Beoordeling van de levensvatbaarheid van menselijk vet Injectie in Naakt Muizen met Micro-Computed Tomography

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Atashroo, D. A., Paik, K. J., Chung, M. T., McArdle, A., Senarath-Yapa, K., Zielins, E. R., Tevlin, R., Duldulao, C. R., Walmsley, G. G., Wearda, T., Marecic, O., Longaker, M. T., Wan, D. C. Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography. J. Vis. Exp. (95), e52217, doi:10.3791/52217 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lipotransfer een essentieel instrument in armamentarium de chirurg voor de behandeling van stoornissen zachte weefsel van het hele lichaam. Vet is het ideale zacht weefsel vulstof is gemakkelijk beschikbaar, gemakkelijk te verkrijgen, goedkoop en inherent biocompatibel. 1 Ondanks de groeiende populariteit, wordt vet enten gehinderd door onvoorspelbare resultaten en variabele transplantaatoverleving, met gepubliceerde retentie ergens van 10 -80%. 1-3

Onderzoeken op vet enten vergemakkelijken, hebben we daarom ontwikkelde een diermodel dat maakt real-time analyse van geïnjecteerde vet retentie volume. In het kort wordt een kleine snede gemaakt in de hoofdhuid van een CD-1 naakt muis en 200-400 pl verwerkte lipoaspirate wordt op de schedel geplaatst. De hoofdhuid wordt gekozen als de ontvanger plaats vanwege de afwezigheid van natief onderhuids vet, en vanwege de uitstekende achtergrond contrast door het calvarium, die helpthet analyseproces. Micro-computertomografie (micro-CT) wordt gebruikt om het transplantaat bij basislijn en elke twee weken daarna gescand. De CT-beelden worden gereconstrueerd, en een beeldverwerkingsprogramma wordt gebruikt om transplantaat volumes kwantificeren.

Traditioneel technieken om vet transplantaat volume beoordelen noodzakelijk hebben euthanizing de studie dier om slechts een enkele beoordeling van de graft gewicht en volume te bieden door fysieke meting ex vivo. Biochemische en histologische vergelijkingen die hebben ook vereist de studie dier te worden gedood. Deze beschreven beeldvormingstechniek biedt het voordeel visualiseren en kwantificeren objectief volume op verschillende tijdstippen na de eerste enting zonder de studie dier offeren. De techniek wordt beperkt door de grootte van het implantaat kan worden geïnjecteerd als grotere enten risico huid en vet necrose. Deze methode heeft een hulpprogramma voor alle studies die vet levensvatbaarheid graft en retentie volume. Het is bijzonder goed geschikt om'S DIEng een visuele weergave van vet transplantaten en volgende volumeveranderingen tijd.

Protocol

OPMERKING: Experimentele protocollen en toestemming van de patiënt vormen voor het verkrijgen van vet werden beoordeeld en door de Stanford University Institutional Review Board (Protocol # 2188) goedgekeurd. Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Stanford administratieve Panel on Laboratory Animal Care (APLAC) onder Protocol # 9999. Alle experimenten werden uitgevoerd met een strikte naleving van de veiligheid dierlijke en humane richtlijnen zorg.

1. Vet Oogsten

  1. De Coleman procedure 17-19 verkrijgen humaan vetweefsel van de buik, flank, en / of dij gebieden van gezonde vrouwelijke patiënten die een electieve liposuctie.
  2. Om de lipoaspirate voor enting te verwerken, te beginnen doordat het vet te regelen voor 30 min.
  3. Lipoaspirate regelt typisch in drie lagen, olie bovenaan vet in het midden, en bloed onderaan. Zuig en gooi de bovenste olielaag en de onderste bloed te laag.
  4. Om verder te verwijderen eventuele resterende tumescent vloeistof of celresten, centrifugeer het vet gedurende 5 min bij 350 xg en 4 ° C, en zuig de onderste waterlaag.
  5. Bereken de hoeveelheid vet nodig voor enten, waardoor 20% leveringsfout, en breng de gewenste hoeveelheid vet 50 ml conische (s). Vermenigvuldig 400 door het aantal muizen in de studie microliter vet nodig voor enten verkrijgen.
  6. Op dit punt, als het uitvoeren van de Cel Assisted Lipotransfer 20,21, plaats volume van vet voor het enten op ijs. Dan oogst-adipose afgeleide stromale cellen (ASC) van het achtergebleven vet met de standaardtechniek beschreven door Zuk et al 22.

2. Vet enten

  1. Verkrijgen vrouwelijke, homozygote CD-1 naakt muizen voor de experimentele studie. Kies muizen tussen 8-12 weken.
  2. Anesthesie, plaats de muis te induceren in een knock-down doos met 2,5% isofluraan / zuurstof mengsel bij 2 L / min gedurende ongeveer 10 min. Houdt u er rekening mee dat de aanbevolen ISOFlurane dosis varieert met de muis stam.
  3. Wanneer de ademfrequentie van de muis is vertraagd, bevestigen voldoende sedatie met een teen knijpen. Breng veterinaire smerende oogzalf beide ogen van de muis.
  4. Als de muis niet terugdeinzen als reactie op teen knijpen, dit bevestigt een voldoende vlak van anesthesie. Plaats de neus van de muis in een neuskegel leveren van 2,5% isofluraan / zuurstof mengsel bij 1-2 l / min. Als de muis trekt uit teen knijpen, terug naar knock-down doos en hertest na 5 min.
  5. Stel steriele veld onder de muis en vervolgens steriliseren hoofdhuid met 2,5% povidon-jood, gevolgd door 70% ethanoloplossing. Herhaal dit nog twee keer.
  6. Plaats chirurgische gordijnen over de muis en wees voorzichtig om steriele veld te behouden. Steriele instrumenten, handschoenen, en PBM moet worden gebruikt op alle tijden.
  7. Als de hoeveelheid vet te worden geënt was eerder op ijs geplaatst, zodat vet om eerst aan te passen aan RT voor aflevering.
  8. Backload een 1 ml luerlockspuit met 1 mlvet.
  9. Sluit een 14 G, 8 cm lang vet enten canule aan het einde van de injectiespuit.
  10. Prime-systeem door het indrukken van de zuiger tot tussen de 200 en 400 ul van vet in de spuit. Terwijl het indrukken van de zuiger van de spuit te bevestigen dat de canule volledig is gevuld met vet door het observeren van vet de distale canule gat verlaten.
  11. Met behulp van fijne tang, til de dorsale huid in de middellijn bovenop de caudale meest aspect van de schedel. Maak een 1,5 mm snijden in de huid met behulp van fijne schaar.
  12. Plaats een 6-0 nylon hechtdraad door midden gesneden die later zal worden gebruikt om breng de wondranden tezamen na de transplantatie uitgevoerd. Niet bind de hechtdraad.
  13. Een subcutane pocket via schedel door inbrengen van de canule door de huid incisie en langs de canule heen en weer in een waaiervormig patroon over de schedel elke bindweefsel bijlagen aan de overliggende huid bevrijden.
  14. Zodra de zak is gemaakt, plaatst u de cAnnula in de middellijn van de muis direct over de schedel tot aan de punt ligt aan de rostrale-meest aspect van de zak die moet net achter een lijn getrokken tussen de ogen. (Figuur 1A)
  15. Injecteer langzaam het vet in een retrograde mode, het bevorderen van de plunjer terwijl u de canule terug. Met behulp van een tang, breng de wondranden bij elkaar en verhef hen tot geen vet te houden van lekken uit de zak.
  16. Bind de hechtdraad die eerder werd geplaatst, om ervoor te zorgen dat de eerste knoop ligt lichtjes tegen de huid. Bind drie vierkante knopen en snijd de hechtdraad met een 3 mm staart. (Figuur 1B)
  17. Bevestig met visualisatie en manuele palpatie dat de zak niet te vol is en de huid bovenop de pocket is niet gespannen. Als de zak is te vol, snijd de hechtdraad en verwijder alle vet van binnen de zak. Was de zak met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) pH 7,4 en opnieuw injecteren kleiner volume vet.
  18. Verwijder de muis uit eennesthesia en leg ze op haar rug of zij in een schone kooi op zich. Bewaak het dier voor regelmatige ademhaling, normale bewegingen, afwezigheid van bloeden, en tekenen van pijn of ongemak. Dien buprenorfine 0,1 mg / kg subcutaan elke 6 uur gedurende maximaal 48 uur indien het dier pijn.
  19. Zorg ervoor dat het dier voldoende is wakker geworden om borstligging onderhouden voordat u deze achterlaat. Plaats geen dier in een kooi met andere dieren totdat deze volledig is hersteld.
  20. Na 4 uur, ervoor te zorgen dat het dier in staat is om te eten en te drinken, bewegen en normaal te ademen en dat er geen bloeden uit de operatieve plaats. Breng het terug naar het dier zorginstelling.

3. Micro-CT

  1. Scan muizen voor baseline volume per post-operatieve dag 3, en herhaal scans bij postoperatieve Weken 2, 4, 6 en 8.
  2. Wanneer de beeldvorming van de muizen op elk tijdstip, volgen pre- en post-procedurele sedatie en verzorging van dieren richtlijnen zoals eerder beschreven in STEPs 2,2-2,4 en 2,17-2,19.
  3. Voer scans op een micro-CT-scanner met een reconstructie voxel van 100 pm of beter.
  4. Met een piek X-ray kilovoltage van 80 kVp en een anode stroom van 450 uA, beheren een rantsoen dosis van ongeveer 5 centiGy tijdens een 9 min scan om elke muis. Let op: deze waarden variëren afhankelijk van de scanprotocol.
  5. Voorafgaand aan het uitvoeren van de eerste scan, kalibreren micro-CT met een imaging fantoom dat onderscheid maakt tussen lucht, water, en bot intensiteit.
  6. Plaats vier muizen in de scanner in het ventrale positie met twee muizen aan de bovenkant en twee aan de onderzijde. Een scanning bed kan gemakkelijk worden geconstrueerd met 60 ml spuiten om de muis lichaam en 10 ml spuiten als neuskegels houden. 23
  7. Onderhouden muizen onder narcose met een 2,5% isofluraan / zuurstof mengsel bij 1-2 L per min.
  8. Bevestig afbeelding scout met dat de hele schedel van de muis, van neus tot de eerste halswervel, en vanaf de top van de schedel naar de basis van skull, zullen worden afgebeeld.

4. Micro-CT Analyse

  1. Open de gereconstrueerde beelden met een micro-CT-beeldvorming analyse software dat de oprichting van de Regio's of Interest maakt (ROI's) door het selecteren van voxels met behulp van drempels voor pixel intensiteit. Software maakt het ook mogelijk maken van 3D-oppervlakken door de interpolatie van geselecteerde voxels, en voor volume analyse.
  2. Begin met het laden van de gereconstrueerde CT-beelden in tweedimensionale (2D) coronale, axiale en sagittale uitzicht. (Figuur 2A)
  3. De axiale plak als gids, ga naar de sagittale segment dat overeenkomt met de meest linkse aspect van het vet transplantaat. Selecteer een boven- en ondergrens voor pixel intensiteit alle voxels die overeenkomt met het vet transplantaat vangt, maar sluit het omringende weefsel en bot. (Figuur 2B)
  4. Definieer een ROI in het sagittaal beeld dat overeenkomt met het vet transplantaat basis van voorafgaande pixel intensiteit drempels. Repeat, herhaal deze procedure iedere vijfde sagittale slice navigeren tot de meest rechtse aspect van het implantaat is bereikt. (Figuur 2C)
  5. Interpoleren gekozen voxels van alle 2D ROI's in een enkel, gecombineerd 3D ROI. (Figuur 2D)
  6. Neem ROI volume berekend door de software.
  7. Render de 3D isosurface naar de finale vet transplantaat volume te visualiseren. (Figuur 2E)
  8. In de daaropvolgende analyses, moet u de maximale pixelintensiteit en minimale drempelwaarden dezelfde als die gebruikt worden voor de baseline-analyse te houden.

5. Vet Harvest

  1. Na muizen zijn gescand voor de week 8 24,25 tijdstip, verdoven de muizen zoals eerder hierboven in de stappen 2,2-2,4 en 2,17-2,19 beschreven.
  2. Volgende APLAC richtlijnen, euthanaseren de muizen door het scheiden van hun wervelkolom.
  3. Plaats de muis in operatiegebied. Met behulp van tenotomie schaar, open voorzichtig de zak en ontleden thij bovenliggende huid en bindweefsel bijlagen uit het vet transplantaat.
  4. Op dit punt, kan het helpen om een ​​patch van de bovenliggende dorsale huid te snijden om te helpen bij extractie van het transplantaat. (Figuur 3A)
  5. Licht te houden tractie op het transplantaat met een tang en draai graft van links naar rechts om opeenvolgende punten van de spanning die moeten worden vrijgegeven met een schaar te visualiseren.
  6. Blijf zo dicht bij het transplantaat mogelijk bij het uitsnijden van het bindweefsel genomen met het transplantaat te beperken. (Figuur 3B)
  7. Na het uitsnijden van transplantaat, te meten massa op een getarreerde schaal die nauwkeurig tot op ten minste 0,01 gram is.
  8. Bereken het volume van het vet transplantaat met de gemeten massa en de gemiddelde dichtheid van menselijk vet (0,9 g / ml) als een succespercentage.
  9. Vergelijk berekende hoeveelheid vet graft met die verkregen met behulp van micro-CT.
  10. Vet transplantaten kunnen worden verwerkt voor histologie en verdere analyse indien nodig.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vet grafts geleidelijk kleiner in volume over de studie, resulterend in 62,2% gemiddelde overlevingstijd in week 8 (figuur 4A) 24 Na afloop van de Week 8 scan werd elk vet transplantaat geëxtraheerd uit één stuk. Een Wilcoxan rank sum test werd gebruikt om het verschil tussen volumemetingen vet transplantaten verkregen met elk micro-CT of berekend uit fysieke massa vergelijken. Er werd geen significant verschil gevonden tussen deze twee methoden (tweezijdige p-waarde = 0,9362). (Figuur 4B)

Met 5 centiGy per scan en vijf scantijd punten, ontving elke muis niet meer dan een totaal van 25 centiGy in de loop van de studie. Consistent hiermee geen van de muizen hebben getoond grove bewijs van cutane stralingsbrandwonden.

Figuur 1
Figuur 1. (A) (B) Naakt muis op voltooid vet enten met een nylon hechtdraad gebruikt om wond te brengen randen samen. De zak is gevuld, maar is niet gespannen.

Figuur 2
Figuur 2. (A) De gereconstrueerde beelden aanvankelijk weergegeven in axiale, coronale en sagittale uitzicht. (B) Gebruik van de axiale uitzicht als een gids om te navigeren naar de meest linkse aspect van het transplantaat op sagittale uitzicht. Een drempel voor pixel intensiteit instellen zodat alle voxels geselecteerd binnen het grensgebied wordt vetweefsel vertegenwoordigen, laten dan de afbakening van het vet transplantaat volume. (C) ROI's gedefinieerd op sagittaal beeld vanaf de meest linkse aspect van de graft en bleef ooity vijfde segment verplaatsen naar het andere einde van het transplantaat. (D) Alle geselecteerde voxels van 2D ROI's geïnterpoleerd tot één 3D ROI. (E) Een drie-dimensionale oppervlak is gemaakt met kubische-spline-interpolatie om de totale hoeveelheid vet transplantaat volumes visualiseren .

Figuur 3
Figuur 3. (A) Fat transplantaat vóór explantatie, met dorsale stukje huid verwijderd. (B) Fat transplantaat na explantatie.

Figuur 4
Figuur 4. (A) Micro-CT volumetrische analyse toonde geleidelijk verlies van vet transplantaat volume gedurende acht weken. (B) Final vet transplantaat volumes, zoals gemeten met micro-CT, overeen nauw volumes berekend uit de massa van geëxplanteerde vet transplantaats. De gemiddelde dichtheid van menselijk vet (0,9 g / ml) werd als een omzettingsgraad.

Tabel 1
Tabel 1. Berekende Micro-CT Volume versus werkelijk gemeten Fat Volume 24

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Tot nu toe zijn de meeste onderzoekers zich op niet-beeldvormende modaliteiten om de lange-termijn overleving van vet enten te kwantificeren, maar deze methoden vereisen het offer van de studie van dieren en de opbrengst slechts een enkele meting. 3,10-12 Onze studie vertegenwoordigt een verbeterde analysemethode die doelstelling, real-time kwantificering van vet transplantaat overleving maakt in een muismodel.

Kritische in dit proces zorgen dat voldoende immuungecompromitteerde muizen worden gebruikt voor de studie, aangezien dit voorkomt dat de transplantaatafstoting die zou optreden als muizen met een intact immuunsysteem worden gebruikt. Behoud vet integriteit is cruciaal tijdens de oogst, de verwerking en plaatsing fasen enten. In overeenstemming met de traditioneel aanvaarde normen, moet vet te enten worden verkregen door zuiging bijgestaan ​​liposuctie (SAL). Tijdens plaatsing moet vet worden geïnjecteerd met een constante stroomsnelheid niet sneller dan 0,5 ml / sec. Een 14 gauge canule voorkeur voor enting ina muis, maar grotere cannulas diameter kan zonder letsel aan het vet worden gebruikt. Kleinere canules en naalden-vooral die smaller zijn dan 16 gauge-ontmoedigd tijdens de plaatsing als ze het vet kan leiden tot afbraak als gevolg van verhoogde shear stress. Hoewel we beschrijven onze voorkeur techniek voor het verwerken hierboven combinatie van sedimentatie, centrifugeren en / of filtratie zolang de olie en bloed lagen voldoende afgescheiden van het vet voor enten gebruikt.

Vet transplantaten moeten minstens 200 ul in grootte variatie in resultaten te minimaliseren vanwege de inconsistente aard vet enten. Grotere transplantaten tot 400 gl grootte worden gebruikt, maar die deze hoeveelheid kan verminderde bloedtoevoer en buitensporige huidspanning resulteren vet en huidnecrose. Uiteindelijk zal maximale vet transplantaat grootte worden bepaald door oppervlakte en het volume van de zak. Het volume van een graft die veilig kan worden afgegeven verhogen, de pocket kan worden uitgebreid met meer uitgebreide dissectie. Dit kan echter vet plaatsen buiten de grenzen van de top van de schedel, die het contrast tussen het implantaat en omliggende weefsel minder duidelijk zal maken. Daarom zal de daaropvolgende voxel selectie moeilijker geworden.

Als eerste huidincisie klein genoeg is, kan een hechting niet nodig zolang vet blijft ingeperkt en wordt niet gezien lekt uit de zak. Als een hechting wordt geplaatst, moet ervoor worden gewaakt dat de eerste knoop te strak binden, anders huidafbraak kunnen optreden. Een niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal zoals nylon voorkeur, aangezien het beperkt de ontstekingsreactie en minder kans op infectie haven. Re-epithelisatie van de incisie ontstaat binnen 24 tot 48 uur na de operatie, en de hechting kan op dit moment verwijderd. Absorbeerbare en gevlochten hechtingen mag niet worden gebruikt. Huid moet altijd met de minste kracht die nodig worden behandeld, en de chirurg moet zorgen niet om de huid te verpletterenterwijl het steunen van wondranden.

Afhankelijk van de onderzoekers beeldanalyse software, kan de precieze relatie tussen pixel intensiteit en de dichtheid van het weefsel variëren. Onderzoekers moeten pixelintensiteit drempels voor kiezen om een ​​maximale en minimale bereik dat het meest nauwkeurig onderscheidt het vet transplantaat uit de omliggende weefsel te verkrijgen. Dezelfde maximale en minimale drempelwaarden moet worden gebruikt tijdens alle volume analyses om consistentie te behouden.

Er zijn meerdere manieren om graft volume selecteren als pixel intensiteit drempelwaarde is ingesteld. Hoewel vinden we schilderen met een penseel op de sagittale weergave beste in onze handen, andere voxel selectiemethoden maken een ROI kan worden gebruikt, zoals het tekenen met de spline gereedschap of schilderij in axiale weergave. Het verdient de voorkeur als een enkele persoon voert alle volume analyseert zo consistent mogelijk om meetfouten te beperken.

De nietinvasieve karakter van deze werkwijze en de real-time visualisatie van graft evolutie bieden aanzienlijke voordelen ten opzichte van traditionele technieken. Echter, deze techniek beperkt in zijn vermogen om de levensvatbaarheid en de gezondheid van overblijfsel grafts identificeren. Bovendien kan hij niet aantonen relatieve revascularisatie van enten. Hoewel veranderingen in uiterlijk en entdichtheid kunnen wijzen op vet necrose, infectie, cysten of vloeibaar, is het moeilijk om exact conclusies te trekken alleen uit micro-CT.

We hopen dat deze techniek zal dienen als een basis waarop toekomstige studies kunnen worden uitgevoerd om de oorzakelijke factoren in het vet transplantaat overleving en verlies beter te begrijpen. Variaties op dit thema kan de rol die cellen, groeifactoren, cytokinen, genen stam verhelderen en celoppervlak markers spelen in hét behoud vet transplantaat volume. Met deze verbeterde tool om te testen contrasterende hypothesen, we kijken uit naar een beter begrip van vet overdracht die transforms een grillige techniek voor de behandeling van tekorten zacht weefsel in een meer voorspelbare één.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Deze studie werd ondersteund door de Oak Foundation, de Hagey Laboratory for Pediatric Regeneratieve Geneeskunde, en het National Institute of Health, Subsidies NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 en NIHU01HL099776 om MTLDCW werd gesteund door de ACS Franklin H. Martin Faculty Research Fellowship, de Hagey laboratorium voor Pediatric Regenerative Medicine, en de Stanford University Child Health Research Institute Faculteit Scholar Award. Micro-CT werd uitgevoerd aan de Stanford Centrum voor Innovatie in in vivo beeldvorming.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
SAL lipoaspirate
Centrifuge Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml conical tubes BD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
Isoflurane Henry Schein, Dublin, OH
2.5% Betadine Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT
70% Ethanol solution  Gold Shield, Hayward, CA
1cc luer-lock syringe BD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge cannula Shippert Medical, Centennial, CO
Forceps Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
Tenotomy scissors Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
6-0 nylon suture Ethicon, Blue Ash, OH
Phosphate buffered saline Gibco, Carlsbad, CA
micro-CT scanner  Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Phantom  TriFoil Imaging, Northridge, CA
Imaging analysis software IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale  Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130, (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119, (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117, (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118, (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290, (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93, (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102, (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132, (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28, (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131, (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69, (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127, (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26, (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104, (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28, (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11, (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28, (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118, (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122, (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12, (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4, (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7, (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15, (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19, (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124, (1), 74-81 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics