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In situ recto abdominal transverso colgajo miocutáneo: un modelo de rata de miocutáneo isquemia reperfusión

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Summary

Transferencia de tejido libre es ampliamente utilizado en cirugía reconstructiva para restaurar la forma y la función después de la resección oncológica y trauma. Preacondicionamiento este tejido antes de la cirugía puede mejorar el resultado. En este artículo se describe una

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Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (76), e50473, doi:10.3791/50473 (2013).

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Abstract

Transferencia de tejido libre es el estándar de oro de la cirugía reconstructiva para reparar defectos complejos no susceptibles de opciones locales o aquellos que requieren de tejido compuesto. Lesión de isquemia-reperfusión (IRI) es una causa conocida de la insuficiencia colgajo libre parcial y no tiene tratamiento eficaz. El establecimiento de un modelo de laboratorio de esta lesión puede resultar costoso tanto económicamente como los mamíferos más grandes se utilizan convencionalmente y en la pericia requeridos por la dificultad técnica de estos procedimientos por lo general requiere el empleo de un microcirujano experiencia. Esta publicación y vídeo demuestran el uso efectivo de un modelo de IRI en ratas que no requieren conocimientos de microcirugía. Este procedimiento es un modelo in situ de un miocutáneo transverso abdominal (TRAM) donde se utilizan pinzas atraumáticas para reproducir la lesión por isquemia-reperfusión asociada con este tipo de cirugía. A Doppler escáner láser (LDI) se emplea para evaluar la perfusión del colgajo y el procesamiento de imágenes de software, Image J para evaluar el área de porcentaje de supervivencia piel como una medida de resultado primaria de la lesión.

Introduction

El objetivo de este protocolo es demostrar un modelo fiable y reproducible de la lesión por isquemia-reperfusión se observa en la transferencia de tejido libre para que las estrategias de intervención para ser investigados.

Transferencia de tejido libre se define como el desprendimiento vascular de un bloque aislado de tejido seguido de trasplante autólogo de que el tejido con anastomosis de los vasos seccionados de la solapa en los vasos nativos en el sitio receptor. El procedimiento es conocido como ITF y el tejido que está siendo transferida conoce como el colgajo libre.

Transferencia de tejido libre es el enfoque estándar de oro para la corrección de defectos de compuestos complejos, donde las opciones locales no son adecuados o no está disponible. 1-4 lesión por isquemia reperfusión (IRI) es inevitable en la transferencia de tejido libre, contribuye a aletear insuficiencia 5,6 y no tiene tratamiento eficaz. El carácter electivo de la cirugía de colgajo libre permite la administración de farmacológicosagentes Cal condición previa contra el IRI.

IRI resultados en el flujo a través de la alteración de la microcirculación por la activación endotelial y disfunción metabólica, aumento de la permeabilidad capilar 7 y el posterior edema intersticial 7, afluencia de células inflamatorias, 8 liberación de mediadores inflamatorios, las especies reactivas de oxígeno 9 y la deposición de complemento. 10 Este complejo proceso de la hipoxia y la posterior lesión por reperfusión conduce en última instancia a la muerte celular. Un modelo de miocutáneo IRI permite la eficacia del precondicionamiento estrategias sobre los resultados clínicos a evaluar. El trabajo reciente ha validado el uso de modelos animales de estudios IRI como un sustituto de la IRI humano mediante la comparación de los cambios moleculares observados en sujetos humanos y animales de datos existentes. 10,11

La rata del músculo recto abdominal transverso miocutáneo (TRAM) fue descrito por primera vez en 1987 en alemán y 12 en 199313 en Inglés. Este modelo ganó gran popularidad 13-25 como un modelo sólido barato para investigar diferentes estrategias para reducir IRI asociada a la transferencia de tejido libre. 14,17-22 La mayoría de estos estudios fueron diseñados como colgajos TRAM unipedicled basado en el profundo, inferior, . epigástrica pedículo vascular 15-18,20-22 La comparación de los datos de estos estudios es complicada por el uso de las diferentes islas cutáneas de tamaño (10,5 a 30 cm 2) y diferentes longitudes de seguimiento postoperatorio (2-10 días). El porcentaje de área de necrosis media solapa total en el brazo de control de estos estudios es del 69 ± 6,2% (media ± SEM). Debe tenerse en cuenta que todos estos seis documentos emplean el músculo recto del abdomen como un portador para el pedículo vascular, pero no exponen, dividir y microanastomose o sujetar los vasos. Zhang et al. 23 han descrito una verdadera, libre de rata colgajo TRAM sobre la base de los vasos epigástricos superiores en la que la fvueltas se plantearon, barcos divididos y el colgajo miocutáneo transferidos y microanastomosada a los vasos inguinales. Esta técnica requiere la difícil microanastomosis de 0,45 hasta 0,5 mm de los vasos de calibre. Sólo quince años se realizaron y de éstos el 67% sobrevivieron. 23 El modelo descrito por Zhang et al. 23 es un excelente modelo para el colgajo TRAM libre albedrío humano, ya que realmente refleja la lesión sufrida durante la ITF. Los otros modelos publicados de un colgajo TRAM rata reflejan con mayor precisión las lesiones sufridas durante una TRAM pediculado humano, pero no reflejan con exactitud el IRI ya que la aleta de no someterse a un período de isquemia seguida de reperfusión como el pedículo vascular no se sujeta o dividida y microanastomosis lleva a cabo. Este protocolo y video describe un nuevo modelo de transferencia de tejido libre de utilizar el TRAM rata en el que el IRI se replica usando microclamps. Esta mayor fidelidad reproduce IRI que sus predecesores TRAM pediculares pero es técnicamente más fácil que performing del microanastomosis. Microclamps han sido ampliamente empleado por investigadores de trasplante para recrear IRI asociada con trasplante de órganos sólidos; 26-33 sin embargo, esta es la primera vez que se ha descrito en el colgajo TRAM rata.

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Protocol

Toda la cirugía se lleva a cabo de conformidad con las directrices establecidas por el Ministerio del Interior del Reino Unido y de la Universidad del Departamento de Servicios Veterinarios de Edimburgo.

1. Surgical procedimiento de establecimiento Notes

  1. Cambio en matorrales quirúrgicas limpias, bata, gorro y mascarilla exfoliante. Limpie todas las superficies de la sala de operaciones, incluidos los equipos con clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70%.
  2. Antes de la cirugía, autoclave todos los materiales e instrumentos que se utilizarán en el procedimiento quirúrgico. Envases estériles por operación deben incluir: 3 cortinas, gasas, aplicadores de punta de algodón, láminas de silicona y los instrumentos quirúrgicos, consulte la Tabla de Materiales y herramientas quirúrgicas específicas y en la Figura 1. Pesar la rata y medir el volumen apropiado de buprenorfina (0,04 mg / kg) para ser administrado por vía subcutánea 1 hora antes de completar el procedimiento. Diseñar, 3 x 1 ml jeringas para la administración de líquidos por vía subcutánea durante surgery, 2 x 6-0 suturas de Vicryl, 1 x 5-0 suturas Ethilon, un marcador estéril con una regla y un bisturí desechable 10-cuchilla, 4 - 5 pares de guantes estériles y una unidad de cauterización de mano.
  3. Lugar 4 x 10 ml estéril, 0,9% frascos de solución salina en un baño de agua calentada a 37 ° C. Esto será utilizado para el reemplazo de líquidos por vía subcutánea (1 ml / kg / h) y para enjuagar el sitio quirúrgico. Configure la manta homeotermos, sonda rectal, lámpara de calor, microscopio quirúrgico y anestésico plataforma. Encienda el láser y su software, configuración de otra plataforma de anestesia y colocar una almohadilla de calor debajo de la alfombra negro en el que el animal va a sentar durante la exploración.
  4. Usar ratas Lewis macho, 250-300 g de peso. Ratas Casa para 7 días con alimento y agua ad libitum con 12 hr ciclos de luz-oscuridad antes de cualquier cirugía se lleva a cabo.

2. Anestesia y Preparación de la Piel

  1. Coloque la rata en la cámara de inducción de la anestesia y la plataforma de administración de 4% de isoflurano con 1L/min O 2 para2-3 min para inducir la anestesia. Retire la rata anestesiada de la cámara y colocarlo en posición supina sobre el, estera climatizada limpio. Mantener isoflurano al 1,5% usando un cono de nariz. Aplicar agente lacrilube o similar para evitar la abrasión corneal durante el procedimiento. Realizar una prueba del pellizco pies pad para asegurar que el animal está anestesiado adecuadamente antes de proceder. Repita esta última prueba antes de cada paso en el procedimiento y ajustar la concentración de anestésico inhalatorio en consecuencia.
  2. Estrechamente afeitar el abdominal anterior usando una máquina de afeitar eléctrica de modo que toda la superficie abdominal se expone. Aplicar depilación crema para la duración recomendada por el proveedor. Retire la crema y enjuagar bien la piel con solución salina estéril calentada para eliminar todos los restos de la crema. Aplicar clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70% a la piel y permita que se seque antes de continuar. Se trata de la preparación de la piel normal en nuestra unidad sobre la base de la evidencia actual para la infección del sitio quirúrgico. 34 Por favor discuss con el Departamento de Veterinaria de lo que es el procedimiento estándar en la unidad antes de elegir un protocolo de preparación de la piel.
  3. Coloque las 2 cortinas a ambos lados de la rata y tener cuidado de mantener estériles. Póngase los guantes estériles y con la ayuda de un asistente de abrir los paquetes estériles. Coloque todos los instrumentos en una sábana y las suturas, gasas, aplicadores de algodón, láminas de silicona y rotulador estéril con una regla en el otro.
  4. Identificar la línea media usando xiphisternum y la cola como puntos de referencia. Marque la línea media. Mide 0.8 cm por debajo del xiphisternum y marque este punto. Dibuje una línea perpendicular a la línea media de este punto. Tomando la línea media como el centro de la marca de la aleta fuera 1 cm y 2 cm a la izquierda y la derecha de la línea media. Dibujar líneas verticales paralelas a la línea media de los puntos. Mida 4 cm por debajo de la línea horizontal original y sacar otra paralela a ella. Siguiendo estas instrucciones a x 4 cm solapa 4 dividida en 4 tiras iguales se delinea(Véase la Figura 2).

3. Laser Doppler

  1. Cuidadosamente mueva la rata para el cono de la nariz del segundo equipo de anestesia en el escáner de LDI. Continuar la anestesia en el 1,5% de isoflurano, 1L/min O 2. Encienda el láser y siga las instrucciones del fabricante para iniciar la exploración. Después de guardar el archivo escaneado volver a la rata de nuevo al primer equipo y vuelva a insertar la sonda rectal de la manta homeotermos utilizando parafina blanca suave como lubricante.

. 4 In situ colgajo TRAM - Modelo miocutáneo del IRI

  1. Manos Re-matorral y póngase guantes estériles frescas. Cortar un círculo de 5 cm de diámetro en el centro del campo estéril restante y colocar este sobre el abdomen expuesto para crear un campo estéril drapeado.
  2. Hacer una incisión en el borde marcado lateral izquierdo (Figura 3 A y B). Lograr la hemostasis. Hacer incisiones similares por las líneas horizontalesa la izquierda de la línea media. Lograr la hemostasis.
  3. La grasa que recubre la izquierda vaina del recto inferior debe ser visible. El uso de pinzas y tijeras iris finas cuidadosamente conseguir por debajo de esta grasa. Tenga cuidado de no dañar las perforantes que vienen a través de la izquierda, vaina anterior del recto. El plano abierto por esa disección es que justo encima de la fascia de la pared abdominal anterior. Continuar disección en este plano alrededor de los márgenes delimitados. En la fosa ilíaca izquierda se encuentra el gran iliaca circunfleja superficial buques de estos pueden estar vinculados o cauterizar. A continuación, extender la disección medial con precaución y sólo hasta el margen lateral del músculo recto anterior izquierdo. Hay un cambio de color evidente en este punto del rosa al de casi blanco (Figura 3C). Irrigar cuidadosamente el área con solución salina estéril y comprobar que la hemostasia se ha logrado antes de colocar una gasa húmeda sobre el área.
  4. Repita el procedimiento en el lado contralateral, pero esta vez se extienden to La línea alba (línea media). Tenga cuidado para identificar y cauterizar los perforadores musculocutáneo que surgen en el centro del músculo recto abdominal derecho (Figura 3D). Si esto no se hace correctamente, puede dar lugar a un hematoma postoperatorio y resultados espurios. Del mismo modo lograr la hemostasia, regar y colocar una gasa húmeda sobre la solapa levantada.
  5. Regreso al margen inferior del recto anterior izquierdo (Figura 3E y F). Cauterize el perforador más inferior visto. Proceda a cortar una pequeña ventana (aprox. 0,6 cm x 0,6 cm) en la vaina anterior del recto con micro tijeras y señaló curvada fórceps Graeffe. Blunt diseccionar lentamente por el margen lateral del músculo hasta que el músculo se adelgaza pero antes de que se rompe la vaina posterior. A continuación, gire la pinza y Blunt disección medialmente hasta el vientre del músculo es sobre el borde curvo de las pinzas y los consejos son gratis en el margen medial. Alimente aproximadaly 6 cm de 5-0 Ethilon en las mordazas de la pinza y atar la vaina del recto inferior. Una vez finalizado este paso, el colgajo miocutáneo está aislado en un recipiente-los dominantes profundos vasos epigástricos superiores. Cubrir con una gasa húmeda.
  6. Cortar la lámina de silicona en óvalos con las esquinas lisas y (Figura 3G). Estos deben ser lo suficientemente grande como para cubrir la mayor parte del área expuesta en las porciones fasciocutáneos de la solapa. Sin embargo, se debe tener cuidado para asegurar que el borde de la piel se puede cerrar sin ningún tipo de tensión y la curva medial del óvalo puede tener que ser emparejado de nuevo para evitar que el flujo de perjudicar a través de las perforantes restantes. Estos se suturan en su lugar con Vicryl 6-0 (Figura 3H). Cubrir con una gasa húmeda.
  7. Uso sencillo interrumpido 'peg out' 5-0 Ethilon suturas del colgajo para reducir el calor y la pérdida de agua (Figura 3I). Cubrir con una gasa húmeda.
  8. Extender la herida superiormente a la izquierda de laxiphisternum (Figura 3I). Suture esta en el cuadrante superior izquierdo de mejorar el campo de visión.
  9. Corte toda la grasa que recubre a revelar el superior, izquierda, vaina anterior del recto. Cortar una ventana pequeña (0,6 cm x 0,6 cm) en esta vaina (Figura 3J). Extienda la herida medialmente hasta que un cambio en la trayectoria de la fibra muscular de vertical a oblicua y consistencia de apretada a fibrillas sueltos se ve.
  10. Inserte las pinzas curvas cuidadosamente entre estos dos músculos y abrir un plano de disección roma. Corte con cuidado hacia abajo sólo hasta la superficie superior de una de estas pinzas curvas de corte a través del vientre de la izquierda del músculo recto abdominal para revelar la profunda, la arteria epigástrica superior y la vena subyacente (Figura 3K).
  11. Utilizando micro-instrumentos y alta potencia en el microscopio quirúrgico, separar cuidadosamente la arteria y la vena y quitarse la grasa circundante.
  12. Aplicar las abrazaderas Acland atraumática para el artery y la vena (B-1, tipo "V") e iniciar el temporizador de cuenta atrás del tiempo de isquemia 30 min. Riegue el pedículo sujetar y cubrir con una gasa. No empleamos dilatadores depósito tales como verapamilo o pabavarine pero deberíamos espasmo de los vasos es un problema, se deben considerar estos fármacos.
  13. Administrar la buprenorfina (0,04 mg / kg) y calentada, solución salina estéril (1 ml / kg / h).
  14. Comenzando en la esquina superior izquierda, suturar el colgajo en su lugar con 6-0 suturas de Vicryl subcuticulares detener y amarrar en el xiphisternum.
  15. Cuando el tiempo de 30 min isquémica es más, retire con cuidado las pinzas y regar el pedículo con solución salina caliente. Compruebe que el flujo ha sido restablecida. Tenga en cuenta que este tiempo de isquemia fue estipulado por la autoridad UK Home Office. Los investigadores que trabajan en otras autoridades pueden ser capaces de extender este tiempo. La ampliación del tiempo de isquemia es probable que conduzca a la peor evolución clínica.
  16. Sutura de los bordes cortados del recto en su lugar con Vicryl 6-0.Tenga cuidado de no aplicar demasiada tensión ya que esto puede conducir a la formación de cocas en los vasos.
  17. Completa la sutura subcutánea teniendo cuidado de enterrar todos los nudos debajo de la piel (Figura 3K).
  18. Limpie el área de la herida y deje que se seque. Vuelva a dibujar las zonas de la aleta.
  19. Vuelva a escanear el animal para obtener una imagen postoperatorio.
  20. Vuelva a aplicar lacrilube a los ojos del animal y el lugar en un incubador calentado (37 ° C) durante 1 hora para recuperarse antes de volver a la unidad de cría.

Los pasos críticos en el protocolo

La clave del procedimiento es la identificación de los vasos epigástricos profundos, superior. Esto se muestra claramente en la película que lo acompaña. En breve, se corta una ventana en la vaina anterior del recto para exponer las fibras musculares subyacentes que se ejecutan longitudinalmente. Al extender la disección superficial de la vaina anterior del recto medial un cambio en la trayectoria de la fibra muscular se observa fROM longitudinal para oblicua. Insertar extremos romos, curvas, fórceps Graeffe (o similar) en la intersección de estos dos haces de fibras musculares. Blunt diseccionar lateralmente. Cortar hacia abajo, el uso de tijeras micro, sobre la superficie superior de las pinzas curvas, celebrada en este plano entre los haces de fibras musculares. Al retirar el fórceps Graeffe la profunda arteria epigástrica, superior y la vena se observa en el punto medio del cuerpo del músculo recto abdominal. Pele la grasa que recubre los buques que utilicen los instrumentos de micro y aplicar las abrazaderas.

Las porciones fasciocutáneos del colgajo TRAM ratas son lo suficientemente delgada como para permitir que la aleta se toma como un injerto de piel total. Para evitar esto y asegurar que este es un verdadero modelo de IRI una delgada lámina de silicona flexible se coloca debajo de las porciones fasciocutáneos de la solapa. 35 Esta medida ha sido adoptada por otros investigadores que realizan modelos TRAM rata. 17,21,25

Las ratas mascan throunudos gh así que asegúrese de todas las suturas son subcuticular y todos los nudos están enterrados. Al llevar a cabo una meticulosa autocannabilism sutura de los colgajos según lo informado por otros investigadores pueden evitarse. 24

Tras la administración de buprenorfina reducir mantenimiento de la anestesia isoflurano a 1% (1L/min O 2).

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Representative Results

Modelos de rata son más económicos que los modelos animales más grandes, 36 son resistentes a las enfermedades en la naturaleza y puede ser manipulada genéticamente. Se han pensado animales de piel suelta, como roedores, tener una disposición diferente de suministro sanguíneo cutáneo en comparación con los animales de piel fijos, como los seres humanos y cerdos. En los animales de piel sueltas, la piel se suministra principalmente por los vasos sanguíneos cutáneos directos que pasan a través de la grasa subcutánea de la piel suprayacente (Figura 4) Por el contrario, animales de piel fijadas derivan suministro de sangre cutánea a través de vasos que por supuesto a través de los músculos subyacentes para suministrar el tegumento suprayacente a través de perforadores musculocutáneo (Figura 4). Por consiguiente, no se refiere a si los animales estaban sueltos de piel se podrían utilizar en la investigación solapa. Sin embargo, el trabajo de Taylor en angiosomas mostró que había áreas discretas de piel de rata, que se suministran de forma análoga a los humanos a través perforadores musculocutáneo. Lapared abdominal anterior en la que el miocutáneo del músculo recto transverso (TRAM) se basa es una de ellas. 37,36,15

Anatomía relevante

Los superiores profundos, vasos epigástricos, son el pedículo vascular dominante en ratas y de seis a diez perforadoras de pasar a través de la vaina anterior del recto para abastecer el tegumento suprayacente. 13,15 Los superiores vasos epigástricos profundos en ratas entran en el músculo recto abdominal a nivel del xifoides y continuar, disminuyendo en el calibre, hacia el pubis. Los márgenes laterales del abdomen anterior son suministrados por los vasos epigástricos y circunfleja ilíaca inferior y superior superficiales. 37 Existe una superposición fisiológicas entre los territorios con estas ramas cutáneas directas y aquellas áreas de tegumento suministrados por perforadores musculocutáneo través de los vasos de estrangulamiento. 38 Este es consistente con los territorios vasculares anatómicas y fisiológicasse describe en el ser humano, aunque en el ser humano la dominante pedículo vascular es el inferior en lugar de la arteria epigástrica superior. 39

Miocutáneo transverso de recto abdominal (TRAM)

El colgajo recto abdominal transversal fue descrita por primera vez para la reconstrucción después de la resección radical de cáncer de mama en 1974. 40 Este colgajo miocutáneo se basa en los vasos sanguíneos profundos epigástricos e incorpora una parte de los músculos rectos del abdomen y integumento suprayacente. A lo largo de este artículo, el colgajo TRAM se divide en cuatro zonas iguales llamadas zonas. Están numeradas I-IV según Schlefen et al tal que: Zona I (ZI) es el tegumento que recubre el músculo recto del abdomen directamente suministrada por el pedículo vascular, Zona II (Z II) describe el tegumento que recubre el recto abdominal contralateral; Zone. III (ZIII) el área lateral de la Zona I y Zona IV (ZIV) el área lateral de la Zona II (ver 41

Laser Doppler-evaluación de la perfusión sanguínea

Formación de imágenes Doppler de láser proporciona un medio no invasivo para evaluar el flujo sanguíneo en la solapa. 42-45 Una fuente de luz monocromática se emite desde el cabezal del láser. Esta luz incidente (azul en la figura 6) se desplaza por los eritrocitos en el tejido. El grado de cambio está relacionado con la velocidad de los eritrocitos. La luz desplazado (verde en la Figura 6) es detectada por el detector de foto dentro de la cabeza del escáner y se convierte en una medición de la perfusión. Estos se dan en unidades arbitrarias, las unidades de perfusión (PU), y los datos convertidos en una imagen muy similar a un mapa de tiempo en el que la perfusión se clasifica de mayor a menor y cada valor asignado un color (Figura 7). El mapa de color generado ilustra la perfusión relativa entre las diferentes áreas de la solapa. Cada instrumento es calibrado cuidadosamente doch que las comparaciones pueden ser hechas entre los sujetos cuando se emplea el mismo escáner

Las ratas se sometieron a imágenes por láser Doppler de perfusión con un LD12 Moor (Moor Instruments, Essex, Reino Unido) del escáner antes de la cirugía, inmediatamente después de la cirugía ya las 24 y 48 horas después de la cirugía.

Usando el software proporcionado con el escáner LDI una región de interés (ROI) puede ser superpuesta sobre la imagen de LDI y la perfusión media de esa área calculada (Figura 7).

Image J análisis de porcentaje de área de medida de resultado primaria de necrosis-

Image J es un acceso abierto programa de procesamiento de imágenes cortesía de los Institutos Nacionales de Health.46 Esto puede ser utilizado para medir áreas y posteriormente calcular el porcentaje de área de la piel de cada zona que es normal o completamente necrosado en cada punto temporal (Figura 8) .

Evaluación de la lesión

Lalas tasas más altas de necrosis de la piel se encuentran en la zona IV (ver datos representativos en las figuras 9 y 10) consistentes con otros estudios. 16,22,24,25,47 Estos resultados se corresponden con el patrón de la necrosis informado clínicamente en colgajos humanos que confirma que este es una representación fiel del problema clínico. 14 El porcentaje de área necrosis del colgajo total fue 37,86 ± 5,4% (media ± SEM).

Los cambios en la sangre de la piel

Gammagrafía de perfusión LDI fue empleado para evaluar el flujo sanguíneo en el modelo de colgajo TRAM. Este es un medio simple, no invasiva y reproducible de la evaluación de la perfusión (Figuras 9 y 11). Perfusión disminuyó a 58,4 ± 0,49% (n = 10, media ± SEM) inmediatamente después de la operación, 56,98 ± 0,41% a las 24 horas y 92,4 ± 0,6% en comparación con los valores pre-operatorios para toda la solapa. Las áreas de la solapa wi ª perfusión más baja en los escaneos h postoperatorias inmediatas y 24 indican las áreas donde la necrosis se desarrollen posteriormente a las 48 horas (ver Figura 9).

Figura 1
Figura 1. Equipo de puesta a punto. La plataforma anestesia con cámara de inducción roja se ve detrás del escritorio. La rata está tumbado en decúbito supino con la anestesia mantenida a través de un cono de la nariz. Una lámpara de calor se emplea para aumentar la temperatura ambiente. Por encima de la rata es el microscopio de operación. A la izquierda de la rata es un campo estéril con una gasa, suturas, etc A la derecha de la rata es un campo estéril con los instrumentos quirúrgicos. La temperatura central se mantiene el uso de una manta homeotérmica (por debajo de la rata) y sonda rectal conectada al dispositivo aparato de Harvard (cuadro negro en la parte delantera de la bandeja de objetos punzantes).

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Figura 2. Marcaje de los límites de solapa y zonas. La rata depilada se coloca en posición supina. La línea media es identificado y marcado (línea azul discontinua). Una línea está marcada perpendicular a la línea media de 0,8 cm por debajo de la xiphisternum. 4 líneas se dibujan en paralelo a la línea media, 1 cm de separación. Una última línea se dibuja en paralelo y 4 cm por debajo de la segunda línea para completar el cuadrado. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

Figura 4
Figura 3. Abordaje quirúrgico paso a paso. El colgajo se delinea como se ha descrito previamente (3A). El margen lateral izquierdo se realiza una incisión (3B) y la disección continúa medialmente en el plane inmediatamente superficial a la fascia de la pared abdominal anterior hasta el margen lateral del recto anterior izquierdo (3C). Los mismos pasos se llevan a cabo en el lado contralateral, pero la disección continuaron medialmente a la línea alba (línea media), (3D). Cauterize los perforadores musculocutáneo surgen desde el centro de la derecha del músculo recto abdominal. Una pequeña ventana se corta en la cara inferior de la vaina del recto izquierdo (3E) y el recto inferior atado (3F). Láminas de silicona se corta y se sutura en su lugar debajo de las porciones fasciocutáneos de la solapa (3G H). El colgajo se 'vinculado' que (3-I). Pasos (3G y I) se pueden realizar antes o después de las etapas (3E y F). Una pequeña ventana se corta en la cara superior de la, vaina del músculo recto anterior izquierda (3-J). El músculo expuesto es entoncesexaminado cuidadosamente. Un cambio en la trayectoria de la fibra muscular de paralelo a oblicuos y apretados a fibrillas empaquetadas de manera suelta se verá medial. Pasar la pinza Graeffe curvas entre estos planos musculares y Blunt disección lateralmente. Cortar hacia abajo sobre la superficie cerrada, la parte superior de estas pinzas para exponer el pedículo vascular. Quite la grasa circundante y exponer los vasos para la sujeción. Coloque las abrazaderas Acland de la arteria y la vena (3K) y contar el período de tiempo de isquemia. Iniciar sutura subcuticular dejar el área inmediatamente por encima de las pinzas para el final. Retire las abrazaderas después del período asignado y aproximar los extremos libres de la izquierda del músculo recto abdominal. Completa las suturas subcuticulares (3L).

La figura 5
La Figura 4. Riego sanguíneo cutáneo en animales de piel fijas y sueltas. Riego sanguíneo cutáneo en loose los mamíferos de piel como las ratas se produce principalmente por ramas cutáneas directas en lugar de perforadores musculocutáneo como en los mamíferos piel fijos, como los seres humanos y cerdos. Por esta razón las ratas históricamente no se han visto favorecidos por la investigación de cirugía plástica. Esto ha demostrado ser un concepto anticuado y áreas específicas de la rata como la pared abdominal anterior son suministrados por perforadores musculocutáneo y por lo tanto las zonas aptas para utilizar para los modelos con solapa. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

La figura 6
Figura 5. Zonas del colgajo miocutáneo transverso abdominal tal como se describe por Schlefen et al. En 1983. La flecha roja indica el pedículo vascular (en este caso la izquierda, superior, vasos epigástricos profundos). Los números romanos indican azules t4 zonas de él numerados de I-IV sobre la base de su posición en relación con el pedículo vascular tal que: Zona I (ZI) es el tegumento que recubre el músculo recto abdominal directamente suministrada por el pedículo vascular; Zona II (Z II) describe el tegumento que recubre el contralateral recto abdominal, Zona III (ZIII) la zona lateral de la Zona I y Zona IV (ZIV) lateral a la zona II.

La figura 7
La Figura 6. Escáner de imágenes de láser Doppler. Moor LD12 scanner evalúa la perfusión mediante el envío de una luz monocromática (flechas azules) fuentes que se desplaza por los eritrocitos en movimiento dentro de la piel. El grado de cambio está relacionado con la velocidad de los eritrocitos. Esta luz desplazado (flechas verdes) es detectada por el foto-scanner y la perfusión en esa área calculada. Un espejo a continuación, se mueve el haz de una manera secuencial de modo que toda la pared abdominal anterior puede serescaneado en aproximadamente 7 min.

La figura 2
Figura 7. La evaluación de la perfusión media usando software LDI. Seleccione el icono del polígono en la barra de herramientas (flecha roja), entonces la región de interés (ROI) herramienta de selección (rectángulo con la cruz azul, 2 iconos situados a la derecha de la herramienta polígono). Con el ratón dibuje alrededor del retorno de la inversión, en esta figura se marcan todas las 4 zonas. Antes de pasar a la siguiente ROI clic en el rectángulo con el cuadrado azul de nuevo. Una vez que todas las ROI deseado son seleccionados, pulse el icono de las estadísticas en el centro de la barra de herramientas (el icono de un bloc de notas con números en ella) y las estadísticas promedio de perfusión para cada ROI pop-up en una nueva ventana como se muestra.

Figura 8. J análisis de imagen.

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Figura 8-1. Imagen de J-herramienta Selección lineal. Seleccione la herramienta de línea recta, trazar una línea por el centro de la tapa como se muestra. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

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Figura 8-2. Imagen de J-Set escala 1. Seleccione Analizar en la barra de herramientas y en el menú desplegable, seleccione escala establecida. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

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Figura 8-3. Imagen de J-Set escala 2. En la ventana emergente establece la escala de 4 cm. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

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Figura 8-4. Imagen de J-Seleccione la herramienta Polígono y la zona contorno de interés. Seleccione la herramienta Polígono (icono resaltado) y delinear la zona de interés. El perímetro total de la zona IV se describe en este ejemplo. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

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Figura 8-5. Imagen de la zona J-Medida 1. Seleccione Analizar en la barra de herramientas y en el menú desplegable, seleccione Medir. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

Figura 8-6
La Figura 8-6. Imagen de la zona J-Measure 2. El área se mostrará en una ventana de resultados separada. Haz clic aquí para ver más grande la figura .

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Figura 8-7. Imagen de J-Repeat para el área de necrosis completa. Repita los 2 pasos anteriores, pero esta vez sólo esbozar el área necrosada. Este ejemplo muestra la necrosis completa en la zona IV se indica. Para calcular el porcentaje de área de necrosis completa dividir el último valor por el anterior y se multiplica por 100. Haga clic aquí para ver más grande la figura .

Figura 9
La Figura 9. Montaje de imágenes representativas de este procedimiento Leyenda:. Cada fila representa un tema diferente. Fotografías (izquierda) e imagen LDI correspondiente (a la derecha) se muestran en los 4 puntos de tiempo diferentes (desde lepies a derecha: antes de la cirugía, después de la operación, a las 24 horas ya las 48 horas después de la cirugía). Está claro que la necrosis se produce constantemente en zonas ZIV y III. La escala de colores en la parte inferior derecha muestra los colores y sus unidades de perfusión correspondientes. Red-alta perfusión, azul-baja perfusión). Haga clic aquí para ver más grande la figura .

Figura 10
La Figura 10. Representante de necrosis de piel de resultados expresa como un porcentaje del área total en la aleta 48 h Leyenda:. Porcentaje de área de necrosis completa de la solapa evaluó clínicamente y se mide usando el software Image J en 48 horas. La media y SEM muestran, n = 10.

Figura 11
La Figura 11. Represultados-Laser sentativas Doppler Caption:. Doppler láser para mostrar la perfusión promedio medido en unidades de perfusión del colgajo en los sujetos de control pre-operatorio, después de la operación, a las 24 y 48 h. La media y SEM muestran, n = 10.

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Discussion

Modificaciones y resolución de problemas

El protocolo presentado aquí reproduce la RII visto en la transferencia de tejido libre en un sistema experimental que permite una mayor comprensión de ese proceso y proporciona un medio para investigar los medios de mejorar el IRI y mejorar el resultado. Esto podría ser fácilmente modificado para producir una lesión más grave si se basa en la no dominante, en el fondo, epigástrica inferior pedículo o si se aumentara el tiempo de isquemia.

Limitaciones de la técnica

La pared anterior del abdomen de la rata tiene significativamente menos grasa subcutánea de la pared anterior del abdomen de la mayoría de las mujeres sometidas a cirugía de colgajo TRAM para reconstrucción mamaria. El modelo descrito en este texto está diseñado específicamente como un modelo de lesión por isquemia reperfusión en los colgajos miocutáneos de manera que los efectos de las terapias de preacondicionamiento pueden ser evaluados usando necrosis de la piel y la perfusión como medidas de resultado. Laprocedimiento detallado en el presente artículo, no específicamente modelar problemas tales como necrosis grasa que se haya incurrido en los colgajos TRAM humanos cuando solapas con componentes grasos importantes se cosechan deliberadamente para crear la proyección para grandes reconstrucciones de mama.

Observación directa in vivo de la microcirculación no se demuestra en este protocolo, pero se ha descrito en el modelo Cremáster 48 y una aleta osteomiocutáneo. 7,49-51 El modelo TRAM es un modelo de colgajo miocutáneo, si los investigadores están especialmente interesados ​​en flaps osteomiocutáneo este modelo no es adecuado, pero un modelo alternativo ha sido descrito en la literatura. 50

Importancia con respecto a otros métodos

La mayoría de los modelos de rata TRAM publicados utilizan el músculo recto abdominal que rodea el pedículo vascular elegido como un portador para el pedículo vascular. 13-22,24,25 Ellos no lo hacen segúnreflejar urately el IRI como el colgajo no se somete a un cierto período de isquemia seguida de reperfusión. Por lo tanto, frente a estos documentos el modelo detallado en este protocolo da reproducible, IRI miocutáneo controlada. Los investigadores también han actuado como un colgajo libre a los vasos inguinales 23 sin embargo, esto es técnicamente muy exigente como la profunda superior, la arteria epigástrica y medir vena 0,45 y 0,5 mm, respectivamente. Este protocolo representa un modelo más simple.

Las aplicaciones futuras

Investigación para mejorar el resultado en la transferencia de tejido libre se ha centrado principalmente en las estrategias de preacondicionamiento. Estas estrategias se emplean o iniciadas antes de la cirugía con el fin de "formación" del tejido transferido para soportar mejor la cirugía de transferencia de tejido libre y este resultado mejorar. Hay dos formas principales en que esto se puede lograr:. Precondicionamiento farmacológico o isquémica 52 Gran parte de este trabajo tienellevado a cabo en los cerdos, que son más caros de casa y más difícil de trabajar que las ratas. El protocolo descrito en este documento puede ser utilizado para probar estas estrategias en un animal de laboratorio, lo cual es fácil de casa y trabajar con y en la que hay posibilidad de trabajar con animales manipulados genéticamente.

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Disclosures

No tenemos revelaciones.

Acknowledgements

Este trabajo fue financiado por el Consejo de Investigación Médica de subvención G1000299.

El autor correspondiente agradece a Gary Borthwick, de la Universidad de Edimburgo, para asistir durante la cirugía.

Los autores desean agradecer el asesoramiento de Helen Douglas y Iain Mackay y que nos permite observar la epigástrica inferior profunda (DIEP) Procedimiento de colgajo (Canniesburn Unidad de Cirugía Plástica, Hospital Real de Glasgow, el 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, Reino Unido).

Los autores también desean agradecer a Gary Blackie en la Universidad de Edimburgo por su ayuda en la producción del video para este artículo.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Moor LD12 laser doppler imaging scanner http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz 507221F www.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved 11052-10 2, http://www.finescience.de
Acland clamps 00398 V B-1 ’V’ pattern clamps used on both artery and vein. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp applicator CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cautery unit 726067 www.harvardapparatus.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) 396 http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight 67 http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0 W9913 http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) 7973 http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo needle holders 12565-14 http://s-and-t.ne
Heat Lamp http://www.chicken-house.co.uk
Silicone sheeting 0.3 mm translucent http://www.silex.co.uk/
Image J software http://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI pico http://www.zeiss.co.uk/
Operating microscope
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution isofluorane rig http://www.vet-tech.co.uk/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

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