Entwicklung eines Quantitative Rekombinase Polymerase Amplification Assay mit einem internen positiven Kontrolle

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Crannell, Z. A., Rohrman, B., Richards-Kortum, R. Development of a Quantitative Recombinase Polymerase Amplification Assay with an Internal Positive Control. J. Vis. Exp. (97), e52620, doi:10.3791/52620 (2015).

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Abstract

Introduction

Quantitative Nucleinsäureamplifikation ist eine wichtige Technik für den Nachweis von Umwelt, Lebensmittelvergiftungen und Wasser übertragenen Krankheitserregern sowie in der klinischen Diagnostik. Quantitative Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (qPCR) ist der Goldstandard für empfindliche, spezifische und quantitative Bestimmung von Nukleinsäuren, beispielsweise für HIV-1-Viruslasttest Nachweis bakterieller Erreger, und Screening auf vielen anderen Organismen 1 - 3. Während der qPCR, Primer amplifizieren pathogene DNA in Zyklen, und ein Fluoreszenzsignal erzeugt, das proportional zu der Menge der amplifizierten DNA in der Probe bei jedem Zyklus ist. Eine Probe, die eine unbekannte Konzentration von Pathogen-DNA kann unter Verwendung einer Standardkurve, die die anfängliche DNA-Konzentration von Standardproben und den Zeitpunkt, an dem das Fluoreszenzsignal einen bestimmten Schwellenwert erreicht (dh der Schwellenwert-Zyklus oder C T) bezieht quantifizieren.

4. Diese Plattformen bieten in der Regel schneller Ergebnisse und verstärken Nukleinsäuren auf einem niedrigeren, einzigen Temperatur, die mit preiswerter, einfacher Ausrüstung durchgeführt werden kann. RPA, der für Point-of-Care-Anwendungen besonders attraktiv ist, verstärkt DNA in Minuten, benötigt eine geringe Verstärkung Temperatur (37 ° C) und bleibt in der Anwesenheit von Verunreinigungen 5,6 aktiv. RPA-Assays sind für eine Vielzahl von Anwendungen entwickelt, darunter Lebensmittelanalyse, Nachweis von Krankheitserregern, Krebs Wirkstoff-Screening, und die Aufdeckung von biothreat Agenten 7-12. Jedoch wird die Verwendung von RPA zur Quantifizierung von Nukleinsäuren wurde beschränkt 13,14.

In früheren Arbeiten war es shown die quantitative Echtzeit-RPA (qRPA) möglich ist 15. Hier wird eine detailliertere Protokoll für die Verwendung von Echtzeit quantitative RPA zu unbekannten Proben mittels einer Standardkurve, eine Methode, die analog zur Quantifizierung mit qPCR Quantifizierung zur Verfügung gestellt. Dieses Protokoll beschreibt, wie ein RPA-Reaktion auf einem Thermocycler sowie wie eine interne positive Kontrolle (IPC), um das System sicher, ordnungsgemäß funktioniert Entwicklung durchzuführen, um HIV-1-DNA als Proof-of-concept erfassen. Datenerfassung unter Verwendung eines Thermocyclers oder Mikroskop und die Datenanalyse für die Konstruktion einer Standardkurve unter Verwendung von Trainingsdaten werden auch beschrieben. Schließlich wird das Verfahren zur Quantifizierung von unbekannten Proben anhand der Standardkurve mit einem benutzerdefinierten Skript demonstriert. Diese qRPA Technik ermöglicht die Quantifizierung von Proben mit unbekannter Konzentration und hat viele Vorteile gegenüber herkömmlichen Echtzeit-qPCR.

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Protocol

1. Programmieren Sie den Thermocycler für die Echtzeit-Reaktionen qRPA

  1. Erstellen Sie ein neues Protokoll in den Thermocycler Software.
    1. Legen Sie eine Vorinkubationsschritt: 39 ° C für 1 min.
    2. Hinzufügen einer zweiten Stufe: 39 ° C für 20 sec, gefolgt von einer Platte zu lesen.
    3. Schließlich legen Sie ein, dass der zweite Schritt wiederholt sich 59 mal mehr "to go".
    4. Speichern Sie das Protokoll.
  2. Erstellen Sie eine neue Platte in der "Platteneditor" Registerkarte der Software. Wählen Vertiefungen auf der Platte entsprechend den Stellen der RPA-Reaktionen (hier Verwendung Vertiefungen A1, A4-A8, B1 und B4-B8).
    HINWEIS: Es ist nicht wichtig, ob die Probe Art der Wells (zB "Standard", "NTC") festgelegt ist, wie die Datenanalyse wird mit einem benutzerdefinierten Skript getan.
    1. Für Experimente, die nur HIV-1-DNA, wählen Sie die "HEX" Fluorophor für alle Vertiefungen. Für Experimente, die HIV-1-DNA und eine interne positive Zusammenarbeitntrol, sowohl "HEX" und "FAM" Fluorophore für alle Vertiefungen. Speichern Sie die Platte.

2. Bereiten Sie sich auf HIV-1 qRPA Experimente

  1. Montieren RPA Reaktionen in einem bestimmten Vorverstärkung Arbeitsbereich enthält bezeichnet Pipetten, Pipettenspitzen, Vortexer und Mini-Zentrifuge, wie qPCR. Wie RPA kann eine einzelne Kopie der DNA um mehr als zehn Größenordnungen zu verstärken (Daten nicht gezeigt), Handhabung und Entsorgung von Röhrchen, die post-amplifizierte DNA-Produkte in einem bestimmten Nachverstärkung Bereich.
    1. Verhindern Sie den Kontakt zwischen allen Vorverstärkung Reagenzien und Post-Amplifikationsprodukte. Spray Vorverstärkung Arbeitsbereiche und Ausrüstung mit 50% Bleichmittel vor und nach allen Experimenten. Verwenden Sie ein Papiertuch abwischen überschüssiges Bleichmittel.
  2. Kauf Forward-Primer-Sequenz 5'-TGG CAG TAT TCA TTC ACA ATT TTA AAA GAA AAG G-3 'und Reverse-Primer-Sequenz 5'-CCC GAA AAT TTT TTT GAA TTG TAA TTT GTT TTT G-3 'aus kommerziellen DNA-Synthesizern. Kaufen Sie die Sondensequenz 5'TGC TAT TAT GTC TAC TAT TCT TTC CCC [SIMA / HEX] GC [THF] C [dT-BHQ1] GTA CCC CCC AAT CCC C-3 'aus kommerziellen Quellen. Speicherung aller Primer und Sonden bei 4 ° C in Aliquots mit einer Konzentration von 10 & mgr; M vor der Verwendung.
    HINWEIS: Die qRPA Assay verstärkt ein einzigartiges HIV-1-Sequenz. Aus diesem Proof-of-Concept-Test, mit dem von Sutton et al., Die die Zielsequenz 16 enthält beschriebene Plasmid pHIV-IRES eYFPΔEnvΔVifΔVpr. Für qRPA Experimenten wurde das Plasmid bei 4 ° C in Aliquots, die 1, 10, 10 2, 10 3 und 10 4 Kopien pro ul in einem Puffer, der 10 mM Tris, 0,1 mM EDTA bei pH 8,0 gelagert und 1 ng / ul humanen genomischen DNA-Träger (360.486). Dieser Träger-DNA-Konzentration ist äquivalent zu der von kommerziellen Serum DNA Extraktionskits für HIV-1-Diagnose 17 verwendet erhaltenen DNA-Konzentration. Diese HIV-1Verdünnungen wurden verwendet als Template in qRPA Reaktionen, um eine Standardkurve zu erstellen.

3. Setzen Sie eine HIV-1 qRPA Standardkurve

  1. Vor der Montage der qRPA Reaktionen, bereiten Sie die Vorverstärkung Arbeitsbereich, wie in Schritt 2.1.1 beschrieben. Legen Sie einen 96-Loch-Kühlblock in Lagerung bei 4 ° C.
  2. Bereiten Reagenzien für 12 Reaktionen:
    1. Bewegen Sie den Magnesiumacetat, die Rehydrationspuffer und 12 RPA Reaktions Pellets zur Vorverstärkung Arbeitsbereich.
    2. Auftauen Magnesiumacetat und die Rehydratation Puffer bei Raumtemperatur.
    3. Aliquot 32,5 ul Magnesiumacetat (2,5 & mgr; l pro Reaktion), um ein Mikrozentrifugenröhrchen.
    4. Bereiten Sie eine 13x Mastermix. Fügen 383,5 ul der Rehydrationspuffer (29,5 ul pro Reaktion) auf einen separaten Mikrozentrifugenröhrchen für die Master-Mix. In 41,6 ul Nuklease-freies Wasser (3,2 & mgr; l pro Reaktion), um den Master-Mix. Mischen Sie den Master-Mix.
    5. Schicken Sie das Magnesium acetate und Rehydrationspuffer zur Lagerung bei -20 ° C.
    6. Verschieben Sie die Primer- und Sondenteilmengen aus dem Kühlschrank auf die Vorverstärkung Bereich, Vermeidung übermäßiger Lichtexposition Ausbleichen minimieren.
    7. In 27,3 ul jeder der 10 uM Vorwärts- und Rückwärtsprimer (2,1 ul pro Primer pro Reaktion), um den Master-Mix.
    8. In 7,8 ul der 10 uM HEX-markierten HIV-1-DNA-Sonde (0,6 & mgr; l pro Reaktion), um den Master-Mix.
    9. Zurück Primer und Sonde zur Lagerung.
  3. Passend zu den in Abschnitt 1.2 Plattenlayout, lege 1 Enzym Pellet in jedem der äußersten linken Rohren und ein Enzym Pellet in jedem der 5 ganz rechts Rohre der 2 niedrigen 8-well PCR-Gefäßstreifen.
  4. 37,5 ul des Master-Mix Vorsichtig in jedes Röhrchen, die ein Enzym Pellets, mit einer neuen Pipettenspitze für jedes Röhrchen und leichtem Rühren die Master-Mix und Pellet mit der Spitze, bis das Pellet vollständig aufgelöst ist. Rühren Sie vorsichtig um Blase formati verhindernauf, und entfernen Sie die Spitze vorsichtig, um den Verlust des Reaktionsvolumens zu verhindern.
  5. Nachdem alle Enzympellets wurden mit dem Master-Mix rehydriert wurde, rufen Sie die 96-Loch-Kühlblock von 4 ° C Lagerung. Legen Sie die Strips PCR-Gefäße im Kaltblock, um den Master-Mix zu kühlen.
  6. Während der Master-Mix ist die Kühlung, laden Sie den Thermocycler-Software mit dem Protokoll und Platte in Abschnitt 1 beschrieben.
  7. Schneiden Sie 2 Streifen aus durchsichtigem Kunststoff Mikrosiegelkleber etwas breiter als die PCR-Röhrchen zu sein, und Abrufen 2 Flach PCR-Röhrchen Streifen Deckel.
  8. Abrufen 6 Vorlage Aliquots aus dem Speicher (enthaltend 0, 1, 10 1, 10 2, 10 3 oder 10 4 Kopien des HIV-1 Plasmid pro Mikroliter).
  9. In 10 ul jeder Vorlage, um die für diese Vorlage Konzentration bezeichnet Rohre. Verwenden Sie eine neue Pipettenspitze für jedes Röhrchen vorsichtig Rühren der Lösung mit der Spitze, um den Master-Mix und Vorlage mischen. Achten Sie darauf, die Vorlage an die richtige Stelle, um m hinzufügenATCH die in Abschnitt 1.2 Plattenlayout.
  10. Stellen Sie sicher, dass ein PCR-Röhrchen Streifen Adapter für die Mikro vorhanden ist.
  11. Verzichtet werden 2,5 ul Magnesiumacetat in jedes Röhrchen Deckel, der auf einem Rohr, das eine qRPA Reaktion gebracht wird.
  12. Sanft legen Sie die Deckel auf der Oberseite der PCR-Röhrchen, so dass sie nicht vollständig versiegelt und können entfernt werden. Das Magnesiumacetat wird den Deckel zu halten und klar sein, von oben sichtbar.
  13. Legen Sie jedes PCR-Röhrchen-Streifen mit Deckel in jeder Seite des PCR-Röhrchenhalter. Schließen Sie den Deckel des Minifuge die Magnesiumacetat aus den Deckel und in die RPA-Reaktion zu spinnen, die Einleitung des RPA-Reaktion. Zentrifugieren, bis alle Luftblasen beseitigt werden und die gesamte Flüssigkeit wird in den Boden eines jeden Rohres (ca. 10 sec) gesammelt.
  14. Schnelles Entfernen Sie die Strips PCR-Gefäße und bringt sie zum kalten Block, um die qRPA Reaktionen zu stoppen.
  15. Entfernen Sie vorsichtig den Deckel, um die Bildung von Aerosolen zu verhindern und zu versiegeln jedes PCR-Röhrchen-Streifen mit dem SchnittStücke von klaren Mikrosiegelfolie.
  16. Schnell zu Fuß zum Cycler entnommen und die beiden Strips PCR-Gefäße in den Thermocycler an den Standorten passend zur Plattenlayout (Wells A1-B8). Schließen Sie den Deckel des Thermocyclers, klicken Sie auf "Start Ausführen" wählen und einen Dateinamen für das Experiment.
    HINWEIS: Der Hersteller empfiehlt Schütteln der Probe nach 5 Minuten Inkubation, ist dieser Schritt nicht für diesen bestimmten Test notwendig und kann weggelassen werden.
  17. Nachdem der Lauf beendet ist, wählen Sie "Einstellungen", "Basiseinstellung", "No Baseline Subtraktion", um die rohen Fluoreszenzdaten anzuzeigen. Exportieren Sie die Daten in ein Tabellenkalkulationsprogramm, indem Sie "Export", "Exportieren Sie alle Datenblätter in Excel." Eine Datei mit dem Zusatz "Quantifizierung Amplification Ergebnisse" wird mit den unbeEchtZeit-Fluoreszenzdaten erstellt werden.

4. Entwickeln Sie eine interne Positivkontrolle

  1. Wählen einer DNA-Sequenz aus einer Spezies, die wahrscheinlich in der Zielprobe zu finden ist. Die Sequenz braucht länger zu sein als der Ziel Amplikon so dass die Erzeugung der Zielsequenz wird bevorzugt.
    HINWEIS: Für diesen Test Cryptosporidium parvum, einem Darm-Parasiten, wurde ausgewählt, um als Vorlage für die Erzeugung des IPC-Sequenz dienen, weil dieser Organismus ist unwahrscheinlich, dass im Blut gefunden werden und wurde im Labor aus einem anderen Projekt zur Verfügung. Um den IPC Sequenz zu erzeugen, extrahieren und zu reinigen DNA von C. parvum Oozysten wie anderswo 18 beschrieben.
  2. Kaufen Sie den zukunfts (5'-TGG CAG TAT TCA TTC ACA ATT TTA AAA GAA AAG G / ATC TAA GGA AGG CAG CAG GC-3 ') und rückwärts (5'CCC GAA AAT TTT TTT GAA TTG TAA TTT TTT GTT G / TGC TGG AGT ATT CAA GGC ATA-3 ') Primer, die aus kommerziellen Quellen. Die in diesem Test verwendeten IPC PCR-Primer sind in Figur 1 gezeigt und enthalten eine Region, die komplementär zu der IPC Vorlage D istNA (beispielsweise C. parvum, lila in Abbildung 1) und eine Region, die komplementär zu der Zielorganismus (zB HIV-1, blau in Abbildung 1).
  3. Führen PCR unter Verwendung der Primer und IPC-Matrizen-DNA.
    1. Montieren Sie 50 ul PCR-Reaktionen mit den Kit-Reagenzien Phusion High-Fidelity DNA Polymerase nach den Anweisungen des Herstellers, ohne die Polymerase. Verwenden Sie 2 ul DNA-Template und Phusion Buffer HF.
    2. Hinzufügen des Phusion Polymerase jede Reaktion nach einem Warmstart bei 98 ° C, gefolgt von 60 sec bei 98 ° C, gefolgt von 40 Zyklen von 15 sec bei 98 ° C, 30 sec bei 62 ° C und 30 sec bei 72 ° C mit einer abschließenden Extension bei 72 ° C für 5 min. Nach Temperaturwechselbeanspruchung, halten Proben bei 4 ° C.
    3. Analysieren Proben durch Gelelektrophorese auf einem 2% TAE Agarosegel und dann extrahieren und zu reinigen DNA unter Verwendung des QIAquick Gel Extraction Kit gemäß der Mikroprotokoll enthaltenendas Kit.
  4. Bildschirm des IPC Kandidaten für ihre Fähigkeit zu verstärken mit qRPA.
    1. Bereiten qRPA Reaktionen wie in Abschnitt 3 beschrieben, mit HIV-1-Primer, ein FAM-markierten Sonde spezifisch für die IPC (5'-AGG TAG TGA CAA GAA ATA ATA CAG ACA GAC [FAM] T [THF] T [dT-BHQ1 ] GGT TTT GTA ATT GGA A-3 ') und insgesamt 0, 10, 10 2, 10 3, 10 4 oder 10 5 Kopien jeder IPC Kandidaten pro Reaktion, die Prüfung aller Konzentrationen in zweifacher Ausfertigung.
    2. Wählen Sie das IPC Kandidaten, die die meisten konsequent verstärkt und hat die niedrigste Grenze-of-Erkennung.
  5. Co-Amplifikation von HIV-1 und das IPC, um die optimale Konzentration von IPC-DNA zu bestimmen.
    1. Ähnlich wie bei Abschnitt 3, kombinieren die folgenden in jeder 50 ul Reaktion: 29,5 ul Rehydrationspuffer, 2,1 ul von RPA der Vorwärts-Primer [10 uM], 2,1 ul von RPA Reverse-Primer [10 uM], 0,6 ul von HIV-1 HEX -markierten Sonde [10 uM], 10 & mgr;von HIV-1-DNA in verschiedenen Konzentrationen, 2,5 & mgr; l Magnesiumacetat und 1 Enzympellets. Anstelle der Zugabe von 3,2 & mgr; l Nuklease freiem Wasser, wie es in Schritt 3.2.4 durchgeführt, fügen 0,6 ul IPC FAM-markierten Sonde [10 uM], und 2,6 ul der IPC-DNA. Verwenden Sie die IPC Konzentration, die Grenz-of-Detektion (LOD) ist, wenn qRPA mit IPC-DNA alleine (LOD definiert als die niedrigste Konzentration, wo die Menge der Fluoreszenz-Erzeugungs größer als die durch die von den Proben mit erzeugte Fluoreszenz erzeugte geführt keine Ziel-DNA).
    2. Die Proben unter Verwendung der in Kapitel 1.1 beschriebenen Protokoll.
    3. Wenn der IPC nicht in jeder Probe zu verstärken, sollten Wiederholung des Experiments mit einem IPC-Konzentration um eine Größenordnung höher. Die optimale Konzentration von IPC-DNA für das HIV-1-Test von 10.000 Kopien / & mgr; l. Während Proben werden als gültig angesehen, wenn es entweder IPC oder HIV-1-DNA-Amplifikation, zeigt idealerweise die IPC nachweisbaren Amplifikation fürjede Reaktion.

5. Aufbau einer Standardkurve aus mehreren Experimenten

  1. Stellen Sie sicher, die Daten für jedes Experiment wurde in ein Tabellenkalkulationsprogramm exportiert worden, wie in Abschnitt 3.13 beschrieben.
  2. Offene und führen Sie das Skript "JoVE_qRPA_standard_curve.m". Alle Eingaben werden automatisch im Befehlsfenster aufgefordert werden. Nachdem das Skript gestartet wird, wird der Benutzer automatisch aufgefordert, die "Anzahl der Datendateien" bezeichnen, verwendet, um die Standardkurve zu erstellen.
  3. Im Befehlsfenster, geben Sie die Anzahl der Dateien zu verwenden, um die Standardkurve und drücken Sie die Eingabetaste zu bauen.
  4. Geben Sie im Befehlsfenster die Anzahl der Proben und die Anzahl der Wiederholungen in jeder Trainingsdatei (drücken Sie nach jedem Eintrag).
    HINWEIS: In der in Abschnitt 1.2 Plattenlayout, es gab 6 Proben mit unterschiedlichen Konzentrationen und 2 Wiederholungen jeder Probe).
  5. Geben Sie in das Befehlsfenster der niedrigste DNA verwendet, um die Standardkurve zu bauen (in log10 Kopien) und drücken Sie Enter Konzentration (für die in Abschnitt 1.2 Plattenlayout ist die niedrigste Konzentration Vorlage '1' log10 Kopien).
  6. Geben Sie in das Befehlsfenster der Konzentrationsunterschied zwischen den einzelnen Standard (in log10 Kopien) drücken Sie die Eingabetaste (für die in Abschnitt 1.2 Plattenlayout ist die Konzentration Intervall "1" log10 Kopien).
  7. Nach der Aufforderung das "Slope Schwelle" im Befehlsfenster, und drücken Sie die Eingabetaste.
  8. Im Befehlsfenster, geben Sie die "Anzahl (z) Standardabweichungen über dem Hintergrund für die positive Schwelle", und drücken Sie die Eingabetaste. Typische Werte für die z-Bereich von 1 bis 5.
  9. Bestimmen Sie, ob die Daten mit dem Thermocycler ("1") gesammelt, * .tiff Mikroskopbilder ("2") oder * .jpg Mikroskopbilder ("3"), indem Sie die Nummer "1", "2" oder "3", und pRessing eingeben.
  10. Wählen Sie, um eine neue IPC Schwelle oder einen Standardwert für den Schwellenwert, indem Sie "y" oder "n", jeweils bei der entsprechenden Aufforderung zu verwenden.
  11. Als nächstes wählen Sie jede der Tabellenkalkulationsdateien verwendet, um die Standardkurve zu erstellen.
    HINWEIS: Das Skript wird dann automatisch die HEX und FAM-Fluoreszenz-Daten importieren; bestimmen, ob jede Reaktion war gültig ist (das heißt, ob die Fluoreszenzsignale die Schwellen für den HEX oder FAM-Kanäle); Bestimmung der r 2 Koeffizienten für den exponentiell, linear und zweiter Ordnung Polynomanpassung; Handlung "log10 Kopien gegenüber dem Zyklus Schwelle" für jede Probe verwendet, um die Standardkurve zu bauen; und erstellen Sie ein Tabellenkalkulationsdatei mit wesentlichen Variablen, um die Standardkurve für Validierungsexperimente ohne dass der Benutzer zur erneuten Eingabe alle Eingangsparameter wieder aufzubauen.

6. Assay-Validierung und Quantifizierung unbekannter Proben imDie Standardkurve

  1. Verwenden Sie das Skript "JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m", um die Präzision und Genauigkeit des Assays durch Stichproben mit bekannten Konzentrationen zu schätzen oder es verwenden, um Proben mit unbekannter Konzentration zu quantifizieren.
    Hinweis: Da bisher veröffentlichten Untersuchungen zeigten, dass eine exponentielle Anpassung ergab das beste r-Quadrat-Koeffizient 18, dieses Skript verwendet eine exponentielle Anpassung für die Standardkurve. Wenn eine andere Art von Sitz gewünscht wird, kann das Skript entsprechend modifiziert werden.
    1. Offene und führen Sie das Skript "JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m". Nachdem das Skript gestartet wird, wird der Benutzer automatisch aufgefordert, alle Eingänge in das Befehlsfenster eingeben.
    2. Geben Sie "1", einen Test zu validieren Verwendung einer Standardkurve mit bekannten Probenkonzentrationen oder geben Sie "2", um unbekannte Proben zu quantifizieren.
    3. Wenn Sie gefragt werden, wählen Sie entweder eine gespeicherte Standardkurve oder ein neues bauen, indem Sie thE Informationen, die automatisch im Befehlsfenster gebeten wird (die gleichen Informationen, die für die "JoVE_qRPA_standard_curve.m" Skript von § 5 erforderlich).
    4. Geben Sie die Anzahl von Versuchen (dh Tabellenkalkulationsdateien) für die Validierung / Quantifizierung analysieren.

7. Vorbereitung der Datenerfassung mit einem Fluoreszenzmikroskop und ein beheiztes Chip

  1. Stellen Sie sicher, das Fluoreszenzmikroskop hat eine Bühne Heizung und 1-Kanal Precision hohe Stabilität Temperaturregler vorhanden.
  2. Sicherstellen, dass die Fluoreszenzmikroskop hat einen Filterwürfel zu begeistern und zu sammeln Fluoreszenz von jedem Fluorophor. Excite und sammeln Sie den FAM-Fluoreszenz während IPC DNA-Amplifikation durch eine GFP-Filter (BP 470/40 Anregung nm, Emission BP 520/50 nm) erzeugt. Excite und sammeln Sie die HEX-Fluoreszenz bei HIV-1-DNA-Amplifikation durch einen HEX-Filter (BP 530/30 Anregung nm, Emission BP 575/40 nm) erzeugt.
  3. Verwenden Sie das Mikroskop Skript-Editing-Software, um eine automatisierte Algorithmus zur Datensammlung auf dem Thermocycler repliziert erstellen.
    1. Zuerst legen Sie eine "Einstellungen" Schritt, um den Verschluss zu schließen. Als nächstes fügen Sie ein "Exposure" Schritt, um die Exposition gegenüber 60 s eingestellt. Setzen Sie einen "Snap", um die 60 Sekunden Verzögerung, die das 1 min Vorinkubationszeit implementiert auszuführen. Fügen Sie eine "Einstellung" Schritt, um die Arbeitsgruppe zu dem GFP-Filter zu ändern. Legen Sie eine andere "Belichtung" Schritt, um die Exposition gegenüber 200 msec einstellen. Alle Engagements mit dem GFP oder die HEX-Filterwürfel wird auf 200 ms eingestellt werden.
    2. Nach der "Belichtung" Schritt, fügen Sie ein "Snap" und geben Sie die Kamera mit dem das Bild aufgenommen werden. Verwenden Sie eine andere "Einstellung" Schritt, um den Verschluss und einen "Bild speichern" Schritt zu schließen, um das Bild zu einer benutzerdefinierten temporären Ordner zu speichern.
    3. Next-Schalter in die HEX-Filterwürfel mit einem anderen "Setting" Schritt und then fügen Sie ein "Exposure" auf 200 ms, eine "Snap" und "Bild speichern" Schritt.
    4. Wiederholen Sie diesen Vorgang 59 Mal mit einer anfänglichen Verzögerung von 20 Sekunden statt 60 (in der Nähe Auslöser, warten Sie 20 Sekunden, schalten Sie auf GFP-Filterwürfel, die Belichtung zu 200 msec, Snap, nahe Shutter, sparen, schalten Sie auf HEX Filterwürfel, die Belichtung einzustellen bis 200 msec, Snap).
  4. Erstelle einen Chip, qRPA Reaktionen halten wird.
    1. Für Versuche mit dem Mikroskop, verwenden Sie die Datei JoVE_qRPA_base.ai, eine 40 x 15 mm rechteckiger Basis aus einem Blatt 1/8 "dicken schwarzen Acryl Ausschnitt mit einem Laserschneider auf 100% Leistung, 10% Drehzahl.
    2. Verwenden Sie die Datei, um die Reaktion JoVE_qRPA_well.ai schneiden gut, bestehend aus einem 10 x 10 mm Platz mit einem Durchmesser von 5 mm kreisrundes Loch geschnitten aus einer Folie aus 1,5 mm klarem Acryl.
    3. Schließen Sie bis zu drei Brunnen auf einem gemeinsamen Sockel mit Sekundenkleber-Gel.
    4. Über Nacht trocknen.

8. Datenerhebung und Analysis mit einem Fluoreszenzmikroskop

  1. Bereiten Sie das Mikroskop für die Datenerhebung durch das Laden der automatischen Datenerfassung Skript JoVE_AxioVision_Script.ziscript.
    1. Die Bühne Heizung auf 48 ° C vorgeheizt und die Reaktion Chip auf der Bühne Heizung für ca. 20 min. Einer Temperatureinstellung von 48 ° C behält eine Temperatur von 39 ° C in den Reaktionsbehälter (Daten nicht gezeigt).
    2. Verwendung eines 10X 0,45 NA-Objektiv, sich auf der Oberseite der Innenkante der Reaktionsbehälter mit dem GFP-Filter vorhanden. Die Kanten der Acryl werden nach dem Laserschneiden autofluoreszierenden und kann leicht visualisiert werden. Nach der Fokussierung, die Höhe des Mikroskoptisch nicht einstellen, bis alle Daten gesammelt werden.
  2. Montieren Sie den qRPA Mastermix in einem bestimmten Vorverstärkung Arbeitsbereich, wie in Schritt 4.5.1 beschrieben. Für jede Probe, mischen Sie ein Enzym Pellet, Master-Mix, und HIV-1-DNA-Matrize in einem Mikrozentrifugenröhrchen. Hinzufügen 2,5 ul Magnesiumacetat zur ersten reaction und kurz vortexen.
  3. Transportieren Sie schnell das Reaktionsgefäß die qRPA Probe auf dem Fluoreszenzmikroskop enthält.
    1. 30 ul der RPA-Reaktion in die Reaktions vorsichtig pipettieren gut, ohne Blasen. Geben Sie einen Tropfen PCR-Grade-Mineralöl über das RPA-Reaktion um Verdunstung zu verhindern.
    2. Positionieren Sie das auch direkt unter dem Mikroskop-Objektiv, wobei darauf zu Bild nur das Zentrum der gut, keine der auto-fluoreszierende Acrylkanten. Nachdem das gut positioniert ist, führen Sie die automatische Skript 7. ein JPEG-Bild Das Skript generiert mit dem FAM Filterwürfel und ein JPEG-Bild mit dem HEX-Filterwürfel alle 20 sec.
  4. Nachdem das Skript abgeschlossen ist, übertragen diese Bilder aus dem temporären Ordner, bevor Sie weitere Proben.
    1. Erstellen 2 Ordner: 1 für jedes Fluorophor (dh "HEX" und "FAM"). Bewahren Sie beide Ordner in der gleichen übergeordneten Ordner. In jedem FluorophorOrdner, erstellen Sie einen Ordner mit der Anzahl der DNA-Kopien in der Probe (beispielsweise 0, 10, etc.) vorhanden gekennzeichnet.
    2. Übertragen Sie alle Dateien mit der Vorsilbe "HEX" in den entsprechenden Unterordner im "HEX" Ordner. Übertragen Sie alle Dateien mit der Vorsilbe "GFP" in den entsprechenden Unterordner im 'FAM' Ordner.
  5. Wiederholen Abschnitte 8.2-8.4 für qRPA Reaktionen mit 0, 10, 10 2, 10 3, 10 4 und 10 5 HIV-1-DNA-Kopien.
  6. Nach dem Sammeln der Daten für alle qRPA Proben in einem Experiment, laden Sie das Skript "JoVE_real_time_intensity_to_excel.m". Wenn durch das Skript dazu aufgefordert werden, wählen Sie den übergeordneten Ordner der 2 Fluorophor Ordner, die wiederum die Bilder für jede Konzentration in Unterordner enthalten enthalten.
    HINWEIS: Das Skript wird eine Tabellenkalkulationsdatei in das übergeordnete Verzeichnis, in dem die HEX Fluoreszenzdaten werden in einem Blatt nam gerettet werden automatisched "HEX" und die FAM-Fluoreszenz Daten werden in einem Blatt mit dem Namen 'FAM' gespeichert werden. In jedem Blatt, wird die Zyklusnummer aufgeführt in Spalte B, und die Echtzeit-Fluoreszenz-Daten für steigende Konzentrationen an Templat in Spalten C, D, usw. angegeben. Jede Echtzeit-Fluoreszenz-Bezugspunkt ist der durchschnittliche Fluoreszenzintensität des zu diesem Zeitpunkt aufgenommene Bild.
  7. Verwenden Sie den Standardstreudiagramm-Funktion in das Tabellenkalkulationsprogramm, um die Zellen B2 Grundstück: H61 des "HEX" und "FAM" Blätter, um Echtzeit-Fluoreszenz sichtbar zu machen und erzeugen ähnlich wie in den 2A, 2B, 3A und 3B Diagramme.
    HINWEIS: Die in Schritt 8.6 erzeugt Tabellenkalkulation kann auch in den Skripten "JoVE_qRPA_standard_curve.m" und "JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m" verwendet werden.

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Representative Results

Vor der Auswahl einer Sequenz, die als IPC in qRPA Experimente mit Ziel dienen (HIV-1) DNA, interne positive Kontrolle (IPC) Kandidaten erzeugt werden und für ihre Fähigkeit, in qRPA Reaktionen verstärken, ohne HIV-1-DNA vorhanden abgeschirmt. IPC-Kandidaten sind länger als das Ziel (HIV-1) DNA nach IPC Bildung von heraus konkurrierenden HIV-1 Amplikon Bildung zu verhindern. Wie in 2A, die Erzeugung von zwei C. gezeigten parvum IPC Kandidaten wurde durch die Anwesenheit von 415 und 435 bp Bands mittels Gelelektrophorese überprüft. In qRPA Reaktionen zeigte der kürzeren IPC Kandidaten kleine Verstärkung (2B), während der längere Kandidaten konsistent verstärkt, wenn insgesamt 10 4 und 10 5 Kopien vorhanden (Abbildung 2C) waren. Somit wurde die längere Kandidaten ausgewählt, um die IPC für HIV-1 qRPA Versuche.

Echtzeit-qRPA kann mit dem Ziel von Interesse allein oder mit durchgeführt werdensowohl das Ziel und die IPC. 3 zeigt ein Experiment zum Thermocycler unter Verwendung von sowohl HIV-1-DNA und der C. parvum IPC. In diesem Experiment wurden 2,6 × 10 4 Kopien der IPC-DNA zu jeder Reaktion eine Konzentration nahe der IPC Nachweisgrenze aufgenommen zu vermeiden, die die Nachweisgrenze von HIV-1-Ziel-DNA. Wie in 3A, die HEX Fluoreszenzdaten entsprechend Echtzeit-HIV-1-DNA-Erzeugung zeigt gezeigt, ist die Zeit, zu der nachweisbaren Amplifikation beginnt umgekehrt proportional zu dem anfänglichen Zielkonzentration. Somit ist ersichtlich Amplifikation zuvor für hohe Konzentrationen von HIV-1 DNA und später für niedrige Konzentrationen von HIV-1-DNA. Demgegenüber nachweisbaren Amplifikation IPC DNA beginnt bei ungefähr derselben Zeit, da das Ausgangs IPC Konzentration ist die gleiche in allen Proben, wie in 3B, die FAM Fluoreszenzdaten entsprechend IPC DNA Erzeugung während t zeigt gezeigtener gleiche Experiment. Die Geschwindigkeit der Fluoreszenzerzeugung von dem IPC ist umgekehrt proportional zur Konzentration von HIV-1-DNA aufgrund der Konkurrenz während der Amplifikation.

Mit dem Ziel, die Entwicklung einer Feldoperablen Fluoreszenz-Reader mit qRPA Reaktionen kann qRPA Experimente an einer aufrechten Fluoreszenzmikroskop mit einer Bühne Heizung und 1-Kanal Precision hohe Stabilität Temperaturregler durchgeführt werden. 4A und 4B Display HEX und FAM Fluoreszenzdaten gesammelt auf einem Mikroskop. Am Mikroskop mit lasergeschnittenen Chips gesammelten Daten zeigen, leichte Schwankungen der Grundlinie Fluoreszenz und Bergen und Tälern, die durch Photobleaching sein können. Bestimmt jedoch das Skript die Schwellenwert-Zyklus unter Verwendung der Änderungsgeschwindigkeit der Fluoreszenz während der Anfangsverstärkungsperiode, die unberührt von den Fluoreszenzbasis oder Variabilität der Fluoreszenz nach der anfänglichen Amplifikation stattgefunden hat. Wie in Fi gesehenAbbildung 4C, die Standardkurve aus diesem Experiment gebaut hat einen r 2 Koeffizienten von 0,990. Bemerkenswerterweise wird die IPC nur für geringe Konzentrationen von HIV-1-DNA amplifiziert. Obwohl dieses Verhalten von Experimenten auf dem Thermocycler durchgeführt unterscheidet sich, alle Proben werden immer noch als gültig mit dieser Methode eingestuft.

Daten von mehreren Versuchen mit bekannten Zielkonzentrationen können kompiliert, um eine Standardkurve, die dann verwendet werden kann, um die Testleistung zu beurteilen oder zu quantifizieren Proben mit unbekannter Konzentration werden zu konstruieren. 5 zeigt die Daten aus fünf Versuchen und einer exponentiellen Standardkurve, die unter Verwendung des Skripts "JoVE_qRPA_standard_curve.m" bestehen, die der anfänglichen HIV-1-Zielkonzentration auf den Zeitpunkt, zu dem nachweisbaren Amplifikation begann. 5 verwendet 5 getrennten Experimenten, die jeweils 2 qRPA Reaktionen zu jedem Templatekonzentration um eine Standardkurve zu erstellen. Beachten Sie, dass die exponentiellePassform hat einen hohen r 2 Koeffizienten von 0,959. Die Standardkurve wurde dann verwendet, um die Konzentrationen von zusätzlichen Proben mit bekannten Konzentrationen für Testvalidierung wird vorher mit dem Script "JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m" script. Tabelle 1 zeigt die Quantifizierungsergebnisse für 5 weitere Experimente unter Verwendung der Standardkurve in Fig. 5 zu beachten, dass die Algorithmus korrekt klassifiziert alle Proben, die HIV-1-DNA als positiv und 9 von 10 der nicht-Ziel-Kontrollproben als negativ. Darüber hinaus war die durchschnittliche vorhergesagte Konzentration innerhalb einer Größenordnung mit der richtigen Konzentration und der Standardabweichung für die vorhergesagten Konzentrationen sind weniger als 0,5 log10 (Kopien pro Reaktion).

Figur 1
Abb. 1: Blockschaltbild des RPA quantitative DNA-Targets Die QRPEin Assay verstärkt zwei DNA-Sequenzen mit identischen Sequenzen flankiert, zu dem Primer binden ("RPA vorwärts" und "rückwärts RPA"). Die amplifizierten Sequenzen sind 1) eine Sequenz innerhalb der HIV-1-Genoms ("HIV-1"), die mit der "HIV-1-Sonde" und 2) eine interne positive Kontrollsequenz ("IPC (C. parvum)") ermittelt wird in jeder Reaktion, die mit der festgestellt wird eingeschlossen "IPC-Sonde". Der IPC wurde mittels PCR unter Verwendung des Cryptosporidium parvum Genoms als Matrize und Primer ("PCR vorwärts" und "rückwärts PCR"), die eine Region, die komplementär zu C. enthalten erzeugten parvum (violett) und eine Region komplementär zu HIV-1 (blau). Abbildung ursprünglich in Analytical Chemistry 2014 veröffentlicht wurde, hier mit Genehmigung 9 abgedruckt.

Abbildung 2
Abbildung 2: (A) zwei IPC-Kandidaten ("forward" und "Vorwärts Long ') und eine bekannte PCR positive Steuersequenz wurden mittels PCR erzeugt und auf einem Agarose-Gel, in dem 415 bp und 435 bp Banden sichtbar waren sichtbar . (B) Die kurze IPC Kandidaten zeigten wenig Verstärkung während der Echtzeit-RPA, während (C) je länger IPC Kandidaten konsequent verstärkt, wenn insgesamt 10 4 und 10 5 Exemplare vorhanden waren. Abbildung ursprünglich in Analytical Chemistry 2014, hier mit Genehmigung abgedruckt 9 veröffentlicht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Figur 3
Abbildung 3: Typische rohen Fluoreszenzdaten während der Co-Verstärker erzeugtlification von HIV-1 DNA und IPC auf einem Thermocycler. (A) für HIV-1, dem Beginn der Amplifikation detektierbaren, durch eine scheinbare Zunahme HEX Fluoreszenz gezeigt, erfolgt früher für hohe Konzentrationen von HIV-1-DNA. (B) Für die IPC, dem Auftreten von nachweisbaren Amplifikation durch eine scheinbare Zunahme der FAM-Fluoreszenz gezeigt, tritt bei ungefähr der gleichen Zeit, unabhängig von der HIV-1-DNA-Konzentration. Jedoch ist die Rate des FAM Fluoreszenzerzeugung umgekehrt proportional zu der Menge an HIV-1-DNA vorhanden aufgrund der Konkurrenz. Abbildung ursprünglich in Analytical Chemistry 2014 veröffentlicht wurde, hier mit Genehmigung 9 abgedruckt.

4
Abbildung 4: Typische rohen Fluoreszenzdaten bei einer Co-Amplifikation von HIV-1 DNA und IPC auf einem Mikroskop erzeugten (A) ähnliche, um Daten auf t erzeugt.er Thermocycler, der Beginn der nachweisbaren HIV-1-Verstärkung, mit einer scheinbaren Erhöhung der HEX-Fluoreszenz gezeigt, erfolgt früher für hohe Konzentrationen von HIV-1-DNA. (B) IPC Verstärkung am Mikroskop, von FAM-Fluoreszenz gezeigt, ist offensichtlich für niedrige HIV-1-DNA-Konzentrationen, aber nicht immer offensichtlich in Proben mit hohem HIV-1-DNA-Konzentrationen. (C) Eine Standardkurve kann mit den JoVE_standard_curve.m Skripte, die eine hohe r 2 Koeffizienten ergibt gebaut werden.

Abbildung 5
Fig. 5: Typische Standardkurve für HIV-1 Unter Verwendung des JoVE_standard_curve.m Skript während HIV-1-Amplifikation erzeugt rohe HEX Fluoreszenzdaten werden verarbeitet, um eine Standardkurve, die verwendet werden, um die HIV-1-DNA-Konzentration der unbekannten vorherzusagen sein kann bauen Proben. Diese Standardkurve (z = 1) wurde unter Verwendung von Daten aus 5 experim erzeugtEltern, in dem 6-Konzentrationen wurden mit 2 Wiederholungen für jede Konzentration getestet. Alle Konzentrationen sind in log10 Kopien gegeben. Abbildung ursprünglich in Analytical Chemistry 2014 veröffentlicht wurde, hier mit Genehmigung 9 abgedruckt.

Figur 6
Fig. 6: Algorithm Abstimmbarkeit Anpassen der Parameter des Algorithmus ändert die Standardkurve verwendet, um die Konzentration von unbekannten Proben vorherzusagen. Die JoVE_validation_and_quantification.m Skript wurde verwendet, um die Konzentration unbekannter Proben mit z = 1 (rot) und z = 5 (blau) vorherzusagen. Alle Konzentrationen sind in log10 Kopien gegeben. Prognosen sind genauer zu niedrigen DNA-Konzentrationen, wenn z = 1; Prognosen sind genauer zu hohen DNA-Konzentrationen, wenn z = 5. Durch Anpassen der Algorithmus-Parameter kann die qRPA Standardkurve nach klinischen Bedürfnisse abgestimmt werden. Abbildungursprünglich in Analytical Chemistry 2014 veröffentlicht wurde, hier mit Genehmigung 9 abgedruckt.

Probenkonzentration Durchschnittliche Vorhergesagte Konzentration Standardabweichung Prozent der Proben als positiv identifiziert
Keine Zielkontrollen 0.1 0.3 10%
1 0.9 0.1 100%
2 2.2 0,5 100%
3 3 0.1 100%
4 3.7 0.1 100%
5 4.2 0.2 100%

Tabelle 1: HIV-1 qRPA Assay-Validierung Mit der standa.RD-Kurve in Figur 4 wurde die JoVE_validation_and_quantification.m Skript verwendet, um die Konzentrationen (in log 10 Kopien) von Proben für 5 zusätzliche Experimente vorherzusagen. Tabelle ursprünglich in Analytical Chemistry 2014 veröffentlicht wurde, hier mit Genehmigung 9 abgedruckt.

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Discussion

Um aussagekräftige Quantifizierung Daten mit Hilfe des MATLAB-Algorithmus zu erhalten, muss der Benutzer bei der Aufforderung entsprechenden Eingabewerte auswählen. Nach Beginn jedes Skript in den Abschnitten 5 und 6 werden alle Eingangsgrößen automatisch im Befehlsfenster erbeten und Ausgänge werden automatisch generiert. In Abschnitt 5.7 wird der Benutzer aufgefordert, einen Schwellenwert für die Steigung zu wählen. Der Wert der Steigung Schwelle wirkt das Quadrat des Korrelationskoeffizient (r 2) des Passform. Bei der Verwendung von rohen Fluoreszenzdaten von einem Thermocycler exportiert, Werte zwischen 2,0 und 5,0 sind in der Regel einen hohen r 2 Koeffizienten ergeben. In Abschnitt 5.8 muss der Benutzer die Anzahl der Standardabweichungen über dem Hintergrund zu benennen, um die positive Schwelle. Um eine Probe als positiv oder negativ punkten, das Skript die Differenz Δ Probe zwischen der maximalen und minimalen Fluoreszenz für jede Probe mit den rohen Fluoreszenzdaten vom therma exportiert bestimmt automatischl Cycler. Es berechnet die durchschnittliche Differenz Δ Hintergrund und Standardabweichung σ Hintergrund für alle nicht-Zielkontrollproben. Eine Probe gilt als positiv, wenn Δ Probe mehr als z × σ Hintergrund oben Δ Hintergrund. In Abschnitt 5.10 entscheidet der Benutzer, ob die Standardschwelle verwenden oder einen neuen Grenzwert. Wenn der Benutzer eine neue Schwelle wünscht, bestimmen die neuen Schwellenwert experimentell durch Ausführen 3 Versuche mit jeweils 12 RPA Reaktionen ohne HIV-1-DNA vorhanden. Stellen Sie die Schwelle, bei der durchschnittlichen Erhöhung der Fluoreszenzintensität aus diesen Experimenten plus 3 Standardabweichungen. Nach § 6, das Skript JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m automatisch wieder den geschätzten DNA-Konzentration für jeden qRPA Reaktion (in log10 Kopien). Wenn das Skript bestimmt, dass keine HIV-1-DNA in der Probe vorhanden war, wird die geschätzte Konzentration entweder als "Ne aufgeführtengative für HIV "oder" Invalid ", je nachdem, ob das Fluoreszenzsignal für das interne positive Kontrolle die Schwelle (z × σ Hintergrund + Δ Hintergrund). Wenn der Benutzer die Validierung der Standardkurve mit bekannten Probenkonzentrationen wird das Skript außerdem eine zusätzliche Tabelle ähnlich der Tabelle 1 zurückzukehren.

Um ein Echtzeit-RPA-Assay, der genaue Quantifizierung bietet entwickeln, ist experimentell Konsistenz von entscheidender Bedeutung. Verwenden Sie zum Beispiel die gleichen Primer und Sonde Aliquots sowohl für die Standardkurve und Validierungsexperimente. Auch vermeiden Gefrier-Auftau-Zyklen, indem die Primer und Sonde Aliquots bei 4 ° C zwischen den Experimenten eher als -20 ° C. Die Vorlagen Aliquots für die Standardkurve und Validierungsexperimente verwendet werden, in der gleichen Weise gelagert. RPA Enzymgranulat und Reagenzien aus der gleichen Charge werden nach den Empfehlungen des Herstellers verwendet. Schließlich becabenutzen RPA fehlt true 'Zyklen' genau zu steuern die Rate der Verstärkung, ist die Standardisierung der Benutzerschritte zwingend erforderlich. Bei der Montage von Reaktionen, muss der Benutzer immer die gleichen Schritte in der gleichen Reihenfolge, die Ausgaben in etwa die gleiche Menge an Zeit auf jedem Schritt. Reaktionen stets leicht mit einer neuen Pipettenspitze vermischt werden, und Blasen immer beseitigt werden. Vor der Verstärkung muss Reaktionen bei konstanter Temperatur gehalten werden, und der Thermocycler oder Mikroskop-Software muss immer vor dem Laden Reaktionen auf jede Verstärkung bei suboptimalen Temperaturen Quantifizierung beeinflussen könnten, zu vermeiden, hergestellt werden. Jede Änderung in der Anfangsreaktionsbedingungen können zu Inkonsistenzen in der experimentellen Ergebnissen führen.

Bei der Verwendung eines Mikroskops, Daten zu sammeln, müssen zusätzliche Variablen gesteuert werden, um Schwankungen in der Fluoreszenzintensität zu minimieren. Alle Reaktionen sind in der gleichen Region auf der Bühne wärmeren platziert werden, und die microscope müssen auf dem gleichen Bereich der Wanne für jede Probe fokussiert werden. Auch wenn diese Praktiken berücksichtigt werden, kann Fluoreszenzdaten auf einem Mikroskop gesammelt Variabilität aufgrund der örtlichen Lichtblicke, die natürlich während der RPA Reaktionen, Blasenbildung in den Reaktionskammern oder Bleichen von wiederholter Exposition gegenüber Anregungslicht resultierende bilden aufweisen. Der Einfluß dieser Variablen ist offensichtlich in der Fluoreszenzdaten auf dem Mikroskop (4A und 4B) gesammelt, die Nullinienschwankung, Spitzen und Mulden zu demonstrieren. Diese Merkmale fehlen bei der Fluoreszenzdaten auf dem Thermocycler (3A und 3B) gesammelt. Letztlich ist die Datenerhebung unter dem Mikroskop auf Proof-of-Prinzip nur Zwecken und die endgültige Test wird auf einem Feld operablen Fluoreszenz-Reader mit präziser Geometrie und Software-Steuerung, die diese Variablen minimiert umgesetzt werden.

Ein weiterer wichtigerAspekt der qRPA Assay-Entwicklungsprozess ist die Konsistenz in der Datenverarbeitung. Das in dem Abschnitt Verfahren beschrieben, Protokoll verwendet Skripte rohen Fluoreszenzdaten (in einer Tabelle gespeichert wird) aus einem Thermocycler oder Mikroskop gesammelt verarbeiten. Alle Experimente verwendet, um die Standardkurve zu erstellen müssen identisch formatiert. Bei Verwendung eines Thermocyclers, Daten zu sammeln, muss dieselbe Plattenlayout verwendet werden, und die Daten aus Brunnen, die RPA Reaktionen nicht enthalten darf nicht exportiert werden. Bei der Verwendung eines Mikroskops, um Daten zu sammeln, muss das Format der Daten, die das Format der Daten automatisch aus dem Thermocycler ausgeführt übereinstimmen. C61 und Daten zur Erhöhung Matrizenkonzentrationen müssen Zellen D2: D61, E2: Zum Beispiel müssen die nicht-target-Steuerdaten in den Zellen C2 sein E61 usw. Wenn es mehrere Wiederholungen jeder Konzentration in einem Experiment, der 2. replizieren Verdünnungsreihe muss von links nach rechts ab, ohne Zielsteuerung (NTC), um höchste Konzentration bestellt werden undin den Spalten unmittelbar rechts des 1. gespeichert replizieren Verdünnungsreihe. Zum Beispiel wird in dem Plattenlayout in Abschnitt 1.2 mit 2 verwendet Wiederholungen für jede Probe, Fluoreszenzdaten für die 1. Wiederholung jeder Probe in der Verdünnungsreihe ist in den Zellen C2 gespeichert werden: H61 und Fluoreszenzdaten für die 2. Wiederholung jeder Probe in Die Verdünnungsreihe muss in Zellen I2 gespeichert werden: N61. Für die Plattenbelegung in Abschnitt 1.2 verwendet, ist dies die Standardformatierung beim Exportieren von Daten aus dem Thermocycler-Software in eine Tabellenkalkulation.

Von HIV-1 qRPA Experimente lieferten repräsentativen Daten zeigen proof-of-concept-Unterstützung, die RPA kann zur Quantifizierung von Nukleinsäurekonzentration in unbekannten Proben verwendet werden. Klinisch nützlichen HIV-1-Virusbelastungstests haben eine klinische Bereich von mindestens 4 Grßenordnungen, eine Genauigkeit von 0,5 log10 Kopien und ein Limit-of-Nachweis von mindestens 200 Kopien 19,20. Die beschriebene HIV-1-DNA-Test erfüllt diese criteria und ist am genauesten in niedrigen Konzentrationen, wie in Tabelle 1 gezeigt ist. Daher ist bei der Aufnahme von einer reversen Transkriptase Schritt, legen diese Ergebnisse nahe, dass ein HIV-1-RT-RPA Assay kann das Potenzial für HIV-1-Viruslast in messen klinischen Proben. Bei der Entwicklung eines qRPA Assay Anpassung der Algorithmus-Parameter kann Abstimmung der Empfindlichkeit und linearen dynamischen Bereich, je nach klinischen Anforderungen. Abbildung 6 zeigt, dass die Anpassung z (ein Parameter, der die Schwelle für positive Proben bestimmt) kann die Empfindlichkeit und Genauigkeit bei niedrigen und hohen Einfluss Zielkonzentrationen. Ferner kann es möglich sein, die Auflösung und die Genauigkeit der Quantifizierung durch Inkubieren Reaktionen bei einer niedrigeren Temperatur oder unter Verwendung von weniger Magnesiumacetat, wodurch die Rate der Amplifikation abnimmt erhöhen.

Dieser Beweis des Konzeptes qRPA Test kann verwendet werden, um die Konzentration von Proben, die HIV-1-DNA zu quantifizieren. Die in dieser ma beschrieben qRPA Assaynuscript enthält detaillierte Anweisungen, wie Echtzeit-RPA Reaktionen montieren, zu entwickeln und zu screenen eine IPC und verarbeiten rohen Fluoreszenzdaten um eine Standardkurve, die verwendet werden können, um Quantifizierung unbekannter Proben zu bauen. Durch die enthaltenen detaillierten Anweisungen, kann dieses Protokoll angepasst ist, um DNA-Konzentration in einer Vielzahl von Proben zu quantifizieren.

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Acknowledgements

Diese Forschung wurde unterstützt durch einen Zuschuss von der Bill & Melinda Gates-Stiftung durch die Grand Challenges in Global Health Initiative finanziert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
qRPA Assay
HIV-1 forward primer Integrated DNA Technologies custom DNA oligos 5’-TGG CAG TAT TCA TTC ACA ATT TTA AAA GAA AAG G-3’ 
HIV-1 reverse primer Integrated DNA Technologies custom DNA oligos 5’-CCC GAA AAT TTT GAA TTT TTG TAA TTT GTT TTT G-3’ 
HIV-1 probe BioSearch Technologies  custom DNA oligos 5’- TGC TAT TAT GTC TAC TAT TCT TTC CCC [SIMA/HEX] GC [THF] C [dT-BHQ1] GTA CCC CCC AAT CCC C -3’ 
IPC probe BioSearch Technologies  custom DNA oligos 5’-AGG TAG TGA CAA GAA ATA ACA ATA CAG GAC [FAM] T [THF] T [dT-BHQ1] GGT TTT GTA ATT GGA A -3’
RPA exo reagents (pellets, rehydration buffer, magnesium acetate TwistDx TwistAmp exo
PCR tube strips BioRad TLS0801
PCR flat cap tube strips BioRad TCS0803
Micro-seal adhesive BioRad 558/MJ 
HIV-1 target (pHIV-IRES- eYFPΔEnvΔVifΔVpr) custom plasmid, see: Segall, H. I., Yoo, E. & Sutton, R. E. Characterization and detection of artificial replication-competent lentivirus of altered host range. Molecular Therapy 8, 118–129, doi:10.1016/S1525-0016(03)00134-5 (2003).
Human male genomic DNA Applied Biosystems 360486
96 well cold-block Cole Parmer EW-36700-48
Thermal cycler BioRad CFX96
MiniFuge VWR 93000-196
Vortex VWR 58816-121
Tris buffer 1.0 M, pH 8.0 EMD Millipore 648314
EDTA 0.5 M, pH 8.0 Promega V4321
Nuclease free water Ambion AM9937
IPC Development
Cryptosporidium parvum IPC template Waterborne Inc P102C It is also possible to order a double stranded synthetic target from IDT if the user is unequipped to work with C. parvum (a BSL-2 infectious agent). PCR and RPA primers for C. parvum were designed using GenBank accession number AF115377.1
PCR long forward primer Integrated DNA Technologies custom DNA oligos 5’-TGG CAG TAT TCA TTC ACA ATT TTA AAA GAA AAG G/ ATC TAA GGA AGG CAG CAG GC-3’
PCR long reverse primer Integrated DNA Technologies custom DNA oligos 5’- CCC GAA AAT TTT GAA TTT TTG TAA TTT GTT TTT G/ TGC TGG AGT ATT CAA GGC ATA -3’
Phusion High-Fidelty DNA Polymerase New England Biolabs M0530S
Qiaquick Gel Extraction Kit Qiagen 28704
TAE 10X buffer EMD Millipore 574797
Agarose Sigma Aldrich A9539
Microscope Experiments
Upright fluorescence microscope Zeiss Zeiss Imager.J1
Stage heater Bioscience Tools TC-GSH
1-Channel Precision High Stability Temperature Controller Bioscience Tools TC-1100S
FAM/GFP filter cube Zeiss filter set 38 (000000-1031-346) excitation BP 470/40 nm, emission BP 520/50 nm
HEX filter cube Chroma 49014 excitation BP 530/30 nm, emission BP 575/40 nm
Laser cutter Engraver's Network VLS3.60
1/8" black acrylic McMaster Carr 8505K113
1.5 mm clear acrylic McMaster Carr PD-72268940 
Super glue Office Depot Duro super glue 
PCR grade mineral oil Sigma Aldrich M8662-5VL
Data Analysis
Microsoft Excel Microsoft
MATLAB MATLAB
MATLAB script: "JoVE_qRPA_standard_curve.m” Included in SI
MATLAB script: "JoVE_qRPA_validation_and_quantification.m” Included in SI
MATLAB script: "JoVE_real_time_intensity_to_excel.m” Included in SI
Adobe Illustrator Adobe
JoVE_qRPA_well.ai Included in SI
JoVE_qRPA_base.ai Included in SI
AxioVision software Zeiss
JoVE_AxioVision_Script.ziscript Included in SI

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References

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