A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 1 hour trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Oh, B., Furtmüller, G. J., Sosin, M., Fryer, M. L., Gottlieb, L. J., Christy, M. R., Brandacher, G., Dorafshar, A. H. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (107), e53442, doi:10.3791/53442 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

تم الانتهاء من جميع الإجراءات المنطوق في الامتثال مع جامعة جونز هوبكنز وزارة الزراعة في الولايات المتحدة ومتطلبات الخدمة الصحية العامة. يتبع هذا البروتوكول لجنة جامعة جونز هوبكنز رعاية الحيوان واستخدام، وافق مجلس المراجعة المؤسسية المبادئ التوجيهية (عدد بروتوكول M013M490). تم تسجيل البيانات بقاء النهائي للإجراءات الجراحية هو موضح أدناه. كل من الحيوانات المانحة والمتلقية تلقي التخدير وقائية باستخدام البوبرينورفين عند 0.1 مغ / كغ الشوري ساعة واحدة قبل الجراحة وفي البوبرينورفين الحيوان المتلقي هو إعادة تدار-في نفس الجرعة بعد زرع وإعادة مداوي حسب الحاجة في أول 48 ساعة بعد الجراحة.

1. المانحة المزروع الانتعاش

ملاحظة: يبدأ الجزء المانحة للزراعة 40 دقيقة في وقت سابق من زرع المتلقية للتقليل من الوقت تخدير المتلقي وتسهيل فترة نهاية في وقت واحد أو الأذن قليلاوقت انتهاء لير مقابل إعداد المتلقي.

  1. استخدام أدوات معقمة المجهرية القياسية وقفازات معقمة لهذا الإجراء. مختبرنا يستخدم التعقيم الأوتوكلاف من الأدوات المجهرية.
  2. تخدير الماوس المانحة (الذكور) باستخدام الأيزوفلورين تحريض المرذاذ عند 4٪. استخدام كليبرز الميكانيكية ارضحي إزالة الشعر من عنق الرحم، والصدر، ومنطقة البطن. وضع الحيوان في موقف ضعيف والحفاظ على الأيزوفلورين على 1-2٪ من خلال مخروط الأنف. ضمان التخدير المناسب في جميع أنحاء الداخلي من خلال تقييم دوري منعكس قرصة أخمص قدميه الانسحاب.
  3. قبل شق الجلد، وإعداد نطاق واسع المنطوق من خلال تطبيق البوفيدون اليود مطهر تليها ايزوبروبيل باستخدام قطعة من القطن المعقم.
  4. تبدأ سطحية عرضية شق الجلد مع مقص عبر الجلد عنق الرحم والبطن. ربط كل من شقوق بشكل ثنائي على غرار منتصف الإبط.
  5. باستخدام ملقط المجهريةتشريح المنطقة العنقية ثنائيا لتحديد وligate وتقسيم عروق الوريد الخارجية مع 6-0 خياطة الحرير ومقص. ثم استخدام كهربي تقسيم عضلات القصية الترقوية الخشائية لفضح عروق الوريد الداخلية والشرايين السباتية المشتركة، على المستوى الثنائي. تمرير الخيط الحرير 6-0 تحت اليسار من جانب والحق من جانب والشريان السباتي المشترك وعروق الوريد الداخلية في الأزياء بالجملة.
    ملاحظة: وسوف تكون مرتبطة ومقسمة في وقت لاحق في الخطوة 1.9.
  6. بشدة تقسيم عضلات حزام وما يرتبط بها من الأنسجة الهالي فضفاضة، وتقع الأمامي إلى القصبة الهوائية، وذلك باستخدام مقص لتحرير المرفقات المتبقية من منطقة عنق الرحم.
  7. باستخدام كهربي ثنائي القطب وتشريح حاد، وتقسيم العضلات الصدرية الكبرى والترقوة لفضح السفن تحت الترقوة وligate (6-0 خياطة الحرير) وتقسيم قريب.
  8. المقبل، بلطف، فهم وسحب القضيب الحيوان. على طول ظهر القضيب تصور الوريد الظهري للقضيب، وتطهيرالمنطقة مع ايزوبروبيل. باستخدام إبرة 30 G، وضخ 30،000 وحدة من الهيبارين عن طريق الوريد عن طريق الوريد الظهري والسماح القضيب لترتد مرة أخرى إلى موضعه الأصلي. قد يحدث تسرب جزء من الحل الهيبارين في الأنسجة المحيطة بها.
  9. باستخدام العلاقات السائبة وضعت سابقا حول الشريان السباتي المشترك وحبل الوريد الداخلي، ligate وتقسيم الهياكل، على المستوى الثنائي.
  10. استخدم المقص المقبلة لجعل شق intrabdominal عرضية. سلب الأمعاء لفضح infrahepatic الوريد الأجوف السفلي وحقن 2 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز في infrahepatic الوريد الأجوف السفلي. ضمان حقن السليم من خلال وضع تصور تلون الكبد ووقف ضربات القلب قبل التقدم إلى الخطوة التالية.
    ملاحظة: يتم تحضير محلول اليورو كولينز في المختبر لدينا، انظر الجدول الكواشف وأدوات محددة.
  11. باستخدام مقص الوصول إلى تجويف داخل الصدر عبر diaph الثنائيةشق ragmatic من البطن عرضة للخطر. تمديد شق رأسيا من خلال العضلات intercostals والضلوع. تعكس جدار الصدر تعريض القلب والغدة الصعترية، والأوعية الدموية الكبرى مع ضمان الحفاظ على الأوعية الصدرية الداخلية على طول جدار الصدر في وقت واحد.
  12. حقن فوق الكبد الوريد الأجوف السفلي مع 4 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز.
  13. تحديد جذر الشريان الأورطي وتتبع بشكل أقصى للالأبهر النازل. خفض حاد في الشريان الأورطي النازل (الحفاظ على طول القصوى).
  14. التعرف على الجذع الرئوي وتقسيم عادل الأقرب إلى نقطة فرعه (الحفاظ على طول القصوى). ثم باستخدام 2 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز، تدفق الجذع الرئوي والقلب عن طريق وضع البلاستيك اللين طرف القسطرة في التجويف من الجذع الرئوي.
  15. باستخدام 6-0 خياطة الحرير، ligate وتقسيم الوريد الأجوف السفلي، التقاء الأوردة الرئوية، وفروع التبعي من الثنائي الوريد الأجوف العلوي. ثم رفعوتشريح رأسيا القلب من المرفقات على طول القصبات الهوائية الجذعية الرئيسية والقصبة الهوائية مع الحرص على عدم دخول مجرى الهواء. باستخدام كهربي حاد وثنائي القطب تشريح جدار الصدر والغدة الصعترية، والقلب تحريرها تماما من الماوس المانحة.
  16. وأخيرا، وتقليم جدار الصدر المزروع خارج الحي إلى حجم أصغر، وذلك باستخدام مقص، وعلى طول القص والأضلاع الجانبية، مع الحرص على عدم تعطيل السفن الصدرية الداخلية (الشكل 1A). لتقليل النزف بعد إعادة التوعي، استخدم electrocauterization ثنائي القطب على طول حدود القص osteomusculocutaneous.
  17. وضع المزروع في 10 مل من البرد (4 س مئوية) حل اليورو كولينز إذا لم يتم إعداد المتلقي لأقحم. ومع ذلك، إذا كان المستفيد هو على استعداد لأقحم، ونقل المزروع مباشرة إلى الميدان المتلقي المنطوق.

2. إعداد مستلم

ملاحظة: لتقليل وقت تخدير المتلقي،بدء إعداد المتلقي في محطة منفصلة المنطوق حوالي 40 دقيقة قبل الانتهاء من حصاد المزروع المانحة.

  1. استخدام مجموعة منفصلة من الأدوات المجهرية العقيمة القياسية وقفازات معقمة لهذا الإجراء.
  2. تخدير الماوس المتلقي (ذكر أو أنثى) باستخدام الأيزوفلورين تحريض المرذاذ عند 4٪. استخدام كليبرز الميكانيكية ارضحي إزالة الشعر من حق المنطقة العنقية والصدرية.
  3. ضع الماوس في موقف ضعيف وزاوية الطرف العلوي الأيمن قليلا دون المستوى تشكيل زاوية 110 درجة بين الرأس والطرف العلوي الأيمن. الحفاظ على التخدير على 1-2٪ الأيزوفلورين من خلال مخروط الأنف.
  4. وضع النفط مرهم للعين على العيون الماوس باستخدام قضيب من القطن طرف. قبل شق الجلد، وإعداد نطاق واسع في موقع الجراحة باستخدام البوفيدون اليود مطهر تليها الإيزوبروبيل.
  5. باستخدام مقص، وجعل شق الجلد من خط الوسط على طول بور أدنى الصحيحدير للفك السفلي وتوسيع شق infero-أفقيا إلى منطقة الصدر الأيمن. عن طريق تشريح حادة مع ملقط الاوعية الدموية الدقيقة، وحشد من حبل الوريد الخارجي من قبل حرة محيطي السفينة من الأنسجة الرخوة والبرانية. تقسيم جميع فروع باستخدام كهربي، وإزالة الفص الأيمن من الغدة تحت الفك السفلي باستخدام تشريح حادة وكهربي إلى مساحة حرة للالمزروع.
  6. ضمان طول ما يكفي من حبل الوريد الخارجي لإيفرت على الكفة، وligate الوريد الخارجي الوريد باستخدام خياطة 6-0 الحرير. إدراج الوريد من خلال تجويف صفعة قبل القطع بوليميد واستخدام الاوعية الدموية الدقيقة المشبك بلدغ لإصلاح مجمع سفينة الكفة في المكان. ثم استخدام مقص، وتقسيم قريب من حبل الوريد الخارجي، إيفرت على الكفة، وإصلاح في مكان مع خياطة 10-0 النايلون. (الشكل 1B)
  7. تقسيم العضلات القصية الترقوية الخشائية اليمنى مع كهربي ثنائي القطب لفضح الشريان السباتي المشترك. الغوغاء محيطيilize الشريان رأسيا إلى القاصي معظم نقطة داخل منطقة عنق الرحم. ويتم إنجاز ذلك باستخدام تشريح حادة السفينة مع ملقط لإزالة الأنسجة الرخوة والبرانية المحيطة بها.
  8. باستخدام 6-0 خياطة الحرير، ligate وتقسيم الشريان السباتي المشترك. يمر الشريان من خلال تجويف صفعة قبل القطع بوليميد، وإصلاحه في مكان مع البلدغ الاوعية الدموية الدقيقة المشبك أقرب إلى مدخل الصدر وقت ممكن. تقسيم السفينة بشكل أقصى، تمدد بلطف السفينة باستخدام موسع المجهرية، إيفرت على الكفة، وإصلاح في مكان مع خياطة 10-0 النايلون. (الشكل 1B)
    ملاحظة: يتم وصف موسع المجهرية محدد في الجدول من الكواشف وأدوات محددة.

3. المزروع أقحم

  1. الحفاظ على الأجهزة معقمة القياسية وقفازات معقمة لوضع المزروع داخل منطقة عنق الرحم المتلقي في رأسا على عقب وموقف منحرف.
  2. بعد ذلك، وضع منطقة المسؤولية الهابطة المانحةالتجويف التشنج على بناء صفعة الشرياني للمتلقي، وإصلاحه في مكان مع خياطة 10-0 النايلون (الشكل 1C و1D).
  3. أزياء نفس مفاغرة كما في الخطوة 3.2 بين الشريان الرئوي المانحة ومقلوبة الخارجي بناء الوريد الوداجي مرتجلا من الماوس المتلقي (الشكل 1C و1D).
  4. أولا إزالة المشبك الاوعية الدموية الدقيقة وريدي (الخارجية الوداجي المنوال المشبك) ثم الافراج عن المشبك الشرياني (الشريان السباتي المشترك الشريان المشبك). خلال ضخه في الشرايين، وفحص مجمل المزروع لمعالجة أي نزيف. إذا تصور النزيف، تطبيق المشبك الشرايين لتقليل فقدان الدم والتخفيف من مصدر النزيف باستخدام كهربي ثنائي القطب.
  5. تفقد الكسب غير المشروع والتأكد من الارقاء. إطلاق سراح وإزالة المشبك الاوعية الدموية الدقيقة في الشرايين. مراقبة القلب تظهر علامات ضخه، والتي سوف تكون واضحة على الفور مع التوسع السريع في حجم حجرات القلب، وانتظر بتناول أن تبدأ خلال 0.5-1 دقيقة. استخدام المياه المالحة الدافئة (35 درجة مئوية) لترطيب القلب.
  6. ثنى جدار الصدر إلى الوضعية التشريحية حتى لا تحفز أي مجعد أو التوترات على anastomoses. إغلاق الجلد من الجروح يستخدم 6-0 خيوط النايلون المستمرة (الشكل 1E).

4. بعد العملية الجراحية العناية

  1. تدير 0.3 مل العادية المالحة السائل داخل الصفاق البلعة على الفور بعد العمل الجراحي لاستبدال السوائل.
  2. ثم حقن تحت الجلد البوبرينورفين (0.1mg / كغ) وenrofloxacin (5mg / كغ) للألم والإصابة الوقاية، على التوالي.
  3. وضع الحيوان تحت مصباح الحرارة حتى الاستيقاظ من التخدير والعودة إلى الاستلقاء القصية. خلال فترة الانتعاش، وفحص الرقبة لتصور القلب النابض fibrillating للالمزروع ضمان نضح المزروع كاف.
  4. مرة واحدة مستيقظا وفي وضعية الاستلقاء، وعودة الماوس إلى قفص منفصل (دون رفقة الفئران الأخرى) حيث يمكن الحصول على الغذاء والمياه الإعلانية libitum. بسبب أي اقتراح المقيدة الطفيفة المؤقتة في الطرف العلوي الأيمن، وترك مصدر الغذاء الجيلاتين على أرضية القفص.
  5. مراقبة الماوس المتلقي لمدة 1 ساعة بعد العمل الجراحي ومن ثم إعادته إلى مرفق القفص حيث يمكن الحصول على الغذاء والماء بالمال وبالشهرة أيضا الإعلانية ويتم فحص ثلاث مرات في اليوم لمدة ساعة 24 الأولى للنشاط والحصة الغذائية. مراقبة الفئران لعلامات الألم والضيق وإعادة الجرعة مع البوبرينورفين (0.1mg / كلغ) تحت الجلد مرتين يوميا حسب الحاجة للساعة 72 الأولى. فحص الحيوانات يوميا بعد ذلك ووزن لهم كل أسبوع.
  6. التشاور مع موظف البيطري إذا تعرض أي الفئران علامات الألم والضيق، أو انخفضت كمية الأعلاف. النظر في القتل الرحيم في وقت مبكر (في بروتوكول لدينا أسلوب القتل الرحيم توظف CO 2 جرعة زائدة لمدة 7 دقائق، تليها خلع عنق الرحم).
  7. يتم تعريف وقف ضربات القلب المزروع بمثابة نقطة نهاية محددة مما دفع الماوس لتكون الصورةacrificed.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

مسانج C57BL / 6 زرع حققت البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل. أثبتت تصميم المزروع (الشكل 1) أن تكون ناجحة من وجهة نظر البقاء على قيد الحياة الحيوانية والقدرة على تقييم بقاء المزروع مستمر. وقد تجلى ذلك من خلال الجلد المغطي قابلة للحياة، ونشط نمو الشعر المزروع المستمر المتبقية، وكانوا قادرين على أن تقيم مع التصور والإصبع جس النبض. يتم تمثيل البيانات بقاء في الشكل 2 لمسانج زرع الفئران. وكان متوسط ​​الوقت البقاء على قيد الحياة أكثر من 109 يوما. واستنادا إلى البيانات البقاء على قيد الحياة، فمن المعقول أن نستنتج أن الجانب الفني للالمزروع المزروعة تم تصميمه ليروي مجمل جدار الصدر والغدة الصعترية، وأمراض القلب. وعلاوة على ذلك، فإن قدرة الحيوانات مسانج البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل يدعم كذلك أن هذا نموذج الفأر ليس ممكنا فحسب، بل يمكن تكرارها. هذا إثبات صحة مفهوم أون جدار كتلة الصدر والغدة الصعترية، وزرع القلب بالتحقق عشره نموذج الفئران لدراسة مشتركة الجهاز الصلبة وزرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية.

الشكل 1
الشكل 1. الصور جراحة داخلية. (A) وجدار الصدر والغدة الصعترية، ويتم استرداد المزروع القلب بنجاح، قلص، وتصور خارج الحي من الجانب الخلفي. يتم الحفاظ على الأوعية الصدرية الداخلية الثنائية. (B) والمتلقي الخارجي حبل الوريد (السهم) والشريان السباتي المشترك (رأس السهم) هي مقلوبة الثابتة على الأصفاد بوليميد استعدادا للالتحام الأوعية الدموية. يتم الانتهاء من (C) المزروع anastomoses الأوعية الدموية. السهم يبين مفاغرة بين الشريان الرئوي المتبرع والمتلقي الخارجي حبل الوريد. يظهر السهم مفاغرة بين الشريان الأورطي النازل المتبرع والمتلقي الشريان السباتي المشترك. تحدد النجمة الغدة الصعترية وتصور جدار الصدر ينعكس overlيينغ الغدة الصعترية. (د) ويظهر تضخم أعلى في anastomoses الاوعية الدموية الدقيقة مرتجلا. (ه) كاملة المزروع أقحم. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الرقم 2
الشكل 2. أون كتلة جدار الصدر والغدة الصعترية، والقلب المزروع بقاء كابلان ماير منحنيات بقاء ككل جدار الصدر والغدة الصعترية، وallotransplant القلب في مسانج C57BL / 6 الفئران (ن = يعني بقاء الوقت كان أكبر من 109 أيام). يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

هناك العديد من الظواهر التي تؤثر في التحقيق المناعية من زرع الطعم الخيفي، والتي تشمل ولكن لا تقتصر على آليات الرفض الحاد والمزمن، تقديم المستضد المباشر وغير المباشر، وتوعية المتلقي، أو تحريض الخيمرية مختلطة. وأصبحت 19 النماذج الحيوانية يتم تطبيق معيار الذهب لدراسة زرع المناعة، ونماذج الماوس شعبيا نظرا لانخفاض تكلفتها، وتوافر المعدلة وراثيا وخروج المغلوب الجينات الفئران، الاجسام المضادة المتاحة تجاريا، انخفضت قريب مطالب البيطرية والإسكان، وسهولة النسخ المتماثل. حتى الآن، وقد تم تصميم عدة نماذج زرع قلب لدراسة زرع الأعضاء الصلبة. 19،22-27 وبالمثل، وقد وضعت مجموعة كبيرة من نماذج الماوس لدراسة زرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية. 28 ومع ذلك، فإن دراسة جنبا إلى جنب الجهاز الصلبة وزرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية غير محدود،وحتى الآن لم تنشأ التقنيات في الفئران. وككل جدار الصدر والغدة الصعترية، وزرع قلب نموذج الفئران المقدمة هنا هي أداة موثوقة وقابلة للتكرار لدراسة آثار وآليات مناعية من الجمع بين الأعضاء الصلبة وزرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية.

لمزيد من التقدم في مجال زراعة الأعضاء، ويجب متابعة وعد إطالة بقاء المزروع والتقليل من المناعة من خلال طرق العلاج الجديدة. أحد هذه التوجهات من خلال تحريض الخيمرية مختلطة (engraftment الجزئي من الخلايا المكونة للدم المانحة في المتلقي)، والتي يمكن أن تؤدي إلى كبت المناعة خالية من التسامح محددة من الجهات المانحة، حتى لو كان في بعض الحالات لا تستمر الخيمرية. 29،30 العظام نقل نخاع / زرع يقترن الجهاز الصلبة 31 أو أوعية دموية المركبة allotransplanation 32،33 يتطلب شروط مسبقة واسعة مما يشكل تحديا كبيرا. نخاع العظم أوعية دموية، وهوالصورة جزء من أوعية دموية مركب المزروع بناء، يمكن الالتفاف على هذه المشكلة. أوعية دموية زرع نخاع العظام يسمح للنقل دون انقطاع من خلايا نخاع العظام المانحة داخل المكروية المانحة الحفاظ عليها، ويعتبر لتكون متفوقة على الخلوي زرع نخاع العظام وحده في الحث على التسامح والحد من متطلبات المناعة. 34-36 وعلاوة على ذلك، والتأسيس من أنسجة الغدة الصعترية مع أوعية دموية زرع نخاع العظام أظهرت زيادة الخيمرية T خلايا المنشأ المانحة اللعب في نهاية المطاف دورا داعما في الحث وصيانة الخيمرية. 2،9 الاستراتيجيات المذكورة أعلاه من إطالة أمد بقاء المزروع وتقليل المناعة والأساس لوضع تصور جهاز جنبا إلى جنب الصلبة، والغدة الصعترية، وأوعية دموية المزروع المركب نموذج الفأر.

ومغاير التوضع أون جدار كتلة الصدر والغدة الصعترية، وزرع القلب هو خليط من عدة لهنماذج حيوانية torical. منتبذ زرع القلب عنق الرحم باستخدام صفعة غير خياطة في الفئران وقد أنشئت بشكل جيد وتعتبر أقل تطلبا من الناحية الفنية من منتبذ البطن زرع الاوعية الدموية الدقيقة في القلب. 19 وفي الواقع، لقد تم تطبيق تقنية صفعة في عدة نماذج زرع الحيوانية الأخرى. 37-44 منتبذ وقدم زرع القصية في الفئران في عام 1999 من قبل سانتياغو آخرون كطريقة بديلة لدراسة أوعية دموية زرع نخاع العظام. 1 انهم كانوا قادرين على إظهار الخيمرية المدى الطويل الطرفية، والتسامح، والبقاء على قيد الحياة بعد وقف كبت المناعة في اليوم التالي للجراحة 30. 1 بوزكورت وآخرون وضعت في وقت لاحق نموذج الفئران في عام 2013 لدمج الغدة الصعترية والمدى الكامل للجزء osteomyocutaneous من جدار الصدر. وتجدر الإشارة، مع ذلك، أن هذا النموذج يختلف عن نموذج لدينا في جوانب متعددة. ويشمل ذلك: (1) نموذجهم يجري يخلو من أي مادة صلبةأجهزة، (2) التي أنجزت في الفئران باستخدام تقنيات المجهرية التقليدية، (3) ربط الأوعية الصدرية الداخلية أثناء الحصاد المانحة، (4) تنفيذ من جانب واحد، عنيق واحد عن طريق الشريان السباتي المشترك والوريد الوداجي الخارجي، و (5 ) زرع للالمزروع في المنطقة الأربية. 2 ومع ذلك، كان نموذجهم قادرة على إثبات أن الغدة الصعترية من المانحين أصل تلعب دورا هاما ليس فقط لالخيمرية زيادة ولكن أيضا لصيانة الخيمرية بالمقارنة مع عظم أوعية دموية نخاع زرع وحده. 2 وقد أظهرت نماذج الخنازير لاحقة من شارك في زرع الغدة الصعترية والقلب لها تأثير متفوقة على البقاء على قيد الحياة المزروع في القلب. 10،11 مزايا كل النماذج الحيوانية، ولكن عدم وجود ميكانيكي الدراسات المجراة المتصة جنبا إلى جنب الجهاز الصلبة، والغدة الصعترية، وأوعية دموية دفعت زرع الطعم الخيفي مركب مجموعتنا لتصميم هذا النموذج.

التجربة السابقةecuting هذا النموذج رواية عرضت بعض الدروس التي تتطلب فريقنا لإقامة التعديلات من أجل تحقيق بقاء الحيوان أفضل. وقد حاول هذا النموذج مع مشغل واحد، والتي لفترات طويلة في نهاية المطاف الوقت المنطوق والتخدير إلى أكثر من 4/3 ساعة، وكذلك لفترة طويلة وقت نقص التروية الباردة. أن الحيوانات لا يستيقظ بعد إنهاء الإجراء. تنفيذ نهج الفريقين خفض مجموع الوقت المنطوق والتخدير إلى 90 دقيقة. ينعكس هذا في 60 دقيقة الوقت التخدير من الفأرة المتلقي، و0-10 دقيقة المزروع الوقت نقص التروية الباردة. خلال المزروع ضخه، الفأر هو عرضة للنزف، والتي يمكن أن تحد بقاء في فوري شبه المنطوق. ونحن ندعو تفتيش دقيق من الجسم الحي المزروع السابق للمصادر المحتملة للنزيف، وكذلك الافراج عن لطيف من المشبك البلدغ الاوعية الدموية الدقيقة أثناء المزروع ضخه. عن طريق وضع المزروع في موقف يعكس أنه من الأسهل لتحديد مواقع محددة لنزيف. وعلاوة على ذلك، وهذا الموقف الكسب غير المشروع أقحم يعزز يكمن معظم مريح للسفن يقلل من خطر سفينة مجعد. وأخيرا، مع ساعة 48 الأولى من الانتعاش، والحق نطاق الطرف العلوي الماوس المستلم من صاحب الاقتراح أن أعاق فيما يتعلق تسلق القفص للحصول على الغذاء والماء. ولذلك، فإننا نوصي وضع الجيلاتين المصادر الغذائية على طول القفص لتسهيل الحصة الغذائية. عادة بعد يوم بعد العملية الجراحية 3، يتم إرجاع مجموعة كاملة من الحركة داخل الطرف العلوي الأيمن.

على الرغم من أن هناك حدودا لهذا النموذج، والتي تشمل الحاجة إلى المهارات التقنية في المجهرية، وتوافر اثنين المجاهر في وقت واحد، واشتراط وجود نهج الفريقين، فقد ومع ذلك ثبت أن تكون نهجا ناجحا لإجراء دراسات مناعية الآلية المتعلقة جنبا إلى جنب الجهاز الصلبة وزرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية. في تطبيقها على نطاق أوسع قد يزيد من المساهمة في تطوير الرواية إمانبروتوكولات osuppressive، والميكانيكا دراسة الرفض الحاد والمزمن، وتنفيذ الاستراتيجيات الممكنة للحث والحفاظ الخيمرية، وإطالة أمد بقاء المزروع.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Euro-Collins Solution The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.
Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
Suture Ethilon MWI 72667 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Polyimide Cuff Vein (21G) Vention Medical 141-0043 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Polyimide Cuff Artery (24G) Vention Medical 141-0027 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Soft plastic tip catheter Terumo SR*OX2419CA 24G x 3/4" 
Microsurgical dilator S&T D-5a.1 Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19, (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57, (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56, (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115, (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75, (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32, (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11, (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81, (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103, (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4, (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355, (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27, (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32, (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53, (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104, (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73, (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22, (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2, (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5, (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16, (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20, (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26, (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51, (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64, (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346, (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90, (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4, (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86, (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27, (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198 (2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8, (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133, (2), 133e (2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129, (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022 (2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93, (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11, (1), 571-577 (1979).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics