Caratterizzazione metabolica di Polarized M1 e M2 macrofagi derivate dal midollo osseo Utilizzando analisi in tempo reale extracellulare Flux

Immunology and Infection
 

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Van den Bossche, J., Baardman, J., de Winther, M. P. Metabolic Characterization of Polarized M1 and M2 Bone Marrow-derived Macrophages Using Real-time Extracellular Flux Analysis. J. Vis. Exp. (105), e53424, doi:10.3791/53424 (2015).

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Abstract

Introduction

Mentre i macrofagi hanno un ruolo centrale in quasi tutte le malattie, i meccanismi molecolari che regolano la loro fenotipo non sono ancora completamente svelati. I macrofagi mostrano elevata eterogeneità e in risposta al microambiente adottare diversi fenotipi 1. LPS (+ IFNγ) indotta classicamente attivati ​​M1 o M (LPS) macrofagi favoriscono l'infiammazione e proteggere l'host contro diversi tipi di minacce microbiche 2. Altri usano IFNγ solo o in combinazione con TNF come stimoli per suscitare M1 polarizzazione. IL-4 e / o IL-13 induce l'attivazione dei macrofagi alternativa e questi M2 o M (IL-4) cellule sono potenti soppressori e controller di risposte immunitarie in corso 3. Macrofagi polarizzati mostrano un regolamento distinto di metabolismo cellulare con macrofagi M1 LPS-attivati ​​subendo un interruttore metabolico a una maggiore glicolisi 4-6. Ossidazione degli acidi grassi al contrario, maggiore (FAO) e oxidativ mitocondrialee fosforilazione (OXPHOS) fornisce energia sostenuta IL-4-indotte macrofagi M2 7-9. Così, il metabolismo alterato non è solo una caratteristica di sottoinsiemi macrofagi polarizzati, è anche un prerequisito per una corretta polarizzazione e regolazione infiammatoria. È importante sottolineare che l'inibizione della glicolisi o OXPHOS / FAO ha dimostrato di mettere in pericolo l'attivazione M1 o M2, rispettivamente, 8,10. In quanto tale, individuando cambiamenti metabolici nei macrofagi potrebbe essere applicato come strumento per valutare il loro stato di polarizzazione e il potenziale infiammatorio.

Un test che misura consistente metabolismo macrofagi potrebbe quindi essere utilizzato per prevedere se un farmaco, gene abbattere o altro trattamento colpisce macrofagi polarizzazione e la funzione. In questo video, un analizzatore di flusso extracellulare è utilizzato per caratterizzare i profili di bioenergetica di ingenui, M1 e M2 macrofagi.

Dettagli Questo manoscritto un protocollo ottimizzato che consente la misurazionedi tutti i parametri rilevanti glicolisi (glicolisi, glicolisi massima e riserva glicolitico) e le caratteristiche della funzione mitocondriale (respirazione totale, basale respirazione mitocondriale, la produzione di ATP, di perdita di protoni, respirazione massima e la capacità respiratoria di scorta) in un unico dosaggio. Usando questa configurazione sperimentale, la bioenergetica possono essere confrontati tra controllo e 'alterato' (ad es gene abbattere, sovraespressione transgenici o trattamento farmacologico) cellule.

Protocol

1. I macrofagi coltura e polarizzante midollo osseo

  1. Day 0: femore e tibia Isolare ossa di 6-10 settimane di età i topi di interesse (C57Bl / 6 in questo test).
  2. Rimuovere il tessuto muscolare dalle ossa e posto le ossa in un nove centimetri Petri-piatto pieno di ghiaccio freddo PBS.
  3. Trasferire le ossa per un piatto di nove centimetri di Petri riempite con il 70% di etanolo e agitare leggermente la piastra per 30 sec.
  4. Trasferire le ossa per un nuovo 9 centimetri piastra di Petri pieno di ghiaccio freddo PBS sterile.
  5. Tagliare il femore e tibia ad entrambe le estremità con le forbici sterili.
  6. Sciacquare le ossa con 10 ml di ghiacciata PBS sterile utilizzando una siringa da 10 ml e un ago 25 G. Raccogliere il midollo osseo in un tubo da 50 ml.
  7. Trasferire le cellule del midollo osseo in un tubo da 50 ml con un ago 23 G.
  8. Ripetere questa fase con un ago da 25 G. Nota: sono necessari Questi passaggi per eliminare grumi di cellule e residui ossei.
  9. Centrifugare a 300 xg per 5 minuti a 4 ° C.
  10. Eliminare il supernatant e risospendere le cellule in terreno 40 ml coltura cellulare (RPMI-1640 più 2 mM L-glutammina, 10% FCS, penicillina (100 U / ml), streptomicina (100 mcg / ml) e 15% filtrato L-929 cellule ( ATCC CCL-1) medium contenente -conditioned M-CSF (o in alternativa 10 ng / ml M-CSF ricombinante invece di L-929 a medio-cell condizionata).
    Nota: La generazione di medio-cell condizionata L-929 è stato dettagliato in precedenza in questa rivista nel 2013. 11
  11. Coltivare le cellule da un mouse a due 15 centimetri piastre di Petri (non utilizzare piastre di coltura trattata con cellule da macrofagi non si staccherà da questa plastica) in 20 ml di terreno di coltura per piastra in un 37 ° C, 5% CO 2 incubatore.
  12. Aggiungere 10 ml fresco mezzo di coltura cellulare il giorno 3, senza rimuovere i 20 ml più vecchio mezzo di coltura cellulare.
  13. Sostituire il vecchio mezzo di ogni piatto con 20 ml di terreno di coltura fresco il giorno 6. In questo modo, saranno rimosse le cellule non aderenti.
  14. 8 ° giorno:
    1. Staccare le cellule incubando loro 5 min a 37 ° C in 10 ml di soluzione salina di citrato (cloruro di potassio 135 mM e 15 mM citrato di sodio in H 2 O, autoclavato) e lavare con 10 ml di PBS. Conte macrofagi osso maturo derivate dal midollo (BMDM) il giorno 8 con un contatore di cellule.
    2. Verificare la formazione di una matura (CD11b + F4 / 80 +) BMDM mediante ispezione visiva o mediante citometria a flusso. Block 10 5 cellule con 1/100 anti-CD16 / CD32 in PBS per 20 minuti a 100 l di PBS, incubare con 1/200 anti-CD11b-FITC più 1/200 anti-F4 / 80-APC-Cy7 a temperatura ambiente, lavaggio e analizzare mediante citometria a flusso.
      Nota: i macrofagi derivate dal midollo osseo di topo Coltura è stato pubblicato in dettaglio in precedenza in questa rivista da Ying et al 11..
  15. Seed 50.000 cellule (conta delle cellule ottimali devono essere ottimizzate) per bene in una micropiastra coltura cellulare in 100 microlitri terreno di coltura. Non seminare cellule in pozzi di correzione di fondo (A1, A12, H1, H12) e mettere a medio solo (non le cellule) in questi pozzi. Suggerimento: Tenere la pipetta in un angolo unincontro a metà strada lungo il lato dei pozzi per strato cellulare più omogeneo.
  16. Permettono alle cellule di stabilirsi a temperatura ambiente in una cappa di coltura cellulare per 1 ora. Ciò promuoverà la distribuzione uniforme delle cellule e ridurre gli effetti di bordo. Monitorare l'adesione utilizzando un microscopio e la cultura a 37 ° C, 5% CO 2 incubatore.
  17. Tre ore dopo la placcatura, stimolare le cellule per 24 ore con 10 ng / ml LPS, o 20 ng / ml il mouse ricombinante IL-4 per generare M1 o M2 macrofagi, rispettivamente. Includere trattati naïve (M0) macrofagi come controllo. Valutare corretta M1 e M2 macrofagi polarizzazione misurando LPS-indotta secrezione di IL-6, IL-12, TNF (ELISA) e IL-4-indotta arginase-1 e / o MMR (CD206) e MGL (CD301) espressione di superficie (citometria a flusso) come descritto in precedenza 3,11.
    Nota: A questo punto, le cellule possono essere (pre) -treated con composti farmacologici di interesse o macrofagi possono essere stimolati con altri fattori. Dal momento che, la variazione tra pozzetti separati potrebbe essere substantial, è consigliabile utilizzare almeno 4 e idealmente 6 pozzetti per condizione.

2. Preparazione del saggio extracellulare Flux

  1. Idratare la cartuccia della sonda un giorno prima di eseguire il test:
    1. Posizionare la cartuccia della sonda a testa in giù accanto al piatto di utilità.
    2. Riempire ciascun pozzetto della piastra di servizio con 200 ml di soluzione calibrante e abbassare la cartuccia del sensore sulla piastra utility immergendo i sensori nella soluzione calibrante.
    3. Verificare il livello della soluzione calibrante è abbastanza alto per mantenere i sensori sommerse e posto in un non-CO 2 a 37 ° C incubatore O / N.
  2. Preparare terreno di coltura il giorno del test come segue:
    1. Caldo medio 50 ml XF di base a 37 ° C.
    2. Aggiungere 500 microlitri 200 mm L-glutammina si porta sul 2 mM concentrazione finale.
    3. Regolare il pH a 7,4 con NaOH 1 N e sterilizzare con un filtro da 0,2 micron e mantenere il terreno di coltura a 37 ° C.
  3. Rimuovere delicatamente il terreno di coltura cellulare dai macrofagi polarizzati e conservarlo a -20 ° C per un uso futuro (ad esempio ELISA esaminare corretto macrofagi polarizzazione). Lavare le cellule con 100 microlitri terreno di coltura, aggiungere 180 microlitri terreno di coltura per pozzetto e verificare sotto il microscopio che le cellule non sono state spazzate via. Posizionare la piastra di coltura cellulare in un 37 ° C incubatore senza CO 2 per 1 ora prima la sessione d'analisi.
  4. Preparare 10 x composto iniezione miscele A fino D come descritto in Tabella 1, riscaldare a 37 ° C, regolare il pH a 7,4 e filtro sterilizzare.
    1. Rendere tutti composti in queste miscele a 10 volte la concentrazione finale nei pozzetti di coltura cellulare e ottimizzare queste concentrazioni per ogni tipo di cellula.
  5. Caricare la cartuccia della sonda con le guide di carico forniti con volumi indicati (Tabella 1) dei preparati 10x miscele composte iniezione nei porti A, B, C e D, faucibusctively.
Miscela / Iniezione Composti Volume aggiunto per ottenere 10x miscela (ml) Volume del dosaggio medio (ml) Volume iniettato durante il funzionamento (ml) Concentrazione finale nel saggio
UN 2,5 M (45%) di glucosio 300 2.7 20 25 MM
B 5mM oligomicina A (OM) 9 3.0 22 1.5 micron
C 5 FCCP mM 9 2.7 25 1.5 micron
Soluzione 100 mM sodio piruvato 300 1 mM
D 5 mM Antimicina A (AA) 15 3.0 28 2,5 micron
5 rotenone mm (Rot) 7.5 1.25 micron

Tabella 1. miscele di iniezione.

3. Caratterizzazione bioenergetica di Polarized M1 e M2 BMDM utilizzando un extracellulare Flux Analyzer

  1. Creare un modello di test con la procedura guidata test con due minuti MIX e 3 volte minuti di misurare e (almeno) 3 misurazioni mix e dei tassi di cicli prima di ciascuno dei 4 iniezioni (Tabella 1) e dopo l'ultima iniezione.
    Nota: Queste concentrazioni sono valide per i macrofagi del midollo osseo e RAW264.7 linee cellulari dei macrofagi, ma dovrebbe essere ottimizzato per ogni tipo di cellula. Aggiunta piruvato nella miscela FCCP è necessaria per alimentare la respirazione massima.
  2. Inizia la corsa spingendo il fondo di avvio e seguire le istruzioni dell'apparato. In primo luogo di carico della vetturaPiastra cartuccia con le sonde idratati per permettere la calibrazione da apparecchi e successivo carico la piastra di cella.
  3. Dopo il test, scartare accuratamente tutto terreno di coltura e memorizzare la coltura cellulare analizzato micropiastra a -20 ° C per una futura normalizzazione cella utilizzando il kit di analisi proliferazione cellulare come descritto in dettaglio dal fornitore.
    1. Brevemente, preparare una memoria di cella-lisi 1x diluendo componente B 20 volte in acqua distillata e diluire composto A 400 volte nel tampone di lisi cellulare 1x. Aggiungere 200 ul per pozzetto, incubare 5 minuti a temperatura ambiente e misurare la fluorescenza con ~ 180 nm di eccitazione e ~ 520 massimi di emissione nm.
      Nota: Quando si lavora con le cellule non aderenti o scarsa aderenza è un problema, il kit di proliferazione cellulare diretto può essere usato come alternativa poiché questo protocollo non richiede scartando tutto terreno di coltura. Tuttavia, questo protocollo diretta è leggermente meno sensibile rispetto al protocollo utilizzato in questo laboratorio.
  4. Dopo la misurazione della fluorescenza, normalizzareil numero di cellule in ciascun pozzetto come rapporto in cui la conta cellulare media di tutti i pozzetti macrofagi naive è impostato a 1.
    Nota: Proteine ​​quantificazione (ad esempio utilizzando un test BCA) potrebbe essere usato come un modo alternativo per normalizzare le cellule conteggi. Tuttavia, nelle nostre mani questo saggio era meno sensibile rispetto al kit saggio di proliferazione cellulare.

Representative Results

Dopo aver terminato il flusso di test extracellulare e delle cellule quantificazione, i dati possono essere normalizzati per la conta delle cellule e analizzati. Questo sarà tipicamente resa ECAR e OCR trame come illustrato nella Figura 1A e 1B Figura.

Dopo l'iniezione di glucosio (A), l'aumento ECAR rappresenta il tasso di glicolisi. L'ulteriore aumento ECAR dopo inibizione ATP sintetasi con oligomicina (B) fornisce informazioni sulla riserva di glicolitico e capacità (Figura 1A). Analizzando i valori OCR, oligomicina iniezione (B) consente il calcolo del consumo di ossigeno utilizzato per la sintesi di ATP mitocondriale. FCCP (C) disaccoppia respirazione mitocondriale e le corrispondenti misure di OCR cedere dati sulla massima e la capacità respiratoria di riserva. Infine, l'iniezione di rotenone (Rot) e antimicina A (AA) bloccano mitocondriale complesso I e III e l'OCR residua rappresenta i contro di ossigeno non mitocondrialiumption (Figura 1B).

Figura 1
Figura 1: parametri metabolici derivati ​​da un test di flusso XF extracellulare. (A) A seguito parametri della glicolisi cellulare sono calcolati a partire dai valori ECAR (in mph / min): la glicolisi, la capacità massima glicolisi e riserva glicolitico. Misure (B) OCR (in pmoli / min) vengono utilizzati per calcolare i successivi parametri fondamentali della funzione mitocondriale: respirazione basale, la produzione di ATP, perdita protonica, massimo la respirazione e la capacità respiratoria di riserva. Gluc = glucosio; OM = oligomicina A; FCCP = carbonile cianuro 4- (trifluorometossi) fenilidrazone; AA = antimicina A; Rot = Rotenone Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Dopo la corsa, ECAR e OCR misurazioni 1 till 15 per ogni bene può essere esportato in Excel e seguenti parametri glicolitici può essere calcolata in base alle misurazioni ECAR come segue:

Acidificazione non glicolitico = avg. ECAR (1,2,3)

Glicolisi = avg. ECAR (4,5,6) - avg. ECAR (1,2,3)

Il numero massimo glicolisi = avg. ECAR (7,8,9) - avg. ECAR (1,2,3)

Riserva glicolitico = avg. ECAR (7,8,9) - avg. ECAR (4,5,6)

Dai tassi OCR, le caratteristiche metaboliche successivi possono essere determinate:

La respirazione non mitocondriale = avg. OCR (13,14,15)

Respirazione basale = avg. OCR (4,5,6) - avg. OCR (13,14,15)

La produzione di ATP = avg. OCR (4,5,6) - avg. OCR (7,8,9)

Perdita Proton =avg. OCR (7,8,9) - avg. OCR (13,14,15)

Respirazione massima = avg. OCR (10,11,12) - avg. OCR (13,14,15)

Capacità respiratoria di ricambio (SRC) = avg. OCR (10,11,12) - avg. OCR (4,5,6)

Figura 2
Figura 2:. Caratteristiche del metabolismo degli ingenui (M0), LPS (M1) e IL-4- (M2) macrofagi polarizzati Per ogni misura, la media e l'errore standard della media (SEM) di 8 singoli pozzi è presentato. (A) i tassi di acidificazione extracellulare (ECAR, in mph / min) e (B) Tassi consumo di ossigeno (OCR, in pmoli / min) sono misurati per differenziale polarizzato (M1 e M2) e macrofagi naïve (M0). Tutte le misurazioni sono stati normalizzati per la conta delle cellule (come misurato con CyQUANT) e la conta delle cellule media dei macrofagi ingenui è stato fissato a 1.iniezione A = glucosio; B = oligomicina; C = FCCP; D = A + antimicina rotenone. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Come mostrato in Figura 2A, l'attivazione dei macrofagi con LPS induce aumento del metabolismo glicolitico. Le differenze tra LPS e macrofagi IL-4-trattati sono ancora più evidenti quando si guarda consumi ossigeno (OCR) in Figura 2B. Infatti, mentre il metabolismo ossidativo massima è altamente soppressa nel M (LPS), IL-4 induce la respirazione basale e soprattutto massima nei macrofagi M2. Si deve notare che l'aumento della glicolisi è piuttosto unico di M (LPS) macrofagi e non è necessariamente una caratteristica di macrofagi M1 da M (IFNγ) macrofagi non visualizzano migliorare glicolisi.

Nel complesso, questa analisi flusso extracellulare dimostra that IL-4-indotta macrofagi M2 sono caratterizzate da metabolismo ossidativo maggiore e soprattutto una elevata capacità respiratoria di riserva (SRC), mentre mostra LPS-attivati ​​macrofagi migliorato metabolismo glicolitico e non possiedono alcuna capacità respiratoria di riserva.

Discussion

Lo scopo del nostro laboratorio è quello di capire come la polarizzazione e la funzione dei macrofagi possono essere influenzati con l'obiettivo finale di migliorare il risultato di aterosclerosi e altre condizioni infiammatorie 12. Per valutare la polarizzazione dei macrofagi, si misura in genere i LPS (+ IFNγ) -indotta e IL-4-indotta espressione genica di M1 e M2 geni marcatori (qPCR), determina l'IL-6, IL-12, TNF e NO secrezione (con ELISA e Griess reazione) ed esamina IL-4 indotta da CD71, espressione CD206, CD273 e CD301 superficie (mediante citometria di flusso) e arginasi attività di 3,13. Inoltre, saggi di apoptosi (di annessina-V / PI colorazione), saggi di fagocitosi (con perline fluorescenti di lattice e / o pHrodo E. coli) e saggi di formazione di cellule schiumose (da DII-oxLDL captazione, LipidTOX colorazione neutra lipidi) possono essere eseguite per valutare la funzionalità dei macrofagi 14. Inoltre, l'analisi del flusso extracellulare può essere effettuata per misurare bioenergetica profili di mac polarizzatorophages come una nuova e alternativa di lettura funzionale.

Questo manoscritto dimostra che la polarizzazione dei macrofagi induce riprogrammazione metabolica con macrofagi LPS-indotta di commutazione ad un aumento della glicolisi come fonte di energia. Viceversa, macrofagi M2 IL-4-indotti, usare la fosforilazione ossidativa mitocondriale come principale fonte di ATP. È importante sottolineare che, riprogrammazione metabolica non solo fornisce energia per le particolari esigenze di M1 e M2 macrofagi polarizzati. In effetti, i cambiamenti metabolici influito sulle concentrazioni del metabolita che sono regolatori diretti del macrofagi fenotipo 10,15,16. Quindi, il metabolismo dei macrofagi non è solo una caratteristica (come mostrato qui in figura 2), ma anche un pilota di diversi stati di polarizzazione dei macrofagi e questa nuova conoscenza ha sostenuto la rapida crescita del settore della ricerca immunometabolism durante l'ultimo paio di anni.

Tuttavia, le misure robuste di profili metabolici nella macrofagi rimasta difficile e avevano i loro limiti. In questo studio, un analizzatore flusso extracellulare viene applicato per misurare robusto glicolisi, riserva glicolitico, massima capacità glicolitica, acidificazione non glicolitico, basale e respirazione massima, la produzione di ATP, capacità respiratoria ricambio, perdita protonica e respirazione non mitocondriale in tempo reale in una quantità minima di macrofagi.

Pertanto, abbiamo modificato e migliorato i protocolli del produttore come segue. La prova di stress Mito standard (# 103015-100) suggerisce di utilizzare media con glucosio e piruvato e un protocollo con 3 iniezioni (OM, FCCP, AA / Rot). Optiamo per avviare il test con glucosio / terreno privo di piruvato, aggiungere glucosio come prima iniezione nel canale A (come nella glicolisi Stress Test # 103.020-100) e aggiungere piruvato insieme sganciamento FCCP porta C. In questo modo , tutti i parametri glicolisi rilevanti derivano dalle misure ECAR 1-9 e tutte le informazioni utili su mitochondrifunzione al di misure OCR 4-15.

Si noti che è fondamentale per iniettare piruvato insieme con FCCP per alimentare la respirazione massima su sganciamento. Prima di utilizzare questo protocollo combinato, si dovrebbe anche verificare che il 2-Deoxy-D-glucosio (2-DG) abbassa i livelli di ECAR dopo il test ai valori basali (1-3) e che i tassi di ECAR registrati 4-6 sono infatti dovuti a glicolisi. Inoltre, si dovrebbe comprendere che le concentrazioni composti e numero di cellule utilizzate in questo manoscritto sono valide per i macrofagi del midollo osseo e RAW264.7 linee cellulari dei macrofagi e dovrebbero essere ottimizzati per altri tipi di cellule. Inoltre, è da notare che M-CSF, che viene utilizzato per generare macrofagi del midollo osseo promuove un fenotipo antinfiammatorio M2-like. I risultati presentati dai macrofagi del midollo osseo possono quindi non essere pienamente comparabili a misurazioni con macrofagi del tessuto primario o macrofagi linee cellulari che non richiedono M-CSF durante Culturi celluleng.

Rispetto ai metodi esistenti, questo protocollo richiede minime quantità di macrofagi e fornisce rapidamente quasi tutti caratteristiche cellulari metaboliche fondamentali. Ciò si traduce in cellule in eccedenza sufficiente per eseguire altri test immunologici e anche le cellule usate per la profilazione bioenergetica potrebbe ancora essere utilizzato per altri purposed dopo il test. Inoltre, la particolare disposizione della piastra 96 ​​e consente di valutare più condizioni in tempo reale allo stesso tempo. Tuttavia, la variazione tra singoli pozzetti può essere considerevole e quindi l'uso di almeno 4 pozzi per condizione è spesso desiderato. Preso questa limitazione in considerazione, l'analisi flusso extracellulare descritta consente comunque di eseguire più di 10 condizioni sperimentali (n = 6) in una sola volta, che è molto più rispetto alle tecniche tradizionali.

Nel complesso, questo articolo fornisce un test funzionale semplice e riproducibile che consente di misurare tutto glicolisi pertinenti e param mitocondrialeetri a sottoinsiemi macrofagi polarizzati. Questa tecnica può servire come una domanda futura per valutare la funzione dei macrofagi e per valutare l'effetto di manipolazioni distinti (ad esempio gene abbattere, nuovi farmaci, etc.) il (metabolica) fenotipo del macrofago. Come tale, i dati di flusso extracellulari possono essere utilizzati in combinazione con altri metodi per permettere caratterizzazione approfondita dello stato di attivazione dei macrofagi.

Disclosures

Accesso gratuito a questo articolo è sponsorizzato da Seahorse Bioscience.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
23G and 25G needles Becton Dickinson #300800 and #300600 To flushed bone marrow
10 ml syringes Becton Dickinson #307736 To flushed bone marrow
Petri dishes Greiner #639161 To culture bone marrow cells
CyQUANT Cell Proliferation Assay kit  Molecular Probes #C7026 For cell quantification at a later time point (works only for adherent cells)
CyQUANT Direct Cell Proliferation Assay kit  Molecular Probes #35011 For cell quantification immediately after assay (non-adherent cells)
XFe96 cell culture microplate Seahorse Bioscience #101085-004 96 well plate in which cells are cultured and in which assay is done
recombinant mouse interleukin-4 (IL-4) Peprotech #214-14-B Used to induced alternative macrophage activation
lipopolysaccharide (LPS) Sigma #L2637 Pro-inflammatory stimulus
Seahorse Sensor Cartridge  Seahorse Bioscience #102416-100 Contains the probes for pH and O2 measurement
Seahorse XF Calibrant  Seahorse Bioscience #100840-000 Needed to hydrate the probes overnight 
XF base medium  Seahorse Bioscience #102353-100 Buffer-free medium that allows efficient measurement of pH changes
L-glutamine Life Technologies #25030-081
D-(+)-Glucose Sigma #G8769 Fuels glycolysis once added to the cells
oligomycin A Sigma #75351 Inhibits mitochondrial ATP synthase
FCCP( Carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)phenylhydrazone) Sigma #C2920 Uncouples mitochondrial respiration
100 mM Sodium Pyruvate solution Lonza #BE13-115E Allows maximal mitochondrial respiration without the need for glycolysis
Antimycin A Sigma #BE13-115EA8674 Inhibits complex III of the mitochondria
Rotenone Sigma #BE13-115EA8674R8875 Inhibits complex I of the mitochondria
Casy Cell Counter Roche Diagnostics #05 651 697 001 Instrument to count cells
anti-CD16/CD32 eBioscience #14-0161 Fc receptor block flow cytometry
anti-F4/80-APC-eFluor780 eBioscience #47-4801 Antibody to stain macrophages
anti-CD11b-FITC eBioscience #11-0112 Antibody to stain macrophages

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References

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Comments

1 Comment

  1. After step 17 in your protocol, you have a note that says pharmaceutical compounds can be used at this point. Does that mean immediately following the LPS stimulation or does this mean 24 hours after the LPS stimulation?

    Also, in step 17, do you suggest treating wells directly with LPS or adding LPS to fresh media and replacing the media on the plate?

    Reply
    Posted by: Morgan N.
    January 24, 2018 - 12:25 PM

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