Farelerde A Novel Mikrocerrahi Heterotopik Modeli, En Bloku Göğüs Duvarı, Thymus ve Kalp Nakli

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Oh, B., Furtmüller, G. J., Sosin, M., Fryer, M. L., Gottlieb, L. J., Christy, M. R., Brandacher, G., Dorafshar, A. H. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (107), e53442, doi:10.3791/53442 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Tüm operatif prosedürler Johns Hopkins Üniversitesi'nde ve ABD Tarım Bakanlığı ve Halk Sağlığı Servisi gereklerine uygun olarak tamamlanmıştır. Bu protokol Johns Hopkins Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi izler, kurumsal inceleme kurulu (protokol numarası M013M490) yönergeleri onayladı. Nihai sağkalım verileri aşağıda açıklanan cerrahi prosedürler için kaydedildi. Hem verici hem alıcı hayvanlar 0.1 mg buprenorfin kullanılarak rüçhan anestezisi / kg sc bir saat önce cerrahi ve alıcı hayvan buprenorfinin nakli sonrasında aynı dozda uygulanan yeniden ilk 48 saat içinde gerektiğinde yeniden dozlanır ameliyat sonrası.

1. Donör Allogreft Kurtarma

Not: Alıcı anestezi süresini en aza indirmek için erken alıcı nakli daha nakli 40 dakika donör bölümünü başlayın ve eşzamanlı bitiş saati veya biraz kulak kolaylaştırmak içinAlıcı hazırlık karşı lier bitiş zamanı.

  1. Prosedür standart steril mikrocerrahi aletleri ve steril eldiven kullanın. Laboratuvarımız mikrocerrahi aletleri otoklav sterilizasyon kullanır.
  2. % 4 izofluran indüksiyon buharlaştırıcı kullanılarak donör fare (erkek) anestezisi. Kullanımı atravmatik mekanik makası servikal, torasik saç ve karın bölgesini kaldırın. Yatar pozisyonda hayvan yerleştirin ve bir burun konisi ile% 1-2 üzerinde izofluran korumak. Periyodik ayak tutam çekilme refleksi değerlendirerek işlem boyunca yeterli anestezi sağlayın.
  3. Cilt kesisi öncesinde, yaygın steril pamuklu çubuk kullanarak izopropil alkol ardından antiseptik povidon iyot uygulayarak operatif hazırlar.
  4. Servikal ve karın derisi boyunca makas ile yüzeysel enine cilt kesisi ile başlayın. Bilateral orta aksiler çizgisinde her iki kesiler bağlayın.
  5. Mikrocerrahi forseps kullanarak6-0 ipek sütür ve makasla eksternal juguler venler, tespit bağlanır ve bölmek için bilateral servikal bölgeyi incelemek. Sonra kullanarak elektrokoter bilateral internal juguler venler ve karotis arterler maruz sternokleidomastoid kasları bölün. Sol taraflı ve toplu bir şekilde karotis ve internal juguler venler sağ taraflı altında 6-0 ipek sütür geçirin.
    NOT: Bunlar bağladılar ve Adım 1.9 daha sonra bölünecektir.
  6. Keskin, servikal bölgede kalan ekleri ücretsiz makas kullanarak, trakea anterior bulunan kayış kasları ve ilişkili gevşek areolar dokuyu, bölün.
  7. Bipolar elektrokoter ve keskin diseksiyon kullanarak, subklavian damarları ve Arter (6-0 ipek dikiş) ortaya çıkarmak ve proksimale bölmek için pektoralis majör kas ve clavicles bölün.
  8. Sonra, yavaşça, kavramak ve hayvanın penisi çekme. Penisin sırtında boyunca penisin dorsal ven görselleştirmek ve dezenfekteizopropil alkol ile bölge. 30 G iğne kullanarak, intravenöz dorsal ven yoluyla heparin 30.000 adet enjekte ve penis tekrar eski konumuna geri tepme için izin verir. Çevre dokuya heparin solüsyonu kısmi akabilir.
  9. Karotis ve internal juguler ven etrafında önceden yerleştirilen dökme bağları kullanarak, bilateral, bağlanır ve yapıları bölün.
  10. Sonraki kullanım makas enine intraabdominal kesi yapmak için. Infrahepatic inferior vena kava ortaya çıkarmak ve infrahepatic inferior vena kava içine soğuk Euro-Collins kardiyopleji solüsyonuna 2 ml enjekte etmek için bağırsakları eviscerate. Önce aşağıdaki adıma ilerleyen karaciğer renk değişikliği ve kalp atışı durması görselleştirerek uygun enjeksiyon sağlayın.
    NOT: Euro-Collins çözümü, laboratuvarımızda hazırlanan özel reaktifler ve araçların tabloya bakınız edilir.
  11. Kullanımı makas ikili diaph üzerinden intratorasik boşluğu erişmekmaruz karından kesi ragmatic. Interkostal kaslar ve kaburga ile sefalad kesi uzatın. Aynı anda göğüs duvarı boyunca internal torasik damarların korunmasını sağlarken kalp, timus ve büyük damarları açığa göğüs duvarı düşünün.
  12. Soğuk Euro-Collins kardiyopleji solüsyonuna 4 ml suprahepatik inferior vena kava enjekte edilir.
  13. Aort kökü tespit ve inen aort distal iz. Keskin azalan aorta (maksimal uzunluğu koruyarak) kesti.
  14. Pulmoner gövde belirlemek ve (maksimal uzunluğu koruyarak) şube noktasına sadece yakın bölün. Sonra soğuk Euro-Collins kardiyopleji solüsyonuna 2 ml kullanılarak, akciğer gövde lümenine bir yumuşak plastik uç kateter yerleştirerek pulmoner gövde ve kalp yıkayın.
  15. 6-0 ipek sütür, ligate kullanarak ve pulmoner venlerin izdiham inferior vena kava bölmek ve bilateral superior vena kava aksesuar dalları. Sonra yükseltmesineve hava yolunu girmek için özenle ana kök bronşlarda ve trakea boyunca ekleri kalp sefalad teşrih. Keskin ve bipolar elektrokoter kullanılarak göğüs duvarı, timus ve kalp tamamen donör fare onu kurtarmanın incelemek.
  16. Son olarak, sternum ve yanal costadan boyunca, makas kullanılarak, daha küçük boyuta allogreft göğüs duvarı ex vivo süs özenle internal torasik damarlar (Şekil 1A) bozmak için değil. Revaskülarizasyon aşağıdaki kanamayı en aza indirmek için, osteomusculocutaneous sternum sınırları boyunca bipolar elektrokoterizasyonunun kullanın.
  17. Alıcı içerlek hazır değilse Euro-Collins solüsyonu soğuk (4 o Celcius) 10 ml allogreft yerleştirin. Alıcı içerlek için hazır olup olmadığını ancak, düz alıcı ameliyat alanına allogreft aktarın.

2. Alıcı Hazırlık

Not: Alıcı anestezi süresini en aza indirmek için,Ayrı bir ameliyat istasyonunda önceki donör allogreft hasat tamamlanması yaklaşık 40 dakika alıcı hazırlık başlar.

  1. Standart steril mikrocerrahi aletleri ve prosedür için steril eldiven ayrı bir kümesi kullanın.
  2. % 4 izofluran indüksiyon buharlaştırıcı kullanılarak (erkek veya kadın) alıcı fare anestezisi. Atravmatik mekanik makası kullanarak doğru servikal ve torasik bölgeden saç kaldırmak.
  3. Yatar pozisyona ve açı sağ üst ekstremite hafifçe inferiora baş ve sağ üst ekstremite arasındaki 110 derecelik açı oluşturarak fare yerleştirin. Bir burun konisi ile% 1-2 izofluran üzerinde anestezi koruyun.
  4. Bir pamuk uçlu aplikatör kullanarak fare gözleri petrol oftalmik merhem yerleştirin. Cilt kesisi öncesinde yaygın izopropil alkol ardından antiseptik povidon iyot kullanarak ameliyat sitesi hazırlamak.
  5. Makas kullanarak, sağ alt bor boyunca orta hattan bir cilt kesi yapmakMandibula der ve sağ göğüs bölgesine infero-lateral kesi uzatmak. Mikrovasküler forseps ile künt diseksiyon kullanarak, yumuşak doku ve adventisyanın gelen çevresel serbest geminin dış juguler ven seferber. Elektrokoter kullanarak tüm şubeleri bölün ve allogreft için boş alan keskin diseksiyon ve elektrokoter kullanılarak submandibular bezin sağ lobunu çıkarın.
  6. Bir manşet üzerine tersine çevrilmesi için eksternal juguler venin yeterli uzunluğa sahip ve 6-0 ipek sütür kullanılarak damar dış şahdamarını Arter. Bir hazır kesilmiş polimid manşet lümen yoluyla damarını yerleştirin ve yerine gemi-kaf kompleksi düzeltmek için bir buldog mikrovasküler kelepçe kullanın. Sonra proksimale evert manşet üzerine, eksternal juguler ven bölmek ve 10-0 naylon sütür ile yerde düzeltmek, makas kullanılarak. (Şekil 1B)
  7. Karotis arter ortaya çıkarmak için bipolar elektrokoter ile sağ sternokleidomastoid kas bölün. Çevresel mafyaServikal bölgedeki uzak noktaya en sefalad arter ilize. Bu yumuşak doku ve çevresindeki adventisya kaldırmak için forseps ile kabın künt diseksiyon kullanılarak gerçekleştirilir.
  8. 6-0 ipek sütür, ligate kullanarak ve karotis arter bölün. Bir hazır kesilmiş polimid manşet lümen yoluyla arter geçirin ve mümkün olduğunca göğüs girişine yakın bir bulldog mikrovasküler kelepçe ile yerine sabitleyin. Hafifçe evert manşet üzerine, bir mikrocerrahi dilatörü kullanarak gemiyi dilate, distale gemi bölün ve 10-0 naylon sütür ile yerde sabitleyin. (Şekil 1B)
    NOT: Belirli bir mikrocerrahi dilatör özel reaktifler ve araçların tabloda açıklanmaktadır.

3. Allogreft Ankastre

  1. Bir baş aşağı ve eğik pozisyonda alıcı servikal bölgede allogreft yerleştirmek için standart steril enstrümantasyon ve steril eldiven koruyun.
  2. Daha sonra, verici inen AOR yerAlıcının arteriyel manşet yapısının üzerinde tik lümen ve 10-0 naylon sütür (Şekil 1C ve 1D) ile yerine onu bunu düzeltin.
  3. Donör pulmoner arter ve alıcı fare (Şekil 1C ve 1D) everte eksternal juguler ven-kaf yapı arasındaki adım 3.2 ile aynı anastomoz moda.
  4. İlk venöz mikrovasküler kelepçesini (eksternal juguler ven kelepçe) kaldırmak ve daha sonra arteriyel kelepçesini (karotis arter kelepçesi) bırakın. Arteriyel reperfüzyon sırasında, herhangi bir kanama ele allogreftin bütününü kontrol edin. Kanama görüntülenmiştir ise, kan kaybını en aza indirmek ve bipolar elektrokoter kullanılarak kanama kaynağını azaltmak için arteriyel kelepçesini yeniden uygulayın.
  5. Greft kontrol edin ve hemostaz sağlamak. Bırakın ve tamamen arter mikrovasküler kelepçesini çıkarın. Kalp boşluklarının hızlı hacim genişlemesi ile anında görülecektir reperfüzyon belirtileri göstermeye kalbi gözlemleyin, ve b bekleyin0.5-1 dakika içinde başlayacak yeme. Kalbi nemlendirmek için ılık tuzlu su (35 ° C) kullanın.
  6. Anastomozlar üzerinde herhangi bir dolaşması ya da tansiyonu teşvik etmeyecek şekilde anatomik pozisyona göğüs duvarı örtün. 6-0, sürekli naylon dikiş (Şekil 1E) kullanılarak cerrahi yaranın cilt kapatın.

4. Ameliyat Sonrası Bakım

  1. Sıvı replasmanı için hemen ameliyat sonrası bir 0.3 ml normal tuzlu su intraperitoneal sıvı bolus yönetin.
  2. Daha sonra deri altından, sırasıyla, ağrı ve enfeksiyon profilaksisi için buprenorfin (0.1 mg / kg) ve enrofloksasin (5 mg / kg) enjekte edilir.
  3. Anestezi uyanan kadar bir ısı lambası altında hayvan yerleştirin ve sternum yatma dönün. Kurtarma sırasında, yeterli allogreft perfüzyon sağlanması allogreftin fibrilasyon kalp görselleştirmek için boyun inceleyin.
  4. Bir kez uyanık ve yatar pozisyonda, diğer farelerin şirket olmadan ayrı bir kafes (fare iade) O yiyecek ve su ad libitum alabilirsiniz nerede. Sağ üst ekstremite geçici minör kısıtlayıcı harekete, kafesin katta bir jelatin gıda kaynağı bırakın.
  5. Ameliyat sonrası 1 saat alıcı fare gözlemleyin ve daha sonra gıda ve su ad libitum alabilir ve aktivite ve beslenme alımı için ilk 24 saat günde üç kez denetlenir kafes tesisine iade edin. İlk 72 saat için gereken günde iki defa deri altından ağrı ve sıkıntı ve buprenorfin (0.1 mg / kg) ile yeniden dozunun belirtileri için fareler izleyin. Daha sonra günlük hayvanları inceler ve her hafta onları tartın.
  6. Herhangi fareler ağrı, sıkıntı belirtileri gösterir, ve yem tüketiminde azalma ise bir veteriner personel ile danışın. Erken ötenazi düşünün (protokolde ötanazi tekniği sonra servikal dislokasyon yapılmıştır, 7 dakika boyunca CO2 aşırı doz kullanmaktadır).
  7. Allogreft kalp atışının durması s olmak için fareyi isteyen belirli bir son nokta olarak tanımlanıracrificed.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Singenik C57BL / 6 nakli uzun süreli yaşam elde etti. Allogreft (Şekil 1) tasarım bir hayvan hayatta kalma perspektifi ve sürekli allogreft hayatta değerlendirmek yeteneği başarılı olduğunu kanıtladı. Bu canlı, aktif devam eden allogreft saç büyümesini kalan örten deri yoluyla gösterilmiştir ve kalp atışları görselleştirme ve parmak palpasyonla değerlendirilecek başardık. Hayatta kalma verileri, ayni atadan gelme nakledilen farelerde, Şekil 2'de gösterilmiştir. Ortalama yaşam süresi daha uzun 109 gün oldu. Sağkalım verilerine dayanarak, bu nakledilen allogreftin teknik yönü, göğüs duvarı, timus ve kalbin tamamını serpmek için tasarlanmış olduğunu anlaması için makul olduğunu. Ayrıca, uzun vadeli hayatta kalmak için singenik hayvanların yeteneği daha bu fare modeli sadece mümkün ama çoğaltılmış olabilir destekler. Bu proof-of-concept blok göğüs duvarı, timus ve kalp nakli tr th doğrularE fare modeli solid organ ve vaskülarize kompozit allotransplantasyon ve ototransplantasyon kombine çalışmak için.

figür 1
1. Ameliyat sırasında fotoğraf Şekil. (A) göğüs duvarı, timus ve kalp allogreft başarıyla kurtarıldı kesilmiş ve arka yüzünden ex vivo görüntülenmiştir. Bilateral internal torasik damarlar. (B) alıcı eksternal juguler ven (ok) ve karotis arter (ok başı) vasküler anastomoz için hazırlık poliimid manşetler üzerinden sabit dışa çekik bulunmaktadır. Korunur (C) Allogreft vasküler anastomozlar tamamlanır. Ok donör pulmoner arter ve alıcı dış juguler ven arasındaki anastomoz gösterir. Ok donör inen aort ile alıcı karotis arter arasındaki anastomoz gösterir. Yıldız timus tanımlayan ve yansıyan göğüs duvarı overl görüntülenmiştirtimus ying. (d) daha yüksek büyütme mikrovasküler-kaf anastomoz gösterir. (e) Tam allogreft içerlek. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Şekil 2,
Şekil 2. Tu blok göğüs duvarı, timus ve kalp allogreft sağkalım tr Singeneik C57BL / 6 farelerinde blok göğüs duvarı, timus ve kalp allotransplant Kaplan-Meier sağkalım eğrileri (n = 3;., Ortalama sağkalım süresi oldu fazla 109 gün). Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dahil allotransplantasyon, immunolojik soruşturma içine faktör ama akut ve kronik rejeksiyon, doğrudan ve dolaylı antijen sunumu, alıcı duyarlılık ya da karışık kimerizmin indüksiyon mekanizmaları bunlarla sınırlı değildir fenomen çok sayıda bulunmaktadır. 19 hayvan modelleri haline gelmiştir transplant immünolojinin çalışma için altın standardı ve fare modelleri halk nedeniyle düşük bağıl veterinerlik ve konut taleplerini azalma maliyet transjenik ve gen knockout farelerde mevcudiyeti, ticari olarak temin edilebilir monoklonal antikorlar, ve çoğaltma kolaylığı için uygulanmaktadır. Bugüne kadar, çok sayıda kalp nakli modelleri solid organ nakli çalışma dizayn edilmiştir. 19,22-27 Aynı şekilde, fare modellerinin bir bolluk vaskülarize kompozit allotransplantasyon ve ototransplantasyon çalışma geliştirilmiştir. 28 Bununla birlikte, kombine bir katı organ ve vaskülarize kompozit allotransplantasyon çalışma limitli,ve teknikler henüz farelerde kurulacak oylandı. Burada sunulan en blok göğüs duvarı, timus ve kalp nakli fare modeli efektleri ve kombine katı organ ve vaskülarize kompozit allotransplantasyon immünolojik mekanizmaları incelemek için güvenilir ve tekrarlanabilir bir araçtır.

Ayrıca nakli alanını ilerletmek için, yeni tedavi yöntemleri sayesinde allogreft sağkalım ve immünsüpresyonun minimize uzatan vaadi takip edilmelidir. Bu tür bir yaklaşım, bazı durumlarda kimerizmi kalıcı olmasa bile, bağışıklığın içermeyen donör spesifik bir toleransa neden olabilir Hematololoji (alıcı verici hematopoietik hücrelerin kısmi bir nakil), indüksiyonu geçer. 29,30 kemik iliği nakli / solid organ 31 veya vaskülarize kompozit allotransplanation 32,33 ile eşleştirilmiş transplantasyon önemli bir sorun poz geniş önkoşullanma gerektirir. Vaskülarize kemik iliği, birBir vaskülarize kompozit allogreft yapının s bölümü, bu sorunu aşmak olabilir. Vaskülerize kemik iliği transplantasyonu korunmuş donör mikro-içinde donör kemik iliği hücrelerinin kesintisiz transferini sağlar ve tolerans ve immünosupresyon gereksinimleri azaltılması indüksiyonu tek başına selüler kemik iliği nakli daha üstün olarak kabul edilir. 34-36 Ayrıca, birleşme vaskülarize kemik iliği transplantasyonu ile timus dokusunun sonuçta indüksiyon ve kimerizmin bakım destekleyici bir rol oynayan donör kökenli T-hücresi kimerizmi artırmak için gösterilmiştir. kavramsallaştırma temeli olan allogreft hayatta kalma süresinin uzatılması ve immünosupresyonu en aza indirmek 2,9 yukarıda belirtilen stratejiler Kombine solid organ, timus ve vaskülarize kompozit allogreft fare modeli.

Blok göğüs duvarı, timus ve kalp nakli tr heterotopik birden bir birleşmesi onun, tarihsel hayvan modelleri. Farelerde olmayan bir dikiş manşetini kullanan heterotopik servikal kalp nakli iyi kurulmuş ve heterotopik karın mikrovasküler kalp nakli daha az teknik olarak zor olarak kabul edilmiştir. 19 Aslında, manşet tekniği birden diğer hayvan nakli modellerinde uygulamaya konmuştur. 37-44 heterotopik sıçanlarda sternum transplantasyon Santiago ve arkadaşları tarafından 1999 yılında tanıtıldı. vaskülarize kemik iliği nakli incelemek için alternatif bir yöntem olarak. 1 Onlar postoperatif günde immünosupresyonun kesilmesini takiben uzun vadeli çevresel kimerizmi, hoşgörü ve hayatta kalma göstermek başardık 30. 1 Bozkurt ve diğ., daha sonra timus ve göğüs duvarının osteomyocutaneous kısmının tam ölçüde dahil etmek 2013 yılında bir fare modeli geliştirmiştir. Bu model, birçok alanında eden modelinden farklı olduğu, ancak, not edilmelidir. Bunlar: (1) onların modeli herhangi bir katı yoksun olmaorganları, (2), geleneksel mikrocerrahi teknikler kullanılarak sıçanlarda tamamlandı, (3) donör hasat sırasında internal torasik gemilerin bağlanması, (4) karotis ve dış juguler ven ve üzeri tek taraflı, tek pedikül uygulanması (5 kasık bölgeye allogreft) nakli. 2 Bununla birlikte, onların modeli tek başına vaskülarize kemik iliği transplantasyonu ile karşılaştırıldığında donör kökenli timüs kimerizmi artırımı için değil, aynı zamanda kimerizmi bakım için değil, sadece önemli bir rol oynadığını göstermek mümkün oldu. 2 timus ve kalbin birlikte transplantasyonun sonradan domuz modelleri. Her hayvan modellerinde 10,11 avantajları kalp allogreft sağkalım üzerinde üstün bir etki göstermiştir, ancak in vivo çalışmalar mekanik eksikliği kombine solid organ, timus ve vaskülarize ilgili Kompozit allotransplantasyon Bu modeli tasarlamak için grubumuza istenir.

Deneyim exBu yeni modelin ecuting iyi hayvan sağkalım elde etmek için değişiklikler enstitü ekibimiz gerektiren bazı dersler sergiledi. Bu model sonuçta 3-4 saat üzerinde ve aynı zamanda uzun süreli soğuk iskemi süresi ameliyat ve anestezi süresini uzun bir operatör ile denendi. Hayvanlar prosedürün sona ermesini takiben uyanık olmaz. İki ekip yaklaşımı uygulanması 90 dakika toplam ameliyat ve anestezi süresini kesti. Bu 60 alıcı fare dk anestezi süresi ve 0-10 dk allogreft soğuk iskemi süresi yansıtıyordu. Allogreft reperfüzyon sırasında, fare anında peri-operatif kendi beka sınırlayabilir kanama, duyarlıdır. Biz kanama potansiyel kaynakları allogreft ex vivo titiz muayene yanı sıra, allogreft reperfüzyon sırasında bulldog mikrovasküler kelepçe nazik serbest bırakılmasını savunuyoruz. Bir yansıyan pozisyonda allogreft yerleştirerek o özel siteleri belirlemek daha kolaydırkanama. Üstelik, bu aşı ilave pozisyon gemilerin en ergonomik yatıyordu damar kink riskini en aza indirir teşvik eder. Son olarak, iyileşmenin ilk 48 saat ile, hareket alıcı farenin sağ üst ekstremite aralığı yiyecek ve su elde etmek için kafes tırmanma açısından engellenmiş olabilir. Bu nedenle, biz besin alımını kolaylaştırmak için kafes boyunca jelatin beslenme kaynaklarının yerleştirilmesini tavsiye ederiz. Genellikle günde 3 ile tam hareket aralığı sağ üst ekstremite içinde iade edilir.

Mikrocerrahi teknik beceri ihtiyacı, iki eşzamanlı mikroskoplar kullanılabilirliğini ve iki ekip yaklaşımı şartı içeren bu modele sınırlamalar olsa da, yine de ilgili mekanistik immünolojik çalışmalar yapmak, başarılı bir yaklaşım olduğu gösterilmiştir Kombine solid organ ve vaskülarize kompozit allotransplantasyon. Onun geniş uygulama daha yeni Immun geliştirilmesine katkıda bulunacaktırosuppressive protokoller, akut ve kronik reddinin okuyan mekaniği ve potansiyel stratejilerin uygulanması teşvik ve kimerizmi sürdürmek ve allogreft hayatta uzatmak.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Euro-Collins Solution The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.
Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
Suture Ethilon MWI 72667 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Polyimide Cuff Vein (21G) Vention Medical 141-0043 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Polyimide Cuff Artery (24G) Vention Medical 141-0027 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Soft plastic tip catheter Terumo SR*OX2419CA 24G x 3/4" 
Microsurgical dilator S&T D-5a.1 Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19, (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57, (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56, (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115, (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75, (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32, (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11, (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81, (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103, (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4, (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355, (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27, (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32, (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53, (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104, (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73, (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22, (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2, (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5, (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16, (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20, (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26, (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51, (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64, (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346, (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90, (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4, (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86, (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27, (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198 (2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8, (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133, (2), 133e (2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129, (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022 (2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93, (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11, (1), 571-577 (1979).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics