EPA Method 1615. Måling af Enterovirus og norovirus Forekomst i vand efter kultur og RT-qPCR. I. Indsamling af virus prøver

Environment
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Fout, G. S., Cashdollar, J. L., Varughese, E. A., Parshionikar, S. U., Grimm, A. C. EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples. J. Vis. Exp. (97), e52067, doi:10.3791/52067 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Humane enteriske vira replikerer i mavetarmkanalen og spredes gennem fækal-orale vej. Disse vira findes ofte i spildevand i høje koncentrationer 1-3. De kan vare ved i spildevandsafløb 4,5, og i overfladen 6,7, jord 8-10, og behandles drikke 11 farvande. Når der forekommer, er koncentrationen af virus i vandmiljøet i USA typisk er for lavt til direkte måling 12,13. Dette kræver, at virus koncentreres fra store mængder vand. Under Information Collection Rule (ICR) overvågning foretaget af US Environmental Protection Agency (US EPA) 14, koncentrationerne af positive prøver i kilden vand af store forsyningsvirksomheder landsdækkende lå fra 0,009 virus til 19,7 mest sandsynlige antal infektiøse enheder (MPN) / L. Median og middelkoncentrationer af positive prøver var 0,03 og 0,17 MPN / L for kilde- vand fra strømmende vandløb, 0,01til 0,07 MPN / L for dem fra søer og reservoirer, og 0,04-0,74 MPN / L for dem, der bruger grundvand 11 (data fra ICR Aux1 18 måneder Access-database dateret 2000/04/25). Virus koncentrationer af positive prøver fra en USEPA undersøgelse af de nationale grundvand varierede fra 0,009 til 2,12 infektiøse enheder / L med median og middelkoncentrationer på 0,13 og 0,29 infektiøse enheder / L 8. Koncentrationen af ​​virus i positive prøver grundvandsprøver var højere end i strømmende vandløb. De fleste af de anlæg, der anvender grundvand i disse undersøgelser opnåede vand fra vandførende lag beliggende i Karst regioner. Disse, sammen med dem, der ligger i kalksten og krystallinsk (brækkede grundfjeld) indstillinger er sandsynligvis højere koncentrationer virus end i andre indstillinger 8,15,16. USEPA virus metoder angiver mængder prøveudtagning af 200 L (ICR) til 300 L (Metode 1615) af overfladevand og 1.000 L (ICR) til 1.500 L (Metode 1615) af grundvand 17,18. Men selv med brugen afstore prøvevolumener fleste overflade- og grundvand prøver er negative for virus 8,11,19,20.

Vira er til stede i overfladevand udgør en potentiel sundhedsrisiko for forbrugerne af drikkevand. Overfladevandet Treatment regel kræver, at alle rensningsanlæg der anvender overfladevand til at reducere virus koncentrationer med mindst 4-log. Selv med en nedsættelse på 4-log, kan infektiøse koncentrationer virus i kilde vand så små som 0,0044 MPN / L føre til en infektion per dag under forudsætning af sådanne gennemsnitlige eksponering og behandling betingelser og dosis-respons parametre for rotavirus 11,21. Risikoen fra virus i ubehandlede grundvand kan være endnu større på grund af manglende behandling og viral forekomst. Borchardt og kolleger vurderer, at mindre end fem år op til 22% af akut gastroenteritis hos voksne og 63% hos børn kan skyldes virus i drikkevand i fællesskaber ved hjælp af ubehandlede grundvand 19.

USEPA Metode 1615 blev udviklet til at detektere enterovirus og norovirus under ureguleret forurenende Overvågning forordningens tredje overvågningsperiode (UCMR3) 22 som et nationalt opfølgning på resultaterne af Borchardt og kolleger 19,23. Den USEPA metode blev designet primært til måling af virus i systemer, der anvender ubehandlede grundvand, men blev skrevet mere generelt at omfatte andre vand matrix typer. Den nye metode er en hybrid bevare mange komponenter fra den foregående virus metode anvendt under ICR 17, tilsætning af molekylære procedurer baseret på fremgangsmåden ifølge Borchardt et al. 19,23 og yderligere primersæt for norovirus 24. Formålet med dette oplæg er at beskrive proceduren prøvetagning og de skridt, der er nødvendige for at opretholde integriteten af ​​prøven under indsamling og forsendelse. En vurdering af den samlede metode er beskrevet i Cashdollar et al. 25. Denne protokol omfatter simple felt Collection af overfladevand og grundvand, hvor en pumpe og forfilter er ikke nødvendige, og hvor der ikke kræves justeringer for pH eller tilstedeværelsen af ​​et desinfektionsmiddel i vandet for at indgå i stikprøven. De mere komplekse krav prøveudtagning er beskrevet i Fout et al. 17,18.

Protocol

1. Indledende Procedurer

  1. Saml en standard filter apparat som vist i figur 1 består af et indtag modul, et patronhus modul, og en udledning modul som beskrevet i supplerende materiale.
  2. Kalibrer flowmåleren / tæller ved strømningshastigheder, der anvendes til prøveudtagning før første brug. Kontrollér kalibreringen efter første ibrugtagning og derefter efter en måneds brug. Hvis kalibreringen strømningshastighed er ændret efter enten den første anvendelse eller efter den første måneds brug, bestemme hyppigheden for kontrol kalibrering som beskrevet i supplerende materiale.
    1. Tilslut en udledning modul til et indtag modul og tilslut derefter indtagelsen modul til et tryk. Sæt flowmåleren / totalisator at læse flow. Tænd for vandhanen helt, og derefter justere flowet til 10 l / min ved hjælp af bronze kloden ventil. Når flowet er stabil ved 10 L / min, nulstille flowmåler / totalisator at læse samlede volumen.
    2. Placer outlad af udledningen modul i en 4 L eller større måleglas og samtidig nulstille tæller til nul. Mål tæller værdi for den 4-L-mærket, og den tid, der kræves for at nå 4 L-mærket på cylinderen. Skift flowmåleren / totalisator indstilling tilbage til flow.
      BEMÆRK: Hvis strømningshastigheden var faldet til under 9,95 L eller øges til mere end 10,05 L efter endt Trin 1.2.2, vente, indtil strømningshastigheden er stabil, og gentag trin 1.2.2. En korrekt kalibreret meter vil nå 4 L mærket på måleglasset ved 24 ± 1 sek med en tæller læsning af 4,0 ± 0,04 L.
    3. Hvis tælleren aflæsningen er mindre end 3,96 eller mere end 4,04 L, beregne en korrektionsfaktor nødvendigt at korrigere for den observerede forskel. For eksempel, hvis flowmåleren / totalisator læser 3,9 L på 4 L mærket på måleglas, vil korrektionsfaktoren være 1,026 (4 ÷ 3,9). Så hvis den ønskede mængde af et felt prøve var 300 L, mængden indsamlet efter reading på flowmåleren / totalisator bør være 300 ÷ 1,026 = 292,4 L.
  3. Steriliser standard filter apparater og forberede det til prøvetagningen.
    1. Steriliser indsugnings- og patronhuset moduler med 0,525% natriumhypochlorit i mindst 30 minutter før hver brug ved enten helt at nedsænke modulerne i opløsningerne eller ved at cirkulere natriumhypochlorit selvom modulerne ved hjælp af en pumpe. Skyl modulerne med sterilt dH2O og derefter dechlorinate i en opløsning indeholdende 50 ml 1 M natriumthiosulfat pr liter sterilt reagenskvalitet vand i 5 minutter. Dæk filteret prøveudtagning apparat modul afsluttes med steril aluminiumsfolie.
    2. Tilføj en elektropositiv patronfilter til patronhuset modul aseptisk.
      BEMÆRK: Sørg for, at patron filter sidder korrekt i husene. Korrekt siddende filtre vil ikke lække og filteret ikke bevæge sig inden i huset, når rystet. Pakningerne på aproperly siddende filter vil have synlige fordybninger, der viser hvor filteret kontakter dem. Pakningerne skal altid kontrolleres for fordybninger umiddelbart efter filteret fjernes fra huset.
    3. Optag et entydigt prøvenummer på en prøve Data Sheet (se supplerende materiale til et eksempel) og derefter tage eller sende apparat filteret prøvetagning og prøven datablad for den person, der skal indsamle prøven felt, sammen med de nødvendige instrukser om prøve samling (f.eks prøvevolumen målestedet, etc.).

2. Forberedelse til Prøvetagning på prøveudtagningssteder

  1. Vask hænder ved ankomsten til opsamlingsstedet og don kirurgiske handsker for at minimere muligheden for forurening prøve. Må ikke indsamle prøver, hvis oplever tarm eller luftvejssymptomer. Skift handsker hyppigt, og især efter berøring vandhaner og andre emner, der kan være contamineret.
  2. Optag relevant prøve sporingsoplysninger på en prøve Data Sheet. Relevante oplysninger omfatter stedet og prøveidentifikation, prøveudtager navn, og udstyr modeller og serienumre.
  3. Tænd for vandhanen for 2-3 min for at fjerne eventuelle rester, der har bosat sig i linjen. Brug om nødvendigt en haveslange eller slange at nå et afløb under dette trin.
  4. Hvis apparatet prøveudtagning modulerne er forbundet, afbryde dem og beskytte de åbne ender af patronhuset modul med steril folie. Slut decharge modul til indtaget modul og derefter tilslutte både til vandhanen. Tilslut en haveslange på enden af ​​udledningen modulet og placer den frie ende i 1 L container polypropylen.
  5. Tænd for vandhanen og passerer mindst 75 L af vandet, der skal udtages prøver gennem apparatet.
    1. Mål og registrere kvalitetsparametre i flush periode på vand strømmer ind i polypropylen beholder-klor residual, pH, temperatur og turbiditet.
    2. Efter at slukke vandet fra hanen, afbryde udledningen modul fra indtagelsen modul, og tilslut kassettehuset modul til udløbet af indtaget modul og decharge modul til udløbet af patronen boliger modul derefter. Nulstil tæller læsning til nul.

3. Felt Prøvetagning

  1. Optag den oprindelige tæller læsning sammen med dato og tid, og derefter langsomt åbne for vandhanen.
    1. Kontroller, at patronhuset er i en opretstående stilling, og at den helt fyldes med vand. Nogle huse har en aftræk knap, som kan trykkes for at uddrive luft fra huset under påfyldningsprocessen.
    2. Åbn hanen helt. Hastigheden sættes til 10 l / min ved hjælp af bronze kloden ventil og derefter optage den oprindelige flow.
  2. Pass 300 L af overfladevand eller 1.500 til 1.800 liter grundvand gennem apparatet ved hjælp afTÆLLER aflæsninger (justeret, hvis nødvendigt). Hvis filteret træsko før den ønskede lydstyrke er nået, og mere end halvdelen af ​​volumen er blevet indsamlet, skal du bruge en anden filterhus modul til at indsamle de resterende prøve, hvis der findes en.
  3. Overhold strømningshastigheden som prøvevolumenet nærmer sig slutningen af ​​perioden prøvetagning og derefter slukke for strømmen af ​​vand ved prøven hanen. Optag den endelige strømningshastighed, dato, tidspunkt på dagen, den endelige totalizer læsning, og det samlede prøvevolumen.
  4. Afbryd filter prøveudtagning apparat fra hanen den. Afbryd patronhuset modul fra de andre moduler.
    1. Drej filterhuset (r) på hovedet og lade overskydende vand at strømme ud, indtil der ikke mere vand vil dræne fra både indløbs- og udløbsåbningerne.
    2. Drej huset oprejst og dække hurtige forbinder i hver ende med sterilt aluminiumsfolie. Placer huset i én eller flere forseglelige plastikposer.
    3. Dræn vandet fra indtag og discharge moduler. Placer moduler i ét eller flere forseglelige plastikposer.

4. Forsendelse af feltprøver

  1. Placer apparater filter prøvetagning moduler i en isoleret opbevaring og transport køligere.
  2. Tilføj frosne isposer eller dobbelt-sække isterninger til opbevaring og transport køligere at sikre, at stikprøven forbliver mellem 1-10 ° C under forsendelsen. To store eller 6-8 små isposer skulle være tilstrækkeligt.
  3. Placer en temperatur, der er anbragt i den isolerede opbevaring og transport bryst på et sted uden kontakt til isposer eller is poser.
    BEMÆRK: temperatur optageenhed er frivillig, hvis analyselaboratoriet vil bruge en visuel infrarødt termometer til måling af temperaturen af ​​patronhuset straks ved ankomsten og åbningen af ​​beholderen.
  4. Fyld ethvert hulrum med emballage og derefter placere Sample datablad, beskyttet i en genlukkelig plasticpose, på top. Luk isolerede opbevaring og transport brystet og tape det at forhindre udsivning af vand.
  5. Transport eller sende prøven til analyselaboratoriet. Sørg for, at prøven ankommer til analyselaboratoriet senest 24 timer efter starten af feltet prøvetagning (dvs. tiden registreres i trin 3.1).

Representative Results

Filter tilstopning er et stort potentielt problem, der kan opstå med Metode 1615. Tilstopning nedsætter strømningshastigheden af ​​vand gennem filteret. I nogle tilfælde kan overvindes ved at åbne slædeventil at tillade større flow. I andre tilfælde vil filteret bliver tilstoppet, før det nødvendige volumen har passeret gennem den. Tabel 1 viser procentdelen af prøver med reducerede mængder som en funktion af filtertype, vand-typen, og turbiditet. Tilstopning skete med både grundvand og overfladevand prøver, med aluminiumoxid nanofiber-baserede filter outperforme kvaternære amin-baserede filter til grundvandsprøver mens det omvendte var tilfældet for overfladevand vandprøver. Samlet set 6% af prøver indsamlet ved hjælp af den kvaternære amin-baserede filter var mangelfuld i volumen, mens 10% af prøver indsamlet med aluminiumoxid nanofiber-baserede filtre ikke opfyldte den krævede specificeret minimum volumen på grund af tilstopning. I slægterl, tilstopning øges med turbiditet, men en række forskellige komponenter bidrager til turbiditet og nogle af disse ikke fører til tilstopning. For eksempel blev 43% af alle tilstopning Handlinger i ICR undersøgelsen begrænset til to flodsystemer (data ikke vist). Under ICR minimumsmålet volumen for overfladevand var 200 L. Den gennemsnitlige mængde indsamlet i løbet af undersøgelsen var 217 ± 32 L med en median volumen på 208 L (data fra ICR Aux1 18 måneder Access-database dateret 2000/04/25) . Således kan fuld volumen opsamles fra mange vande, selv med høje turbiditeterne.

Den ICR krævede samplere til at bruge en forfilter når turbiditeterne var over 75 NTU, men selv med en forfilter, 34% af de indsamlede i farvande med turbiditeterne over 75 prøver NTU tilstoppet. Metode 1615 anbefaler brugen af ​​et forfilter med vand over 50 NTU; men siden offentliggørelsen af ​​metode 1615, flere forskellige Forfilter muligheder ud over, der er anført i den metode har værettestes. Ingen af ​​disse har resulteret i en betydelig forbedring i prøvevolumen (data ikke vist).

Figur 1
Figur 1. Standard Filter Apparatur. Standarden filter Apparatet består af indtag, filterhus, og decharge moduler (se supplerende materiale til en beskrivelse af hvert modul). Klik her for at se en større udgave af dette tal.

ext-align: center "> overfladevand hjælp 1MDS Filtre c
Total Prøver a Antal Mangelfulde prøverne B Procent Mangelfulde Prøver Turbiditet (NTU)
Grundvand hjælp NanoCeram Filtre c
113 1 1 <20
Overfladevand hjælp NanoCeram Filtre c
83 12 14 <20 d
8 4 50 20 - <50
6 5 83 ≥ 50 d
Samlet NanoCeram c
210 22 10 ≥ 0
Grundvand hjælp 1MDS Filtre c
374 75 20 <20
2693 27 1 e <20 e
505 36 7 f 20 - <50 f
122 19 16 e 50 - <75 g
175 60 34 e, f ≥ 75 e, f, g
Total 1MDS c
3869 217 6 ≥ 0

Tabel 1. Filter Kapacitet A Prøver er fra følgende undersøgelser, som volumen og turbiditet data er tilgængelige:. 1) USEPA s ICR undersøgelse (data fra ICR Aux1 18 måneder Access-database dateret 4/25/2000), 2) USEPA grundvand undersøgelse 8, 3) USEPA Lawrence og Lowell, MA undersøgelse (upublicerede data), 4) USEPA Mississippifloden undersøgelse (upublicerede data), 5) USEPA drikkevand rensningsanlæg undersøgelse (upublicerede data), 6) USEPA Method 1615 evalueringsundersøgelse 25, og 7) de første tre måneder af UCMR3 overvågning (upublicerede data) b. prøver, hvor filteret tilstoppet før den minimale mængde vand der er angivet for hver undersøgelse blev indsamlet. Det var 200 L for overfladevand og 1.500 L for grundvand, men var 200 L for kilde- vand, der var grundvand under USEPA ICR og 1893 L for USEPA grundvand undersøgelsen. C Evnen til at inddrive det fulde minimum angivne lydstyrke er signifikant forskellig for prøver indsamlet ved hjælp NanoCeram og 1MDS filtre (p = 0,002) og mellem overfladevand og grundvand både overordnet (p <0,001), og for hvert filter type (P <0,001) ved anvendelse af Mann-Whitney Rank Sum test. d & #8211 g grupper med samme hævet værdi er signifikant forskellige (P <0,05) ifølge den Kruskal-Wallis envejs variansanalyse på rangorden test og Dunns Parvis multiple sammenligningstest Procedure. For alle statistiske tests den afhængige variabel er rumfanget passeret gennem filteret som en brøkdel af den specificerede minimale volumen, men med en maksimal værdi på 1,0.

Discussion

Forskellige filtertyper til at koncentrere virus fra vandmiljøet er blevet brugt i årenes løb 26. Aktuelle metoder ansætte ultrafiltre 27, elektronegative filtre 13,28,29, glasuld filtre 23 og elektropositive filtre 30. Elektronegativ filtre blev udbredt i mange år, men et krav om tilsætning af salt og justering af vand pH-værdi i området før eller under prøveudtagningen begrænser deres anvendelighed 13. Den mest praktiske filter valg for prøvetagning felt er elektropositive filtre. Disse filtre tillader prøvetagning af store mængder vand ved høje strømningshastigheder og uden nogen konditionering af vand. Glas uld filtre er den billigste løsning, men har langsommere flow end elektropositive filtre og er ikke kommercielt tilgængelige. Ultrafiltre levere den højeste virus inddrivelser over et stort udvalg af vandkvaliteten, men det nødvendige udstyr til sampling er ikke let felt bærbare og den tid, der kræves for at indsamle prøver er meget længere 27. Metoder for nylig er blevet udviklet, at brugen forkonditioneres elektronegative filtre for at undgå behovet for tilpasning på området, men disse kan ikke anvendes til opsamling af store prøvevolumener 28,29.

EPA Method 1615 anvender elektropositive patronfiltre der opnår deres positive ladning fra enten aluminium oxid nanofibre eller kvaternære aminer. Fordelene ved den tidligere over for sidstnævnte er, at det er billigere og effektivt opsamler virus fra vand over en bredere vifte af naturlige pH-værdier 30,31; Men hver patron, samt glasuld filtre, der anvendes af Borchardt og kolleger giver tilsvarende inddrivelser af enterovirus og norovirus fra vand 23,31,32 (Cashdollar, upublicerede data). Patronfiltre anbringes i en simpel sampling apparat, der er designet til at forenkle opkrævningen af ​​prøverog reducere forurening under prøvetagningen.

Standard metoder er uvurderlig, når store forsøg udføres ved hjælp af flere analyselaboratorier. EPA Method 1615 giver standard procedurer og retningslinjer for at minimere de to store prøvetagningsrør problemer, der kan påvirke data indsamlet under disse undersøgelser-falsk positive resultater stammer fra forurening under prøvetagningen eller utilstrækkeligt desinficerede apparater komponenter samt tilstopning af filterporer af komponenterne i samples vandet.

Ligesom enteriske virus kan spredes fra person til person på grund af utilstrækkelig hygiejne, kan virus indføres i prøver fra dårligt vaskede hænder eller hænder med forurenede handsker 33. Det er vigtigt, at prøvetagere forstå de potentielle ruter af forurening og brug aseptisk teknik under prøvetagningen. Samplere bør forstå, at handsker primært anvendes til at beskytte sampler fra eksponering og ikke pBeskytter apparatet mod forurening. Hænderne skal vaskes før starten af ​​prøveudtagningen og pleje skal tages under iførelse af handsker for at forhindre hånd til handske forurening. Samplere med gastroenteritis eller luftvejssymptomer må ikke indsamle prøver, som de kunne kaste enterovirus eller norovira i høje niveauer.

For det andet skal der drages omsorg for at undgå overførsel af virus fra tidligere prøveudtagning begivenheder. For at minimere denne potentiel kilde til forurening blev prøveudtagning apparat Metode 1615 modificeret fra af ICR ved ikke at inkludere en trykregulator og trykmåler mellem indløbet og patronhuset modulet. Disse komponenter blev fjernet, fordi de tryk observeret under prøveudtagning begivenheder var altid under den maksimale boliger karakter (f.eks, 125 psi i 5-tommer patron huse), og fordi de var svære at desinficere. Sidstnævnte problem blev demonstreret ved brug af udstyr blindprøvekontrol i studies Efter ICR 6,20. I hvor høj grad det påvirkede ICR data er ukendt, men sandsynligvis små; var der kun to falske positive negative evaluering af ydeevnen prøver i løbet af undersøgelsen (data ikke vist). For yderligere at reducere muligheden for fremførsel kontaminering, er det også anbefales at indløbet modul slangen udskiftes efter hver prøveudtagning begivenhed. Det er især vigtigt at sikre tilstrækkelig desinfektion, hvis apparatet blev anvendt til en kvalitet eller ydeevne kontrol, blev podet med virus. Før udførelse desinfektion, bør måles koncentrationen af ​​frit klor for tab under opbevaring. Ud over ændringer i konfigurationen af ​​det ovenfor beskrevne apparat, er det vigtigt, at regelmæssig udstyr blanks køres at påvise, at desinfektion er effektiv. Metode 1615 mandater, udstyr blanks udføres ved hjælp af apparater, der er blevet desinficeret efter at være brugt til virus-seedede kontroller, hvilket forenklerproceduren ved at eliminere behovet for at passere et virus-podede opløsning gennem apparatet før desinfektion. Koncentrationen af ​​desinfektionsmiddel blev forøget til 0,525% hypochlorit for metode 1615, da denne koncentration er nødvendig både for at inaktivere eventuelle levedygtige vira på apparatet og at nedbryde nukleinsyrer. Derfor skal udstyr blanks analyseres ved hjælp af både cellekultur og qPCR assays.

Begge typer elektropositive filtre var omfattet af tilstopning undersøgelserne rapporteret i tabel 1. Et ukendt antal prøver med reducerede mængder kan have været på grund af stikprøvefejl, såsom en fejlfortolkning af den totalisator eller en bevidst tidlig stopper for prøveudtagning for at møde en anden deadline, især for farvande med turbiditet aflæsninger mindre end 20 NTU. Graden af ​​tilstopning afhænger både på de filter type og kvalitetsparametre. Forfiltre giver en vis grad af forbedring, men hvis det anvendes, bør behandles og analyseresadskilt fra elektropositive filter. Den nuværende indstilling for UCMR3 er, at prøven skal indsamles uden forfiltre hjælp af to aluminium oxid nanofiber-baserede filtre, hvis kan indsamles mindst halvdelen volumen bruge det første filter.

Acknowledgments

Forfatterne takker mange EPA personale, hvis bidrag overvågning foretaget under ICR og UCMR3 muligt følgende bly efterforskere fra andre EPA studier rapporteret: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, og Tim Wade; og Shannon Griffin og Michael Ware for kritisk gennemgang dette håndskrift. Forfatterne takker Indian Hill Water Works til brug for en af ​​deres pumpe huse at demonstrere prøvetagning. Selvom dette arbejde blev gennemgået af USEPA og godkendt til offentliggørelse, kan det ikke nødvendigvis afspejler officiel agentur politik. Omtale af firmanavne eller kommercielle produkter udgør ikke godkendelse eller anbefaling til brug.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1-L polypropylene bottle Nalgene 2104-0032
Aluminum foil squares Cole-Parmer 06275-40
Autoclave Steris Amsco Lab Series
Bubble wrap U.S. Plastics 50776
Closable bag Uline S-12283
Closable bag Fisher Scientific S31798C
Commercial ice packs Cole-Parmer 06345-20
Cool safe box Diversified Biotech CSF-BOX
Gauze sponge Fisher Scientific 22-415-469
Graduated cylinder Cole-Parmer 06135-90 4-L or larger
Hype Wipe Fisher Scientific 14-412-56
iButtons temperature data logger Maxim DS1921G
Insulated storage and transport chest Fisher Scientific 11-676-12
Packing tape U.S. Plastics 50083
Portable chlorine colorimeter II test kit Hach 5870062
Portable pH and temperature probe Omega PHH-830
Portable turbidity meter Omega TRB-2020-E
PTFE thread tape Cole-Parmer 08270-34 Use on all threaded connections
Pump, Centrifugal Magnetic Drive Cole-Parmer 72010-20
Reduction nipple Cole-Parmer 06349-87
Sodium hypochlorite (NaClO) Use locally available household bleach
Sodium thiosulfate (Na2S2O3) Sigma Aldrich 217247
Surgical gloves Fisher Scientific 19-058-800
Waterproof marker Fisher Scientific 22-290546
Media Composition
0.525% sodium hypochlorite (NaClO) Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.  Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.  
 
 
 
 
Name Company Catalog Number Comments
1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.  Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Katayama, H., et al. One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res. 42, (6-7), 1441-1448 (2008).
  2. La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy. Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46, (3), 266-273 (2010).
  3. Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002. Appl. Environ. Microbiol. 69, (12), 7181-7187 (1994).
  4. Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol. 156, (4), 532-540 (2005).
  5. Haramoto, E., et al. Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan. Water Sci Technol. 54, (11-12), 301-308 (2006).
  6. Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture. J Water Health. 2, (1), 37-47 (2004).
  7. Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses. Water Res. 43, (10), 2657-2668 (2009).
  8. Lieberman, R. J., et al. Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. American Water Works Association. Denver, CO. (2002).
  9. Parshionikar, S. U., et al. Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 69, (9), 5263-5268 (2003).
  10. Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl. Environ. Microbiol. 73, (24), 7853-7857 (2007).
  11. Shaw, S., Regli, S., Chen, J. Virus occurrence and health risks in drinking water. Information Collection Rule Data Analysis. Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. AWWA Research Foundation and American Water Works Association. 437-462 (2002).
  12. Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water. Appl Microbiol. 26, (4), 529-534 (1973).
  13. Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water. Appl Microbiol. 23, (5), 880-888 (1972).
  14. USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61, (94), 141 (1996).
  15. Pang, L. Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores. J Environ Qual. 38, (4), 1531-1559 (2009).
  16. Johnson, T. B., et al. Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East. Ground Water. 49, (1), Tennessee, USA. 98-110 (2011).
  17. Fout, G. S., Schaefer, F. W. 3rd, Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. ICR Microbial Laboratory Manual. Environmental Protection Agency. (1996).
  18. Fout, G. S., et al. Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. U.S. Environmental Protection Agency. 1-91 (2012).
  19. Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness. Environ Health Perspect. 120, (9), 1272-1279 (2012).
  20. Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey. Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. 1-54 (2004).
  21. Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water. Journal American Water Works Association. 83, (11), 76-84 (1991).
  22. USEPA. Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule. Federal Register. 77, (85), 26072-26101 (2012).
  23. Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74, (10), 2990-2996 (2008).
  24. Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus. J Virol Methods. 167, (1), 90-94 (2010).
  25. Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79, (1), 215-223 (2013).
  26. Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115, (1), 1-11 (2013).
  27. Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water. J Virol Methods. 176, (1-2), 38-45 (2011).
  28. Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater. Appl. Environ. Microbiol. 68, (3), 1033-1039 (2002).
  29. Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods. J Virol Methods. 160, (1-2), 206-209 (2009).
  30. Sobsey, M. D., Jones, B. L. Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 37, (3), 588-595 (1979).
  31. Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75, (8), 2393-2399 (2009).
  32. Ko, G., et al. Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water. J Water Health. 9, (1), 27-36 (2011).
  33. Liu, P., et al. Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals. Appl. Environ. Microbiol. 79, (24), 7875-7881 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics