Хельсинки Крыса микрохирургии Боковина Аневризма Модель

1Neurosurgery Research Group, University of Helsinki, Helsinki, Finland
Published 10/12/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemelä, M., Frösen, J. The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model. J. Vis. Exp. (92), e51071, doi:10.3791/51071 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Экспериментальные мешотчатых модели аневризмы необходимы для тестирования новых вариантов хирургического и эндоваскулярного лечения и устройств до их введения в клиническую практику. Кроме того, экспериментальные модели необходимы для выяснения сложного аневризмы биологию, ведущий к разрыву мешотчатые аневризмы.

Несколько различных видов экспериментальных моделей для мешотчатые аневризмы были созданы в различных видов. Многие из них, однако, требует специальных навыков, дорогостоящего оборудования или специальных условий, что ограничивает их широкое применение. Простой, надежный и недорогой экспериментальной модели необходим в качестве стандартизированного инструмента, который может быть использован в стандартизованной форме в различных учреждениях.

Микрохирургическая крысы в ​​животе модель аорты боковины аневризма сочетает в себе возможность учиться как новые стратегии эндоваскулярного лечения и молекулярную основу аневризмы биологии в стандартизированный и недорогойманера. Стандартные трансплантаты с помощью формы, размера и геометрии собирают из нисходящей грудной аорты крысы-донора, а затем пересадили в сингенной крысы-реципиента. Аневризмы ушивают конца в сторону с непрерывным или прерывается 9-0 нейлоновые швы, чтобы инфраренальной брюшной аорты.

Мы представляем шаг за шагом процедурные инструкции, информацию о необходимой техникой, и обсудить важные анатомические и хирургические детали для успешного микрохирургической создания брюшной аорты боковины аневризмы у крыс.

Introduction

Разрыв саккулярной аневризмы мозговой артерии вызывает опасное для жизни кровотечение приводит к инсульту, постоянного неврологических повреждений или смерти. Разрыв может быть предотвращено либо микрохирургической отсечения или эндоваскулярного аневризмы окклюзии. Еще не было установлено медицинское лечение, чтобы предотвратить рост аневризмы и разрыва.

Экспериментальные модели для мешотчатые аневризмы необходимы для изучения биологии артериальных аневризм и для тестирования новых терапевтических устройств и стратегий. Для этих целей, несколько различных моделей в различных видов были разработаны и опубликованы 1. Более крупные модели аневризмы в свиней, собак и кроликов предпочтительно использовать для проверки эндоваскулярных инновации в комплексном аневризмы архитектуры 1,2. Мышиные модели аневризмы, с другой стороны, позволяют тестирования исследовательские вопросы в генетически модифицированных видов 3,4 и облегчения разъяснения аневризмы биологии в Клеточная и молекулярнаяуровень гораздо лучше, чем крупных видов 1. Хотя эндоваскулярная транс-сонной и развертывание транс-подвздошной устройства ограничен больших крыс (> 400-500 г) и стентов меньше, чем 2,0 мм и 1,5 мм в диаметре 5,6, стенты также могут быть размещены путем прямого введения в брюшной аорты сегмент укрывательство экспериментальные аневризмы. Предыдущая работа с использованием крысу микрохирургическая брюшной аорты боковины аневризма модели продемонстрировала свою целесообразность в тестирование новых эмболические устройств и его использование в изучении молекулярных основ аневризмы биологии 3,7.

Многие из опубликованных в настоящее время экспериментальных мешотчатых моделей аневризмы требует дорогостоящего оборудования, специальных предприятиях (стерильные операционные номера с рентгеноскопии возможностей), интервенционной радиологии компетентность, или использование дорогих видов. Эти требования ограничивают широкое использование этих моделей, и привести к использованию различных моделей в разных лабораториях, которые мАКЕС сравнения данных и мета-анализ трудно, если не невозможно. Простой, надежный и недорогой экспериментальной модели необходим в качестве стандартизированного инструмента, который может быть использован в стандартизованной форме в различных лабораторий, чтобы получить сопоставимые результаты из разных учреждений. Для этого, мы создали аорты крысы боковины саккулярная артериальной аневризмы модель.

Цель этого доклада заключается в представлении шаг за шагом процедурные инструкции, информацию о необходимой техникой, а также обсудить важные анатомические и хирургические характеристики для успешного микрохирургической создания брюшной аорты боковины аневризм у крыс.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: самцов крыс Вистар (средний вес: 356 ± 44 г; 10-14 недель) были размещены в помещении для животных при температуре 22-24 ° С и двенадцать часов цикле свет / темнота со свободным доступом к гранул диеты, регулярный водопроводной воды а также получил гуманного ухода в соответствии с ведомственным руководящим принципам. Эксперименты были рассмотрены и одобрены Комитетом защиты животных в Университете Хельсинки, Финляндия.

Примечание: В следующей демонстрации наш хирургический метод состоит в следующем: Обезболить крысу по весу приспособлены подкожной инъекции медетомидина гидрохлорид (0,5 мг / кг) и внутрибрюшинной инъекции кетамина гидрохлорида (50 мг / кг). Тест на отсутствие схождение пинч рефлекса, чтобы подтвердить, что крыса полностью под наркозом. Применить глазная мазь, клип места операции, и очистить кожу с дезинфицирующим раствором, например хлоргексидин, либо в спирте или воде. Мойте руки, надеть защитную одежду, головной покров и лицамаска, и стерильные хирургические перчатки. Имейте хирургического помощник помощь в поддержании асептических условий хирургии и документировать хирургические характеристики (как показано в таблице 1). Монитор глубину анестезии каждые 15 мин во время операции, следуя частоту дыхания, частоту сердечных сокращений, и реакция на вредных стимуляции (тест щепотку ног). Подкожное введение бупренорфина (0,03 мг / кг) вводили за послеоперационной анальгезии и при необходимости повторяется каждые 12 часа.

1 Оборудование, расходные материалы, и позиционирование

  1. Держите небольшая животноводческая хирургии комнату тихо, асептический, и поддерживать температуру в помещении на 23 +/- 3 ° C. Для выполнения экспериментальной аневризмы хирургии следующее минимальное оборудование необходимо:
    1. Используйте столешницы операционный микроскоп идеально оснащенный помощником рамки и цифровой камеры микроскопа. Используйте непористой многоразовый рабочую поверхность с возможностью чистки поверхности прибора для защиты лабораторном столе.
    2. Используйте следующие стандартные хирургические инструменты: хирургические ножницы, Пинцет хирургический, ткани разбрасыватель мягкая или самоудерживающийся втягивающим, и две хирургические зажимы комаров.
    3. Используйте основную микрохирургической набор инструмента, который включает: изогнутые держатель микроиглы, один изогнутый и две прямые microforceps и прямую или изогнутую microscissor.
    4. Держите микрохирургические инструменты в блюдо почек, заполненной стерильным физиологическим раствором, чтобы держать прибор не липкий и чистый во время операции. Блюдо почек дополняется резиновый коврик или хирургические перчатки, чтобы предотвратить повреждение кончиков микро-инструментов. Убедитесь, что все материалы являются стерильными и процедура выполняется с асептики в соответствии с существующими рекомендациями для хирургии выживания на лабораторных животных
    5. Кроме того, использовать сосудистой клип аппликатор и три атравматичные временные сосудистые зажимы. Важно, что зажимы, используемые имеют низкую мощность закрытия для предотвращения травм в очень тонкой стенке аорты крысы. Также подготовить линейку с половиной миллиметра масштабные линейки, небольшой цветной резиновой подушке, и короткий тупой иглой.
    6. Поместите крыс в положении лежа на спине, иммобилизации и фронт и задние лапы с хирургической лентой без применения стрейч или сжатие на кожу, и согните их обратно с толстым маркером или прижигания пера, поместив его под пиломатериалов области спины. Важно получить как можно больше поясничного отдела позвоночника лордоз, как это возможно, чтобы улучшить забрюшинного экспозиции и доступ к инфраренальной аорты, которая облегчает микрохирургической анастомоза. Это позиционирование рекомендуется для создания брюшной аорты аневризмы, но не является необходимым для грудного сбора трансплантата.

2 трансплантата Уборочная

  1. UNDER общий наркоз, открыть грудной полости (начало трансплантата время ишемии). Нанесите вредных ног щепотку, чтобы подтвердить, что крыса не отвечает, прежде чем приступить к следующим шагам. Вырезать через midventral брюшной стенки, определить диафрагму только на печени, и вырезать соединительную ткань в нижней части диафрагмы, чтобы разрешить доступ к грудной клетке. С большими ножницами, тупой стороной вниз, рассекают ребра просто один сантиметр влево и вправо от грудной клетки средней линии и открыть грудной полости. Легкие мобилизованы с правой стороны сердца. Жертвоприношение крыс передозировкой с внутрисердечной инъекции кетамина hydrochloride.Pulmonary ствола, левой подключичной вены, левой черепной полой вены, и azygous вены мешать урожая проксимального грудной аорты.
  2. Хвостовой для видных вен есть хорошей отправной точкой для начала вскрытия нисходящей грудной аорты с использованием микро-ножницы и microforceps.
  3. Трассировка грудной аорты бACK от дорсальной стенки грудной клетки вверх к дуге аорты, осторожно тупым втягивания и вскрытия с хирургическим зажимом комара.
  4. Зажим а затем перерезал вены ножницами. Поддержание зажимы на венах и использовать в качестве втягивающего выставить основной дуги аорты.
  5. Поместите нерассасывающегося 6-0 шелковой лигатуры чуть выше первой межреберной артерии, выходящей из аорты.
  6. Вырезать нисходящей аорты чуть ниже левой подключичной артерии, а затем ниже лигатуры. Обрезка может быть сделано для того, чтобы получить перпендикулярную стандартизированный геометрию аневризмы, или, если это необходимо, чтобы получить определенный угол между осью аневризмы аорты и. Измерить трансплантата в его ширине и длине.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Собранные трансплантаты либо можно сразу пересадить в крыс-реципиентов или дальнейшей обработке для достижения decellularization привитой стене. Decellularized трансплантаты не могут храниться при -4 градусов Цельсия до повторной имплантации в более поздние сроки (рис 1). Чтэлектронной decellularization аневризмы стенки, как было показано предрасполагают аневризму, чтобы увеличить 11.

3 трансплантата Decellularization

  1. Замораживание трансплантаты доноров в фосфатном буферном растворе при температуре -4 ° С.
  2. На следующий день, оттаивают трансплантатов, промыть дистиллированной и деионизированной водой при комнатной температуре, и инкубируют в течение 10 ч при 37 ° С в 0,1% додецилсульфата натрия.
  3. И, наконец, промывают додецилсульфата натрия обработанных трансплантатов три раза при осторожном перемешивании, замораживать в фосфатно-буферном солевом растворе, а не держать на -4 ° С до использования.

4 Аневризма Создание

  1. Вскрытие брюшной аорты
    1. После того, как животное было анестезии, обрезать мех от места операции и очистить кожу с дезинфицирующим раствором. Тест на отсутствие ответа схождение пинч до разреза кожи. Запустите разрез 1 см проксимальнее к гениталиям ян midventral позиция (время начала работы). Осторожно отделить кожу от основных мышц. Конец рассечение 1:59 сантиметров ниже грудины.
    2. Осторожно, но твердо подтянуть основные мышцы живота, чтобы избежать повреждения основных органов. Продлить продольную разрез вдоль белой линии вверх к мечевидного отростка и закончится в каудальном направлении на уровне мочевого пузыря.
    3. Осторожно применять давление на мочевой пузырь, чтобы освободить его, чтобы облегчить доступ к забрюшинного пространства.
    4. Перемещение тонкий кишечник и крупнейших слепую кишку вправо или влево. Определить толстой кишки именно убыванию толстой кишки на левой нижней части брюшной полости.
    5. Обрежьте связки между ними тонкой кишки и толстой кишки нисходящей в краниальном направлении, чтобы позволить более широкое воздействие на спинной стенке тела. Поставьте самоторможенияа втягивающим провести кишечник друг от друга.
    6. Идеальное расположение конца в сторону аневризма анастомоза Iы найдено на уровне между почечной и iliolumbar вен. Брюшной аорты лежит забрюшинных встроенный в жировой ткани. Во время вскрытия обратить особое внимание на парных почти прозрачных мочеточников и сосудов яичка.
    7. Если дальнейшее втягивание кишечника необходим, использовать большие марлевые свопы. Поясничного отдела позвоночника лордоз индуцированной во время позиционирования, помещая прижигания ручку или подобный предмет под нижней задней части крысы, значительно уменьшает потребность втягивания кишечника.
    8. На вентральной спинной стенке тела покрыта тонкой париетальной брюшины. Как только это будет открыт, визуализировать аорту только под. Во время тщательного резким и тупым брюшной аорты от соседних крупных вен, держитесь только за адвентиции, чтобы избежать повреждения стенки сосуда.
    9. Нечасто, небольшие поясничные артерии возникают в сегментной судна от спинной поверхности брюшной аорты и мешать подготовке. Лигирование и резки судна является урожденнойДед, чтобы избежать ретроградную просачивание во аневризмы наложения швов. Использование изогнутых микро-щипцы могут способствовать лигатуры размещение в глубине.
  2. Конец в сторону анастомоза
    1. Положите цветной резиновую прокладку под брюшной аорты и обить его с небольшим марлевой тампоном. Удалить рыхлой соединительной ткани и адвентиции на уровне планируемой сайте анастомоза.
    2. Зажмите брюшной аорты дистальнее анастомоза, а затем проксимального (начало аорты время зажима). Это обеспечивает прочное заполнение резервуара и облегчает последующую артериотомия.
    3. Выполните артериотомии используя либо прямых или изогнутых микро-ножницы. Микро-щипцы держит очень маленький кусочек стенки сосуда, чтобы вырезать эллиптическую форму.
    4. Промойте артерию тщательно физиологическим раствором в обоих направлениях с помощью тупой наконечником иглы.
    5. Поместите первые два швы этого анастомоза конец-в-бок на ближнем и дальнем конце артериотомии (время начала анастомоза). Избегайте схватив стенки сосуда с микро-щипцы, когда это возможно. Убедитесь, что каждый шов находится через все слои стенки сосуда.
    6. Выполните наложения швов либо в виде непрерывных или узловыми швами. Если прерывается ушивание выбирается затем поместите обратно сторона девять o`clock шов первого. Последующие нити могут быть разнесены друг от друга, начиная рядом с самого первого шва. Осторожно возьмитесь за адвентиции. Избегайте отжима / постижение интиме.
    7. Когда задняя стена будет закончена, проверьте Эндолюминальная часть анастомоза для неуместных швов. Выполните те же процедуры, в том же порядке на лицевой стороне. Убедитесь, что первый из в общей сложности трех узлов в шва является твердым, но не слишком плотно.
  3. Гемостаз и Закрытие
    1. После окончания в боковой анастомоз завершена (время окончания анастомоза), промыть сайт с физиологическим раствором и удалить дистального зажим первый позволяют обратного потока (конец пережатия аорты времени и конец трансплантата ишемии Tiмне).
    2. Если очевидно, кровотечение из обратного потока дополнительный стежок может быть необходимой (время начала гемостаза). В случае незначительного просачивания, достижения гемостаза с легким нажимом над участком кровотечения с помощью небольшой кусочек марли тампон.
    3. Снимите проксимального сосудистого зажима, промыть анастомоза еще раз, и отсечь лишние концы лигатуры на аневризмы куполом.
    4. Подтверждение проходимости аневризмы по наблюдению увеличения объема аневризмы во время пика артериальной пульсовой волны. Оценка дистального проходимости брюшной артерии через прямой "доения теста".
    5. Снимите пластиковый лист и небольшой марлевый тампон внизу. Пульсирующий вихрь крови в созданном аневризмы четко виден.
    6. Обложка шовные линии вокруг анастомоза с маленькими кусочками жировой ткани или Spongostan для дополнительного гемостаза если маленький сочилась по-прежнему присутствует (время окончания гемостаза).
    7. Снимите мягких тканей разбрасыватель и марлевые тампоны.Поместите тонкий кишечник, слепую кишку, и жировую массу обратно в их правильном положении.
    8. Закройте средней линии мышцы живота, используя 5-0, 4-0 или 3-0 рассасывающиеся или не рассасывающиеся швы следуют кожи закрытия раны с использованием технологию непрерывного шва с 3-0 рассасывающейся polyfilament шва (время операции конец). Примечание: По нашему опыту крысы переносится рассасывающиеся швы кожи лучше, чем нерассасывающихся моноволоконных швов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Пилот серии включает 14 крыс. Впоследствии в общей сложности 84 животных были прооперированы по представленному протоколу для нескольких исследовательских проектов, в период с марта по сентябрь 2012 года Дополнительные 29 животных служили донорами для артериальных мешотчатых трансплантатов. Остальные эксперименты проводились с использованием предварительно обработанных трансплантатов собранные и сохраненные из предыдущих экспериментов на крысах одного и того же пола, деформации, веса и возраста.

Масса тела, общее время работы, аортальный время зажима, время для создания анастомоза, время гемостаза после создания анастомоза, привитой время ишемии и размеры аневризмы на момент создания (шириной аневризма и длины) были записаны и экстрагировали из письменных индивидуальных регистрационных . Все характеристики приведены и визуализируется в таблице 1 и на рисунке 1.

За исключением одного животного, что была проведена вторая операция в связи с тромбозом Абдоминаль аорты дистальнее анастомоза не было перипроцедурного смертности или заболеваемости. Среднее время работы было меньше, чем 52 мин (52 ± 12 мин). У животных с трансплантацией сингенным аневризм (п = 21) означает, трансплантат ишемии был 29 ± 7 мин. Общая среднее время пережатия аорты было 25 ± 7 мин. Размеры аневризмы, выявленные постоянной с низким отклонением размера (средняя ширина 2,5 ± 0,2 мм и средняя длина 3,8 ± 0,2 мм).

Собранные данные прошли описательный анализ и визуализацию с помощью статистического программного обеспечения. Значения выражены как среднее ± стандартное отклонение (SD) и 95% доверительный интервал (ДИ).

Рисунок 1
Рисунок 1:. Non-Decellularized или Decellularized Прививки Необработанные родные доноры трансплантаты от грудной аорты немедленно повторно имплантируют в крыс-реципиентов (1). Прививки бытьdecellularized не лечатся додецилсульфата натрия (SDS) и хранили при -4 градусов Цельсия до повторной имплантации (2). Гистологическое панель изображает продольное сечение необработанной (слева) и decellularized (справа) трансплантата стене. Гематоксилин-эозином.

Рисунок 2
Рисунок 2: Хирургические характеристики. Графики визуализации распределения отдельных значений данных (маленькие черные точки), среднее (жирным долго бар), и стандартное отклонение (планки погрешностей). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Характеристика Среднее ± SD 95% ДИ верхний - нижний
Средний вес тела (г) 363 47 350 - 373
Среднее время работы (минут) 50 11 48 - 53
Средний аорты время зажима (минут) 25 7 23 - 27
Среднее время анастомоза (минут) 18 6 16 - 19
Среднее время гемостаза (минут) 2 2 2 - 3
Средний трансплантата время ишемии (минут) 29 7 26 - 32
Средняя ширина аневризмы (миллиметровый) 2.5 0.2 2.4 - 2.5
Средняя длина аневризмы (миллиметровый) 3.7 0.5 3.5 - 3.8

Таблица 1: Хирургические характеристики. SD = стандартное отклонение; ДИ = доверительный интервал

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Прогресс в нашем понимании комплексной биологии саккулярной аневризмы мозговой артерии зависит от анализа эпидемиологических и клинических данных, дополненных лабораторных исследований на образцах пациентов и экспериментальных работ на животных моделях 3,12,13.

Мелкие животные, такие как крысы по своей природе связаны с более низкими затратами на экспериментах и ​​жилья, а также снижение необходимости специализированного оборудования. Средняя общее время работы не более 60 минут для микрохирургического создания боковины аневризмы у крыс гораздо меньше времени, используемого для создания более сложной микрохирургической венозной сумка артериальной бифуркации аорты у кроликов и собак 2,14,15. Преимущества низкой стоимости и более быстрых методов создания аневризмы может облегчить проведение исследований с большим числом экспериментов и последующего увеличения статистической мощности. Кроме того, текущие мышиные модели были успешно реализованы ответить researc ч вопросы, нуждающиеся в более сложной лабораторной методики, в том числе трансгенных животных 3,4. При использовании мыши для создания боковины аневризм, одна потребность иметь в виду, что необходимые прервал 11-0 швы требуют дополнительных микрохирургических навыков. Производительность представленной модели аневризмы у мышей также связана с более высокой смертности (30%; в основном за счет осложнений в баланс жидкости и анестезии и меньшего диаметра (0,5-1 мм) аорты мыши) 3.

Основные принципы модели аневризмы крысы могут быть освоены в течение короткого периода времени. Вводный курс в грызунов микрохирургии рекомендуется для тех исследователей, неопытных в выполнении вскрытия и методы шовные под операционным микроскопом. Выделенные ключевые шаги в представленном протоколе будет еще больше упростить процедуру. Особую осторожность следует проявлять во время вскрытия брюшной аорты от соседних крупных вен.

ntent "> маленький периферический диаметр сосудистую из среднего размера крысы делает транс-сонной и транс-подвздошной развертывание эндоваскулярная устройства трудно 5,6. Тем не менее, устройства также могут быть размещены путем прямого брюшной аорты вставки или прямого размещения в экспериментальной аневризмы до конца -в-сайт анастомоза 7,16. Объемные изменения в шеи остатков и геометрия аневризма может быть продолжение с последовательным и неинвазивной высокочастотного ультразвука, микро-КТ, или высокого разрешения магнитно-резонансной ангиографии 16. Предыдущие эксперименты показали высокий общий проходимости темпы 92,5% при медиане наблюдения шести недель после создания без пери или внутри процессуального антикоагулянтной и антиагрегационной 3,7,16. За исключением одного случая значительного роста или дилатации экспериментальных аневризм не наблюдалось и никто из них не разорваны 3.

Однако, если собранные трансплантаты decellularized Аневризмы деммонстрировать гетерогенную структуру тромбоза, реканализации, роста и возможного разрыва 11. Растущие аневризмы в последнем исследовании продемонстрировали заметное адвентициальные фиброз и воспаление, полное разрушение стены, и увеличивается накопление нейтрофилов в неорганизованном внутрипросветной тромба. Таким образом, модель позволяет исследовать рост аневризмы и разрыва, и могут быть потенциально использованы для оценки биологических реакций, индуцируемых эмболизации устройств на выращивании и разрыва подверженных аневризм. Ни один из доступных моделей аневризмы, которые могут быть эмболизированных идеально не представляют мешотчатых аневризмы артерии головного мозга человека или воспроизвести точную патобиологии за аневризмы или разрыва.

Остается предметом дискуссий, в какой степени выбор трансплантата (вен или артерий, мешок) и выбора angioarchitecture (боковой или бифуркации конструкции) повлиять на перевод результатов в клиническую практику. Конечно разные модели оптимальны для различныхЦели и могут быть оптимизированы на очень высоком уровне в определенных учреждений. Представленная модель не сделает другие модели устарели. Это будет по-прежнему необходимы для следователя, чтобы выбрать из широкого спектра различных технических моделей и животных тот, который подходит лучше всего экспериментальные цели, практические соображения, и лабораторных условиях.

Тем не менее, некоторые эксперименты в идеале должны быть выполнены в той же стандартной модели в различных учреждениях и лабораториях, в целях облегчения сопоставления данных и устройств или процедур. На сегодняшний день нет никаких руководящих принципов для стандартизированного тестирования эндоваскулярных устройств до клинического применения, и животные модели остаются недостаточно используются 1. Стандартные модели будут приобретать все большее значение, как только многоцентровых рандомизированных доклинические испытания также появляться в этой области исследований.

Создание микрохирургии аневризм позволяет стандартизацию трансплантата происхождения, отношения объема к отверстию, и материнской судначтобы аневризмы длинный угол оси. Представленная методика направлена ​​для создания стандартизированных аневризмы с минимальным изменением аневризмы измерении, местоположения и связи с несущей артерии. Это высокая степень стандартизации и относительно низкой стоимости делают модель хорошим инструментом для проверки эмболизации материалов и устройств, которые затем испытания в других, более сложных и дорогих моделей.

В заключение представлены микрохирургическая боковины крыса аневризма модель является быстрый, доступный и последовательный метод для создания экспериментальных аневризмы, которые стандартизированы с помощью размера, формы, и геометрической конфигурации аневризмы по отношению к несущей артерии.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют финансовый или коммерческий интерес в любом из препаратов, материалов, или используемого оборудования.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Medetomidine Any genericon
Ketamin Any genericon
Buprenorphine Any genericon
Phosphate buffered saline
Sodium dodecyl sulfate (0.1%)
3-0 resorbable suture Ethicon Inc., USA VCP824G
5-0 non absorbable suture Ethicon Inc., USA 8618G
6-0 non absorbable silk suture B. Braun, Germany C0761060
9-0 nylon micro suture B. Braun, Germany G1118471
Spongostan Ethicon Inc., USA MS0002
Operation microscope Leica , Germany M651
Digital microscope camera Sony, Japan SSC-DC58AP
Standard surgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.4
Microsurgical instruments B. Braun, Germany Multiple See protocol 1.5
Vascular clip applicator B. Braun, Germany FT495T
Temporary vascular clamps B. Braun, Germany FT250T
Graph Pad Prism statistical software  GraphPad Software, San Diego, California, USA V 6.02 for Windows

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
  2. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
  3. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
  4. Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
  5. Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. 166-191 (2011).
  6. Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
  7. Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
  8. with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
  9. Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
  10. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
  12. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
  13. Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. 123-773 (2012).
  14. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
  15. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. (2011).
  16. Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats