).

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Abstract

Os vírus que infectam células provocam alterações específicas para as funções celulares normais que servem para desviar a energia e recursos para a replicação viral. Muitos aspectos da função da célula hospedeira são comandados por vírus, geralmente por a expressão de produtos de genes virais que proteínas do hospedeiro recrutam celulares e máquinas. Além disso, os vírus engenheiro organelas de membrana específicos ou de marcas sobre a vesículas celulares e proteínas de motor para alvejar regiões da célula (durante a infecção de novo, vírus cooptar proteínas motor molecular para alvejar o núcleo, mais tarde, durante a montagem do vírus, eles irão sequestrar celular máquinas que ajudarão na montagem de vírus). Menos é entendido sobre a forma como os vírus, em particular aqueles com genoma de RNA, coordenar o tráfico intracelular de proteínas e componentes de ARN e como eles atingir a montagem de partículas infecciosas em loci específicos na célula. O estudo de localização de RNA começou em trabalhos anteriores. Desenvolver menor EM eucarióticasbryos e células neuronais, desde a informação biológica importante, e também ressaltou a importância da localização RNA na programação de cascatas de expressão gênica. O estudo em outros organismos e sistemas celulares rendeu informações importantes semelhante. Vírus são parasitas obrigatórios e devem utilizar suas células hospedeiras para replicar. Assim, é crítico para compreender como os vírus de RNA dirigir genomas seu RNA a partir do núcleo, através do poro nuclear, através do citoplasma e em que um dos seus destinos finais, em partículas progenitura do vírus 1.

FISH serve como uma ferramenta útil para identificar mudanças de estado estacionário localização do RNA viral. Quando combinado com imunofluorescência (IF) análise 22, FISH / IF co-análises irá fornecer informações sobre a co-localização de proteínas com o RNA viral 3. Esta análise, portanto, fornece um bom ponto de partida para testar a RNA-proteína interações, bioquímica ou outro biofísicotestes de 4,5, já que co-localização, por si só não é evidência suficiente para ter a certeza de uma interação. Ao estudar a localização de RNA viral utilizando um método como este, abundante informação foi obtida em ambos os virais e celulares eventos tráfico de RNA 6. Por exemplo, o HIV-1 produz RNA no núcleo de células infectadas mas o RNA é apenas traduzida no citoplasma. Quando uma proteína viral chave está ausente (Ap) 7, FISH do RNA viral revelou que o bloco para a replicação virai é devido à retenção de HIV-1 RNA genómico no núcleo 8.

Aqui, apresentamos o método de análise visual de virais RNA genômica in situ. O método faz uso de uma sonda de RNA etiquetado. Esta sonda foi projetada para ser complementar ao RNA genômico viral. Durante a síntese in vitro do RNA antisense da sonda, o ribonucleótido que é modificado com digoxigenina (DIG) está incluído em um in vitro transcription reacção. Uma vez que a sonda tem hibridado com o mRNA alvo nas células, as etapas subsequentes de anticorpos de rotulagem (Figura 1) irá revelar a localização do mRNA, bem como proteínas de interesse ao realizar FISH / IF.

Protocol

1. Preparação da Sonda

  1. Digest ug 1 do vector de transcrição in vitro, pKS (+) pol 236nt 9 com Kpn1 enzima a 37 ° C durante 1 hora e executar o produto de ADN linearizado num gel de agarose. O fragmento deve ser de aproximadamente 2500 pb.
  2. Cortar o fragmento fora do gel e purificar usando o Micro Roche Eluir Kit Gel Extraction (todos os reagentes utilizados estão listados na Tabela 1). Realizar a eluição final em 30 ul de tampão de eluição. Executar 5 uL do produto sobre um gel de agarose para verificar a purificação.
  3. Misturar uma reacção de transcrição in vitro (ver receita abaixo) utilizando o Roche DIG RNA rotulagem kit e incubar a 37 ° C durante 2 horas.

In vitro reacção de transcrição:

Linearizado de DNA 23 ul
1X DIG RNA rotulagem mix (Roche) 4 ul
1X Tratampão nscription 8 ul
20U RNase OUT 1 ml
80U polimerase de ARN T7 4 ul
Total 40 uL
  1. Adicionar 228 U de DNase I e incubar a 37 ° C durante 15 min.
  2. Parar a reacção por adição de EDTA pH 8,0 para uma concentração final de 20 mM.
  3. Purifica-se a reacção utilizando as colunas rotação rápida da Roche, tal como especificado pelo fabricante.
  4. Purifica-se o sonda por precipitação com 1/10 volume de DEPC-tratada pH NaOAc 3M 5,2 e 2,5 volumes de etanol gelado a 95%. Misturar e incubar à temperatura de -80 ° C durante 30 min a durante a noite.
  5. Centrifugar a sonda durante 15 min a 4 ° C a 15.000 x g.
  6. Remover o sobrenadante e lava-se o sedimento em etanol gelado a 70%. Centrifugar novamente durante 5 min a 4 ° C a 15.000 x g.
  7. Remover o sobrenadante e secar o sedimento. Ressuspender o sedimento em 50 uL wAter (DNase / RNase livre), contendo 10 U Invitrogen RNase OUT.
  8. Estimar a concentração de sonda por espectrofotometria (RNA medida a 260 nm), e diluir até uma concentração de 5 ng / uL. Armazenar em alíquotas a -20 ° C para utilização de curto prazo, ou -80 ° C para armazenamento a longo prazo. Recomenda-se para realizar comparações de ensaio, inter assim conservar um aliquota para isso.

2. Fixação das células

  1. É importante inicialmente para as células de sementes aderentes para não tratadas, lamínulas estéreis para a confluência final após a colheita é de aproximadamente 70-80%. Para as células não aderentes, crescem como normal e quando estiver pronto para recolher, incubar-los com lamelas que foram tratados com 0,01% w / v de poli-L-lisina (Sigma-Aldrich, Inc.) durante 1 hora. Para um 12-bem placa de poliestireno típico de cultura de tecidos (3,8 cm 2), 150,000 (por exemplo, células HeLa) são plaqueadas a 24 horas antes da transfecção. As células não aderentes podem ser infectados ou transfectadas, como de costume e deixou-se adaqui para deslizamentos de vidro de cobertura antes da fixação 3.
  2. Descartar os meios de comunicação e lavar as células com solução salina tamponada com fosfato 1X preparada em água duplamente destilada (DPBS) durante 1 min. Dietilpirocarbonato (DEPC, Sigma-Aldrich, Inc.)-tratada 1X PBS podem também ser utilizados, no entanto PBS não tratado não pode, pois pode conter enzimas RNase.
  3. Descartar o PBS e adicionar paraformaldeído a 4%, o suficiente para cobrir as células completamente. Incubar durante 15-20 min.
  4. Descartar o paraformaldeyhyde e lavar as células com 1x DPBS durante 1 min.
  5. Descartar o DPBS e adicionar 0,1 M de glicina (dissolvido em 1X DPBS). Incubar durante 10 min.
  6. Descartar o glicina e lavar as células com 1x DPBS durante 1 min.
  7. Descartar o DPBS e adicionar 0,2% de Triton-X (dissolvido em 1X DPBS). Incubar durante 5-10 min. Se coloração para proteínas de envelope de nucléolos ou nuclear, permeabilizar com Triton X-100 para não mais do que 5 min ou a localização da proteína irá tornar-se difusa.
  8. Descartar o Triton X-100 e lavar uma vez em1X DPBS durante 1 min.
  9. Para armazenamento a longo prazo, substituir PBS com etanol a 70% e armazenar a 4 ° C durante até quatro meses. Alternativamente, lave mais uma vez com 1X DPBS e prossiga para FISH.

3. Hibridização fluorescente in situ (FISH)

  1. Se as lamelas foram armazenados em etanol, substituir o etanol com 1x DPBS e permitir que as células para re-hidratar durante 30 min. Reidratação pode ser feito durante a noite se as lamelas são armazenadas a 4 ° C.
  2. Lave as lamelas com 1x DPBS durante 1 min.
  3. Prepare slides para incubar as lamelas em diante, tendo o cuidado de limpar e classificá-los bem.
  4. Para uma lamela 18mm, adicionar 50 ul de solução de DNase (25 unidades / lamela, comercialmente disponíveis) para o slide. Adicionar a lamela, sendo certo colocá-lo lado das células para baixo, e incubá-lo durante 15 min à temperatura ambiente.
  5. Lave as lamelas com 1x DPBS durante 1 min.
  6. Adicionar 50 ul mistura de hibridação (ver receita abaixo) por lamela emum deslizante e incubar o lado das células para baixo para a lamela 16-18 h, a 42 ° C. A incubação deve ser realizada em um tabuleiro contendo uma formamida a 50%, 2X SSPE mistura (12,5 ml de formamida desionizada, 2,5 ml de 20X SSPE, 10 ml de água).

Mistura de hibridação (para uma lamela, 50 ul):

Quantidade de ações Material de (a uma concentração final)
25 uL Formamida, 50% (desionizada; qualquer fonte)
5 ul (de 10 mg / ml) tRNA, 1 mg / ml (Sigma-Aldrich, Inc)
5 ul (de 20X) SSPE, 2X
5 ul (de 50X) Denharts, 5X
0,125 ul (de 5 unidades) RNase OUT
5 ul (25 ng de 5 ng / uL) Probe
5 ul H 2 O DEPC, para fazer a finalvolume de 50 ul
  1. Incubar lado das células para baixo lamelas em formamida a 50 uL de 50% (diluído em 1X DPBS) durante 15 min a 42 ° C.
  2. Lave as lamelas duas vezes em 2X SSPE, incubando-as lado das células para baixo em 50 uL 2X SSPE (20X SSPE diluído em 1X DPBS) durante 5 min cada, a 42 ° C.
  3. Lave as lamelas em 1X DPBS durante 1 min.

4. Técnica de imunofluorescência

  1. Bloquear as lamelas, colocando-as lado célula para baixo em 50 uL 1X Roche solução de bloqueio (solução Roche 10X de bloqueio diluído em 1X DPBS) durante 30 min.
  2. Incubar o lado das células para baixo em lamelas 50 solução de anticorpo primário ul durante 1 hora a 37 ° C. Anti-DIG anticorpo deve ser diluído de acordo com a direcção do fabricante em 1X solução de bloqueio. Se outros anticorpos estão a ser utilizados para corar as proteínas, eles podem ser adicionados na concentração correcta desde que todos os anticorpos utilizados são derivados de especificação hospedeiro diferentes.
  3. Lave as lamelas durante 10 min em 1X DPBS.
  4. Incubar o lado das células para baixo em lamelas 50 solução de anticorpo secundário ul durante 1 hora a 37 ° C. Alexa Fluor anticorpos conjugados (Invitrogen) pode ser usado para gerar uma gama de cores e são utilizados em 1:500 em solução de bloqueio, 1X DPBS 1X.
  5. Lave as lamelas duas vezes durante 10 min cada um em DPBS 1X.
  6. Seque o lado da célula lamelas em papel Whatman. Certifique-se de cobrir as lamelas para evitar a exposição à luz e ao branqueamento.
  7. Uma vez que todo o líquido é evaporado, montar as lamelas em lâminas de fresco utilizando 8 ImmunoMount ul (Thermo Scientific, Inc.). Bata levemente para baixo a lamela para eliminar as bolhas de ar.
  8. Aplique unha polonês para as bordas da lamínula para fixá-lo no lugar.
  9. A visualização de RNA e proteínas por técnicas de microscopia também é crítica para o sucesso desta técnica. Definições sobre o microscópio usado pode ajudar ou atrapalhar a visualização por isso é fundamental que oconfigurações do microscópio estar configurada corretamente e ser consistente de uma amostra para outra em um determinado experimento. Para configurações detalhadas de microscopia, óptica e combinações de anticorpos, por favor consulte as referências 1,10.

5. Os resultados representativos

Um exemplo de coloração do RNA viral pode ser visto na Figura 2. O RNA viral para o HIV-1 é visto ao longo do citoplasma exibido difusamente para a maior parte, embora punctae citoplasmática pequena não são incomuns. A especificidade pode ser visto comparando as células positivas para as células vizinhas que exibem nenhuma fluorescência. Como mencionado na introdução, o HIV-1 que não tem a proteína Rev de regulamentação produz RNA que é retido no núcleo: este pode ser visualizado como um sinal brilhante no núcleo, e uma falta de RNA sinal de fluorescência no citoplasma. A sobreexpressão de proteínas celulares é também capaz de transferir a distribuição dos ARN HIV-1 virais. Na Figura 2 11 ou no terminal-N RILP eliminado (RILPN) 11, e as proteínas que interferem com a função motora dineína [por exemplo p50/dynamitin 1, 12], interferir com a localização de estado estacionário normal dos ARN genómico virais, tal como determinado por análises de FISH expressão RILP leva a re-localização dos ARN genómico virais para a organização dos microtúbulos centro (MTOC) 13;. RILPN dispersa tarde endossomas dentro do citoplasma, devido à incapacidade de se ligar a p150 colada do motor dineína complexo 14 e bloqueia p50/dynamitin a grande subunidade de dineína motor e versões tarde endossomas, mas também a viral genómico RNA e de HIV-1 proteínas estruturais para a periferia da célula 1 (Figura 2). A manipulação da localização de estado estacionário do RNA genómico virais, um dos principais contribuintes para a infecciosidade dopartículas do vírus, seria a chave para o eventual desenvolvimento de terapêuticas. Nas nossas mãos, o RNA virai aparece na célula tão cedo quanto 3 horas após a transfecção e infecção 10 e torna-se facilmente observáveis ​​por esta técnica FISH por 12 horas.

A Figura 1
Figura 1. Fluxograma do protocolo para FISH / IF co-análises. As células são cultivadas em lamínulas e, em seguida, fixadas com paraformaldeído. Tratamentos de glicina e Triton-X são realizadas antes de as células são utilizadas para FISH / IF ou armazenada em etanol a 70% para o armazenamento. Células desidratadas para armazenamento são reidratados em 1X DPBS (DEPC-tratada PBS) antes de continuar a FISH / SE. As células são tratadas com DNase I e deixada durante a noite para hibridar com a sonda. Uma vez que a hibridação é completa, as células são lavadas com formamida, bem como com SSPE, e uma final 1X DPBS enxaguar. Solução de bloqueio é aplicado às células, seguido de incubação comos anticorpos primários. Após a lavagem, os anticorpos secundários são aplicadas. Duas lavagens finais em 1X DPBS completar o procedimento de coloração onde sobre as lamelas são secas e montadas em lâminas para imagiologia.

A Figura 2
Figura 2. Os resultados representativos utilizando FISH / se o co-análises. A) HIV-1 é transfectado em células HeLa e em alguns casos com construções que causam a sobre-expressão de proteínas celulares (RILP, p50/Dynamitin e RILPΔN (uma deleção amino-terminal mutante)) . FISH / IF co-análise foi realizada: o RNA é identificado na cor verde com qualquer G3BP ou LAMP1 (vermelho) para diferenciar. B) HIV-1 é expresso em células HeLa e recolhido em pontos de tempo diferentes. Expressão do RNA viral é monitorado no verde, enquanto a proteína celular, hnRNP A1, está manchada de vermelho. Barras de tamanho são 10 mM. Imagens modificados a partir de referências 1 (Figuras selecionados a partir do painel A; RILP, p50/Dynamitin e deltaN RILP)e 17 (painel B).

Discussion

FISH / IF co-análise é um método confiável para visualizar o RNA viral em células que já foi refinada 9,15,16. Ao longo de vários anos, foi desenvolvido um método refinado de coloração para o RNA. Esta técnica pode ser usado em uma grande variedade de tipos de células, desde a sonda é específico para o RNA alvo 17. Ao classificar a sonda com DIG, somos capazes de visualizar as RNA por coloração simples. Quando a coloração para RNA e outras proteínas são combinados, FISH / IF co-análises se tornar uma ferramenta poderosa para observar as estruturas celulares e proteína / RNA localização.

A especificidade da detecção de RNA é bastante elevada. Isto é ilustrado na Figura 2. Em alguns do trabalho original, centrado na localização genômica viral RNA, FISH estabelecido que a falta de Rev preso RNA viral no núcleo 18. Uma vez que este, a nova informação abundante na localização viral genómico RNA foi obtido usando o technique descritos aqui. Por proteínas superexpressando celulares, as populações-e específicos não todo-do RNA viral pode ser forçado para localizar a diferentes regiões da célula. RILP superexpressão, que se assemelha ao fenótipo obtido quando hnRNP A2 está esgotada por siRNA em HIV-1-expressando células 13, faz com que o RNA para visivelmente acumular no MTOC. O RNA genômico viral pode ser empurrada para a periferia da célula, desativando a proteína do motor menos-end, dineína: superexpressão p50/Dynamitin ou knockdown dos pesados ​​cadeia dineína 1 resulta na liberação de vírus RNA genômico de domínios intracelulares para a periferia celular ( A Figura 2). Um mutante de RILP, RILPΔN, que já não se liga o motor dineína, dispersa endossomas (marcado por LAMP1) para o citoplasma, porque eles não são mais ativamente localizados em domínios juxtanuclear. Estes resultados indicam a noção de uma população de plástico de HIV-1 RNA genómico e, em particular, que os pools diferentes de HIV-1 genómicoRNA existir com papéis, por vezes, identificáveis ​​no ciclo de replicação virai. Estas mesmas noções já foram identificados para a proteína codificada por este ARNm, Gag 19.

Existem limitações para os usos de FISH / IF co-análises que estão relacionados à escolha de anticorpos e disponibilidade. A otimização da melhor combinação de anticorpos primários e secundários, e suas concentrações, vai levar tempo para otimizar (ver Tabela 1 e 2). Os anticorpos produzidos a partir de hibridomas ou produzidos por grandes empresas podem ter concentrações que variam em qualquer lugar de 1:2 a 1:2000, mas não se esqueça de seguir as orientações fornecidas pelo fabricante para obter melhores resultados. O hospedeiro no qual o anticorpo é produzido também deve ser tomado em consideração. Ovelhas mistura com anticorpos de cabra também deve ser evitado em anticorpos primário e secundário como esta combinação resulta em fundo elevado, devido ao reconhecimento de espécies cruzadas (dados não mostrados). Para Alexa-Fluor secondaanticorpos ry, a concentração pode ser usado em 1:500 para quase qualquer anticorpo no conjunto. O outro inconveniente para FISH / se o co-análises como descrito neste relatório é que capta o RNA no seu local no estado estacionário, após as células foram fixadas e permeabilizadas usando paraformaldeído e detergente (Figura 1).

No entanto, o RNA de imagem em células vivas foi conseguida através de uma variedade de meios 20-22, na maioria utilizando variações dos genomas virais de ARN que são marcados por proteínas fluorescentes, tais como GFP. No entanto, os meios adicionais para identificar a localização de RNA em células vivas continuar a superfície. Estes novos métodos envolvem o RNA de marcação por meio de espinafre 23, SNAP 24, ou MTRIP 2. Estas técnicas também sofrem de algumas desvantagens, incluindo o requisito para permeabilizar as células antes de adicionar substratos ou que uma porção deve ser concebida para marcar o mRNA a fim detectar o mRNA por microscopia. Com efeito, a maior advantage de análises de FISH descritas neste relatório reside no facto de que o RNA nativa é inalterado levando a os resultados mais fisiologicamente relevantes.

Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgments

Os autores agradecem a membros do passado e do presente do laboratório para as contribuições para o desenvolvimento da metodologia descrita aqui e Alan Cochrane para o conselho. LA é um receptor de um Canadian Institutes of Health Research (CIHR) e doutorado AJM é apoiado por um Prémio Carreira Fraser, Monat e MacPherson. Este trabalho é apoiado por uma subvenção do CIHR (concessão # MOP-56974).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
18mm coverslips VWR international 48380 046
16% paraformaldehyde Polysciences, Inc. 18814 Dilute to 4% (wt/vol) in 1X DPBS
Triton-X OmniPur, EMD Millipore 9400
Micro Elute Gel Extraction Kit Roche Group D6294-02
DIG RNA Labelling Mix Roche Group 11277073910
Transcription T7 RNA Polymerase Invitrogen 18033-019
Quick Spin Columns Roche Group 11814427001
DNase I Invitrogen 18047-019
1X DPBS GIBCO, by Life Technologies 14190-250
Formamide EMD Millipore FX0420-8
tRNA Invitrogen 15401-021
RNase OUT Invitrogen 10777-019
Fluorescent Antibody Enhancer Set for DIG Detection #4 (blocking solution) Roche Group 1768506
Alexa Fluor secondary antibodies Invitrogen See Table 2
Hybridization Oven Boekel Scientific Model 24100
Microslides VWR international 48300-047
Immunomount Thermo Fisher Scientific, Inc. 9990402
Table 1. Identification of specific reagents and equipment
Species of anti-DIG antibody (dilution; company, catalogue number) Colours Alexa Fluor used (1:500)
Mouse (1:500;Sigma, B7405) green Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse (Invitrogen, A21202)
red Alexa Fluor 594 donkey anti-mouse (Invitrogen, A21203)
blue Alexa Fluor 647 donkey anti-mouse (Invitrogen, A31571)
Sheep (1:200;Roche, 11376623) green Alexa Fluor 488 donkey anti-sheep (Invitrogen, A11015)
red Alexa Fluor 594 donkey anti-sheep (Invitrogen, A11016)
blue Alexa Fluor 647 donkey anti-sheep (Invitrogen, A21448)
Table 2. Combinations of secondary antibodies and anti-DIG listed with catalogue numbers and concentrations

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References

  1. Lehmann, M. Intracellular transport of human immunodeficiency virus type 1 genomic RNA and viral production are dependent on dynein motor function and late endosome positioning. J. Biol. Chem. 284, 14572-14585 (2009).
  2. Zurla, C., Lifland, A. W., Santangelo, P. J. Characterizing mRNA interactions with RNA granules during translation initiation inhibition. PLoS One. 6, e19727 (2011).
  3. Abrahamyan, L. G. Novel Staufen1 ribonucleoproteins prevent formation of stress granules but favour encapsidation of HIV-1 genomic RNA. J. Cell Sci. 123, 369-383 (2010).
  4. Milev, M. P., Brown, C. M., Mouland, A. J. Live cell visualization of the interactions between HIV-1 Gag and the cellular RNA-binding protein Staufen1. Retrovirology. 7, 41-41 (2010).
  5. Vercruysse, T. Measuring cooperative Rev protein-protein interactions on Rev responsive RNA by fluorescence resonance energy transfer. RNA Biol. 8, 316-324 (2011).
  6. Cullen, B. R. Nuclear mRNA export: insights from virology. Trends Biochem. Sci. 28, 419-424 (2003).
  7. Cmarko, D. Rev inhibition strongly affects intracellular distribution of human immunodeficiency virus type 1 RNAs. J Virol. 76, 10473-10484 (2002).
  8. Ajamian, L. Unexpected roles for UPF1 in HIV-1 RNA metabolism and translation. RNA. 14, 914-927 (2008).
  9. Beriault, V. A late role for the association of hnRNP A2 with the HIV-1 hnRNP A2 response elements in genomic RNA, Gag, and Vpr localization. J. Biol. Chem. 279, 44141-44153 (2004).
  10. Monette, A., Pante, N., Mouland, A. J. HIV-1 remodels the nuclear pore complex. J. Cell Biol. 193, 619-631 (2011).
  11. Jordens, I. The Rab7 effector protein RILP controls lysosomal transport by inducing the recruitment of dynein-dynactin motors. Curr. Biol. 11, 1680-1685 (2001).
  12. Schrader, M., King, S. J., Stroh, T. A., Schroer, T. A. Real time imaging reveals a peroxisomal reticulum in living cells. J. Cell Sci. 113 (Pt. 20), 3663-3671 (2000).
  13. Levesque, K. Trafficking of HIV-1 RNA is mediated by heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A2 expression and impacts on viral assembly. Traffic. 7, 1177-1193 (2006).
  14. Rocha, N. Cholesterol sensor ORP1L contacts the ER protein VAP to control Rab7-RILP-p150 Glued and late endosome positioning. J. Cell Biol. 185, 1209-1225 (2009).
  15. Soros, V. B., Carvajal, H. V., Richard, S., Cochrane, A. W. Inhibition of human immunodeficiency virus type 1 Rev function by a dominant-negative mutant of Sam68 through sequestration of unspliced RNA at perinuclear bundles. J. Virol. 75, 8203-8215 (2001).
  16. Sanchez-Velar, N., Udofia, E. B., Yu, Z., Zapp, M. L. hRIP, a cellular cofactor for Rev function, promotes release of HIV RNAs from the perinuclear region. Genes Dev. 18, 23-34 (2004).
  17. Monette, A., Ajamian, L., Lopez-Lastra, M., Mouland, A. J. Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) induces the cytoplasmic retention of heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A1 by disrupting nuclear import: implications for HIV-1 gene expression. J. Biol. Chem. 284, 31350-31362 (2009).
  18. Malim, M. H., Hauber, J., Le, S. Y., Maizel, J. V., Cullen, B. R. The HIV-1 rev trans-activator acts through a structured target sequence to activate nuclear export of unspliced viral mRNA. Nature. 338, 254-257 (1989).
  19. Klein, K. C., Reed, J. C., Lingappa, J. R. Intracellular destinies: degradation, targeting, assembly, and endocytosis of HIV Gag. AIDS Rev. 9, 150-161 (2007).
  20. Molle, D. Endosomal trafficking of HIV-1 gag and genomic RNAs regulates viral egress. J. Biol. Chem. 284, 19727-19743 (2009).
  21. Jouvenet, N., Bieniasz, P. D., Simon, S. M. Imaging the biogenesis of individual HIV-1 virions in live cells. Nature. 454, 236-240 (2008).
  22. Kemler, I., Meehan, A., Poeschla, E. M. Live-cell coimaging of the genomic RNAs and Gag proteins of two lentiviruses. J. Virol. 84, 6352-6366 (2010).
  23. Paige, J. S., Wu, K. Y., Jaffrey, S. R. RNA mimics of green fluorescent protein. Science. 333, 642-646 (2011).
  24. Eckhardt, M. A SNAP-tagged derivative of HIV-1--a versatile tool to study virus-cell interactions. PLoS One. 6, e22007 (2011).

Comments

2 Comments

  1. This is a very interesting method, and your results look great! Have you attempted this method with tissue sections from animals, be in frozen or fixed or parafin embedded or anything like that?

    Reply
    Posted by: Joe M.
    August 6, 2012 - 12:40 PM
  2. Dear Kishanda Vyboh, Lara Ajamian, and Andrew J. Mouland:

    I am a students of eight year program of clinical medicine of Xiangya medical school, Central South university of China, and I have been doing a research for my M.D degree on Spinal Muscular Atrophy(SMA) . Now I have been doing research on the mechanism of the protein Survival Motor Neuron (SMN) during the fusion of myoblasts to form myotubes, and how it affects the development of skeletal muscle when SMN is reduced, as always seen in the biopsy of those SMA patients. My hypothesis is that the role of SMN is to transfer the mRNA of β-actin to the lamellepodia of fusing myoblast to produce β-actin locally, just the same as it dose in the development of neurons . And lamellepodia is the very organelle for migration and fusion. The key step is to prove the co-existence of the mRNA of β-actin, the protein of β-actin and the protein of SMN at the lamellepodia, and that when SMN is reduced, the β-actin protein is reduced at lamellepodia and more mRNA of β-actin is retained in the nucleus. That is quite new and it forced me to use some new technique----the combination of immunofluorescence and fluorescence in situ hybridization. However, the combination of IF-FISH is something new to our lab technicians. So I have found ² protocols newly published in ²01², and one is yoursA²88; http://www.jove.com/video/400²/detection-of-viral-rna-by-fluorescence-in-situ-hybridization-fishA²89;showing the whole process. I need your video very much because I have only 4 months left and it provides the best and the most direct guide to me. I have tried to subscribe it using my own account, but unfortunately I failed because WWW.JoVE Video.com only accepts the subscription from public institutions such as libraries. Then I have contacted the library of Xiangya medical school but with no reply yet. So could you kindly do me a favor to share this video with me? I will appreciate your great generosity, Thank you very much!
    Best wishes,
    Zhaotai Zeng,


    angukgong@163.com

    Reply
    Posted by: Zhaotai Z.
    February 14, 2013 - 10:44 AM

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