Estudar a Organização supramolecular de fotossintéticas membranas dentro de tecidos foliares Freeze-fraturados por Cryo-Microscopia Eletrônica de Varredura

Biology

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Charuvi, D., Nevo, R., Kaplan-Ashiri, I., Shimoni, E., Reich, Z. Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (112), e54066, doi:10.3791/54066 (2016).

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Abstract

microscopia eletrônica de crio-varredura (MEV) das amostras fraturou-congelamento permite investigação de estruturas biológicas em condições nativas próximas. Aqui, descrevemos uma técnica para estudar a organização supramolecular de fotossintéticos membranas (tilacói) dentro de amostras de folhas. Isto é conseguido através de congelamento de alta pressão de tecidos foliares, congelar-fractura, o revestimento de camada dupla e, finalmente, imagiologia Cryo-SEM. A utilização do método de revestimento de camada dupla permite que a aquisição de ampliação elevada (>) 100,000X imagens com danos feixe mínima para as amostras congeladas-hidratado, bem como efeitos de carregamento mínimo. Utilizando os procedimentos descritos investigamos as alterações na distribuição supramolecular de complexos fotossistema e proteína antena luz-colheita que ocorrem durante a desidratação da planta ressurreição Craterostigma pumilum, in situ.

Introduction

fotossíntese aeróbica, originários de cianobactérias antiga, foi herdada por algas e as plantas terrestres por eventos endosymbiotic que levaram ao desenvolvimento da organela cloroplasto. Em todos os fototróficas oxigênicos modernos, fotossintética de transporte de elétrons ea geração de força motriz protónica e poder redutor são realizadas dentro de vesículas saco-como achatadas denominadas membranas 'tilacói'. Estas membranas abrigar os complexos de proteínas que realizam as reações luz-driven de fotossíntese e fornecem um meio para a transdução de energia. Os tilacóides de plantas e (alguns) algas são diferenciados em dois domínios morfológicas distintas: regiões da membrana firmemente apresso chamados «grana» e membranas não empilhados que interligam a grana, chamados 'estroma lamelas «1. Foram realizados vários estudos de fractura por congelação de plantas e tilacóides de algas, começando no início de 1970. Quando fraturou-congelantes, membranasdividido ao longo do seu núcleo hidrofóbico 2, gerando uma face exoplasmic (EF) e uma cara de protoplasma (PF), dependendo do compartimento celular onde as fronteiras meia-membrana, como originalmente inventado por Branton et ai. ., em 1975 3 Plant and thylakoids algas têm quatro diferentes faces da fratura: FE, EFU, PFs e UFP, com 's' e que denotam e regiões 'U' 'empilhados' 'unstacked' de membrana, respectivamente. Os complexos de proteína da membrana, que não são divididos ou partidos, têm a tendência de permanecer tanto com a E ou P lado da membrana. As observações iniciais de que as diferentes faces de fratura dos tilacóides contêm partículas de diferentes tamanhos e densidades de 4, e as numerosas investigações que se seguiram, levou à identificação e correlação entre as partículas observadas e os complexos de proteína de membrana que realizam as reações luz 5-13 (ver também analisa 14,15).

freexperimentos Eze-fratura de tilacóides são normalmente realizados em preparações de cloroplastos ou tilacóides isolados (mas veja 16,17), correndo o risco de qualquer alteração na organização estrutural e / ou supramolecular que podem ocorrer durante o processo de isolamento. Seguindo fractura, réplicas são preparados por evaporação de platina / carbono (Pt / C), seguida por uma camada espessa de carbono (C), e, finalmente, a digestão do material biológico 18. Réplicas são visualizados por microscopia eletrônica de transmissão (TEM). A técnica de congelamento e fratura-replica tradicional continua a servir como uma importante ferramenta para o estudo da organização supramolecular das membranas fotossintéticas e sua adaptação a diferentes, por exemplo., Luz, condições 19-23.

Em nosso estudo recente da planta de ressurreição homoiochlorophyllous Craterostigma pumilum 24, que teve como objetivo investigar as mudanças na organização supramolecular omembranas de f tilacói, bem como na organização celular em geral, durante a desidratação e reidratação. A singularidade da espécie ressuscitados homoiochlorophyllous é que eles são capazes de sobreviver em condições de dessecação nos seus tecidos vegetativos (folhas), mantendo a sua aparelho fotossintético. Uma vez que a água está disponível, essas plantas se recuperar e retomar a atividade fotossintética dentro de horas a poucos dias 25. Para este estudo, EM crio-varredura (MEV) de imagem de amostras de folhas fraturou-congelamento foi combinado com a alta pressão de zero por amostra crio-imobilização. Estes procedimentos fornecem um meio de visualizar amostras biológicas frozen-hidratado em um estado perto de seu estado nativo 26. Um dos principais benefícios é que as amostras são examinadas logo após congelação-fractura e revestimento sem etapas sucessivas. Isto é particularmente relevante para a investigação de plantas em diferentes teores de água relativo (RWC), como seu estado de hidratação é mantido durante a preparação. Comosempre, uma desvantagem crítica é que as amostras congeladas-hidratado podem sofrer danos durante o feixe de imagem, especialmente quando digitalizada a elevadas ampliações, necessários para a medição exacta da dimensão dos complexos fotossintéticos. Para superar este problema, um método chamado de "revestimento de camada dupla" (DLC) 27,28 combinados foram utilizados com as condições específicas de imagens crio-SEM. Estes resultaram em amostras que são significativamente menos sensível-beam e permitiu a elucidação de informações valiosas sobre a organização supramolecular proteína fotossintética e outros constituintes celulares da planta ressurreição C. pumilum em grandes ampliações in situ.

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Protocol

1. Cryo-fixação da folha de tecidos através do congelamento de alta pressão

Nota: Esta seção descreve como realizar o congelamento de alta pressão de tecidos foliares para uma experiência de congelação-fractura. Para considerações relacionadas com amostras de plantas ver 29. Isto pode ser adaptada para outros tipos de tecidos ou amostras com algumas modificações.

  1. Usando o canto de uma lâmina de barbear, riscar o fundo da cavidade de 0,1 mM de um plaquetas de alumínio de 0,1 / 0,2 mm (Figura 1). Prepare pelo menos uma dúzia de plaquetas (6 amostras). Tome cuidado para não criar marcas de faca na circunferência do disco.
    1. Depois de coçar, lavar discos em etanol absoluto, deixe-os secar e se manter em um prato limpo.
  2. Prepara-se o congelamento máquina de alta pressão de acordo com as instruções do fabricante. Encher a câmara de álcool da máquina de congelação de alta pressão com isopropanol.
  3. Prepare uma infiltratio assistida por vácuo caseiroN dispositivo para substituir o gás encontrada no tecido das folhas com o líquido.
    1. Firmemente ligar uma ponta de pipeta de 200 uL para a extremidade de uma seringa de 10 ml. Cortar ~ 1 cm da ponta. Fazer um furo na tampa de um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL para encaixar firmemente a ponta de corte. Vácuo pode ser criado no interior do tubo, puxando o êmbolo da seringa.
  4. Corte um pequeno pedaço de folha da planta utilizando uma lâmina de barbear com uma pinça e colocar a folha interior de um tubo de microcentrífuga de meio-cheio com 1-hexadeceno. Infiltrar nos espaços intercelulares da folha com o líquido, puxando suavemente o êmbolo para criar vácuo, segure por cerca de 30 segundos e, em seguida, solte lentamente o êmbolo.
  5. Remova o pedaço de folha a partir do tubo, usando uma pinça. Apare a folha com uma lâmina de barbear no caso, é mais espessa do que 0,2 mm e cortar um pequeno pedaço que se encaixam em uma das plaquetas.
  6. Coloque uma plaqueta limpo com o lado arranhada no suporte da máquina de congelação e, em seguida, colocar o pedaço cortado de leAF no plaquetas. Preencher o espaço restante em torno da folha com 1-hexadeceno. Feche o sanduíche utilizando outro plaquetas, com os riscos que enfrentam a folha.
  7. Feche e aperte o titular e inseri-lo na câmara da máquina. Em seguida, pressione o botão 'Jet' para congelar (~ 2.100 bares para 300-500 ms), e rapidamente transferir o titular em nitrogênio líquido. Remova cuidadosamente o sanduíche congelado do suporte usando uma pinça pré-refrigerado, tomando cuidado para não fraturar o sanduíche.
    Nota: Fechado sanduíches de gelados pode ser congelada imediatamente fracturado ou mantidos em azoto líquido para posterior utilização. Use roupas de proteção e óculos de segurança ao manusear nitrogênio líquido.

2. Freeze-fratura e dupla camada de revestimento 27,28

  1. Prepara-se o aparelho fractura de congelação para uso, incluindo ambas as armas para a evaporação de platina / carbono (Pt / C) e de carbono, de acordo com as instruções do fabricante. Coloque a arma de Pt / C a 45 graus umND a arma de carbono a 90 graus.
    1. Pré-programa um sistema de revestimento de uma camada de 2 nm de Pt / C (taxa de revestimento 0,02-0,04 nm / seg) e uma camada de 6 nm de carbono (em ~ 0,1 nm / seg).
      1. Entre na configuração na tela da máquina de congelação-fractura. Selecione um número de usuário, onde o esquema de revestimento será salvo.
      2. Escolha Pt / C para 'Camada 1'. Seleccionar um período de tempo, por ex., 5 min (a exceder o tempo necessário necessário para completar o revestimento). Use as setas para cima-para baixo para definir uma espessura de 2 nm.
      3. Pressione o botão "camada" para passar para a camada 2. Repita o passo 2.1.1.2, mas selecione carbono e definir uma espessura de 6 nm.
    2. Testar e ajustar a operação do injetor.
      1. Seleccione 'Camada 1'. Escolha a arma Pt / C, premindo o botão 'GUN1' e pressione o botão 'ON' na unidade da máquina de congelação-fractura controle de evaporação. Monitorar a taxa de evaporação e ajustá-lo usando os botões de tensão e de emissões untIL atingindo uma taxa de 0,02-0,04 nm / seg. Pressione 'OFF' para desligar a arma Pt / C.
      2. Seleccione "Layer 2". Repita 2.1.2.1, mas selecione 'gun2' e ajustar para uma taxa de evaporação de ~ 0,1 nm / seg.
  2. Resfriar o estágio do sistema de fracturas congelamento de -140 C ou -160 C (para as folhas hidratadas ou desidratados, respectivamente). Fixe o serviço de transporte crio vácuo para a máquina e encher sua câmara com nitrogênio líquido. A pressão na câmara de congelação-fractura arrefecida é geralmente entre 1 - 8 x 10 -7 mbar.
  3. Inserir um suporte de amostra de fractura de congelação (apropriado para as plaquetas de 3 mm) para a estação de carregamento. Inundar a câmara de carga com nitrogênio líquido.
  4. Coloque dois sanduíches congelados para o um titular por um usando uma pinça grau de alta precisão. Aperte o primeiro sanduíche no suporte e, em seguida, virar o suporte sobre para verificar se ele se encaixa firmemente no lugar. Repita o procedimento para o segundo sanduíche.
  5. Detach o serviço de transporte refrigerado a partir da máquina fratura freeze e conectá-lo à estação de carregamento. Abra a válvula de shuttle, introduzir o braço de retracção no suporte e travá-lo no lugar. Re-introduzir o braço com o titular para o traslado e fechar a válvula de transporte usando o botão de estação de carregamento. Fixe o transporte para a máquina de congelação-fractura e introduzir o titular para a câmara com o braço retrátil. Separe o traslado do máquina.
  6. Alinhe a faca microtome congelamento fratura a uma altura tal que ele irá bater fora do topo plaquetas dos sanduíches.
  7. Com a faca micrótomo, quebrar rapidamente os sanduíches, e logo em seguida levantá-lo para evitar a contaminação das amostras por apego detritos para a faca, e gire o obturador refrigerado acima do plano recém-exposta para proteger as amostras de possível contaminação por moléculas de água em a Câmara.
  8. Revestir as amostras com platina e carbono.
    1. Enter 'Camada 1' na screen. Ligue a pistola Pt / C, premindo o botão 'GUN1' seguido pelo botão 'ON'. Examine a taxa de evaporação e uma vez que atinge 0,02-0,04 nm / seg, expor simultaneamente as amostras e pressione o botão 'Medida' para monitorar a espessura da camada depositada.
      Nota: Gun desliga-se automaticamente quando a espessura atingiu o valor pré-selecionado.
    2. Cobrir as amostras com o obturador, quando de Pt / C a evaporação é completada.
    3. Pressione o botão 'Camada' para mover para "Layer 2". Repita os passos 2.8.1 e 2.8.2, com a excepção de selecção 'gun2' (para o carbono) e uma taxa de evaporação de ~ 0,1 nm / seg.
  9. Aquecer o estágio do sistema de fracturas congelamento de -120 C.

3. Cryo-Microscopia Eletrônica de Varredura

  1. Prepare o microscópio eletrônico de varredura para o trabalho crio.
    1. Selecione Estágio / Stage Inicializar a partir do menu principal e confirmar.
    2. Selecione Ferramentas / Goto Painel, e abrir o painel 'Airlock ", selecionando-o da lista. Clique no botão 'Válvula Câmara Fechar coluna' a. Ventilar a câmara microscópio, clicando no botão de ventilação sob a aba 'vácuo'.
    3. Selecione Ferramentas / Painel de Goto, e abrir o painel 'Lista Stage Pontos'. Seleccione a posição de troca crio para mover o palco para as coordenadas adequadas para aceitar o suporte da amostra. Nota: A "posição de troca de crio 'está configurado para estar em alinhamento com a posição da unidade de transferência de vácuo.
    4. Abra a câmara de espécime com um par limpo de luvas e inserir o estágio crio para o palco principal do microscópio. Feche a câmara e clique no botão da bomba sob o 'guia Vacuum'.
    5. Resfriar o microscópio para -120 C. Encha o microscópio Dewar com nitrogênio líquido. Ative a função de calor na unidade de controle de transferência de crio a -120 c uma vez a temperatura da fase cai abaixo de -120 C.
  2. Attach o traslado de transferência de crio ao microscópio e transferir o suporte de amostra utilizando o braço de retracção para a fase de microscópio crio (como no passo 2.5). Separe o traslado do microscópio.
  3. Clique no botão 'Válvula câmara aberta coluna' no Painel de Airlock.
  4. Mova cuidadosamente o suporte da amostra perto da lente objetiva (trabalho à distância 1 - 2 mm) usando o joystick. Selecione uma abertura de 10 mm na Tab 'aberturas'. Clique duas vezes no campo de EHT, na secção 'Gun'. Digite 10 (kV) para o destino EHT e clique em OK. Clique na guia EHT inferior e selecione 'EHT On'.
  5. Selecione 'InLens' a partir da lista drop-down Detectores, na secção 'Detectores'. Otimizar as condições de imagem (foco, brilho e contraste, alinhamento do feixe, astigmatismo), conforme apropriado.
  6. Clique no separador 'Scanning'. Escolha uma varredura rápida ( 'Velocidade de digitalização = 1', o que corresponde a um tempo de permanência de 100 nanossegundos por pixel) para minimizar os danos feixe, e«resolução Store 'de 1.024 x 768 pixels. Escolha 'Linha Média "na lista drop-down' Redução de ruído '. Ajuste o valor de N para 20 - 30 linhas de pesquisa. Mova a amostra usando a função "Centre Point '(pressionando control-tab no teclado) para procurar regiões com células e cloroplastos fraturados (Figuras 2A e 2B).
  7. Adquirir imagens de cloroplastos fraturados em ampliações baixas (50 - 70 KX) (Figura 2C e 2D). Use a função 'Centro de Recurso' (pressionando Control-Shift-Tab no teclado) para aumentar o zoom em rostos interessantes cloroplasto fratura e adquirir imagens em ampliações elevadas (100-200 kX, Figuras 3 e 4). Use os mesmos parâmetros como no passo 3.6 para aquisição de imagem, mas alterar o valor médio de linha para N> 100 para redução de ruído 30.
    1. Pressione Congelar na unidade de controlo microscópio principal ou no separador "Digitalização" para parar a digitalização e salvara imagem pressionando o botão 'Salvar TIFF'.

Análise 4. Imagem

Nota: Esta seção descreve um procedimento curto para a segmentação de partículas de membrana a partir de imagens de fractura por congelação SEM usando o pacote de código aberto Fiji 31. Resultados semelhantes podem ser obtidos com outros software de análise de imagem.

  1. Abrir imagem com Fiji, arrastando arquivo de imagem na janela principal do programa. Converter a imagem em 8-bit, selecionando Imagem / Tipo / 8-bit. Selecionar Imagem / Ajustar / Brilho / Contraste e ajustar conforme necessário (Figura 5A).
  2. Usando a ferramenta de linha reta, desenhar uma linha do tamanho da barra de escala imagem incorporada. Selecione Analisar Escala / Set. Insira as informações de escala adequada (distância conhecida e Unidade de comprimento) e clique em OK. Salvar esta imagem em escala ajustado.
  3. Selecione Processo / Filtros / Gaussian Blur (1,5 nm raio) e clique em OK (Figura 5B).
  4. Selecionar Imagem / Ajustar / Auto Threshold Local (usando o método Niblack) e clique em OK (Figura 5C).
  5. Selecione Editar / Inverter e depois do processo / binário / Bacias Hidrográficas (Figura 5D).
  6. Desenhar uma borda em torno da região de interesse (ROI) com a ferramenta Freehand Selection. Adicione a selecção para o gestor de ROI, selecionando Editar / Seleção / Adicionar a Manager ou clicando em 'T'.
  7. Selecione Editar / Limpar Outside (Figura 5E).
  8. Selecione Analisar / Definir Medidas, escolha os parâmetros apropriados (por exemplo, na área, ajuste da elipse).
  9. Selecione Analisar / Analisar partículas. Inserir um intervalo adequado para o tamanho das partículas e marcar "Mostrar resultados", "Adicionar à Manager 'e, se necessário, o" Excluir nas bordas "opção e clique em OK. O resultado é mostrado na Figura 5F.
  10. Abra o arquivo digitalizado escalado salvo (passo 4.2). Selecione 'Mostrar Tudo' e desmarque 'Labels' no Gerenciador de ROI. Reveja a partic selecionadasles colocado sobre a imagem original e adicionar ou remover seleções usando a 'Adicionar' ou 'Excluir' botões do Gestor de ROI manualmente. Corrigir quaisquer seleções necessárias usando a ferramenta Freehand Selection eo botão 'Update' do Gerenciador de ROI (Figuras 5G e 5H).
  11. Analisar os dados utilizando as medidas obtidas. Na janela de resultados, clique em Resultados / Resuma para obter, por exemplo, a área média e média Maior e eixos menores das partículas listadas no Gerenciador de ROI. Clique em Resultados / Distribuição, selecione um parâmetro (como Area) e clique em OK para exibir um histograma para este parâmetro.

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Representative Results

A Figura 1 mostra imagens crio-SEM de plaquetas contendo de alta pressão congelados, congelar-fraturados Craterostigma pedaços de folhas pumilum. Em algumas amostras, grandes regiões de células fragmentadas são obtidos (Figura 1A). Em outros, a peça de folha permanece firmemente ligado ao disco superior e é batido para fora junto com ele (Figura 1B). No entanto, mesmo no segundo caso, algum tecido foliar pode permanecer solidários com os sulcos faca no plaquetas (Figura 1B, pontas de seta) e uma quantidade razoável de dados ainda podem ser coletados pela imagem da folha "remanescentes", desde que foram fraturados. Depois de fractura bem sucedida é encontrado, imagens de baixa ampliação das células são adquiridos para identificar as regiões de interesse, neste caso cloroplastos (Figura 2).

Imagens de maior ampliação de tilacóides em C. pumilum as folhas são mostrados nas Figuras 3 e 4. As quatro faces diferentes da fractura, o EFS, EFU, PFs e Pfu, podem distinguir-se (Figura 3). Fotossistema II (FSII), que é o maior complexo de proteína encontrada nas membranas, está localizada em ambos os EF (grana) e EFU (estroma lamelas). Em condições hidratadas, densidade FSII é ~ 3 vezes mais elevada do que no EFS em EFU (~ 1.550 complexos uM versus -2 ~ 550 uM complexos -2, Figura 3). Esta é uma base para diferenciar entre estas duas faces contínuas. Outra é a diferença no seu fundo. Enquanto o fundo EF parece liso, a face EFU é áspera e contém orifícios que são as pegadas dos complexos PSI isoladas, cuja fratura na face complementar, a 10 PFU (Figura 3). Um exemplo para a segmentação de complexos PSII da face EF da membrana de tilacoide é mostrado na Figura 5.

ove_content "fo: manter-together.within-page =" 1 "> Durante a desidratação de C. pumilum, a densidade do PSII nas membranas Grana (EFS) diminui gradualmente, atingindo cerca de metade (~ 700 mm complexos -2 em ~ 15 % RWC, Figura 4C) de sua densidade em condições hidratado (100% RWC, Figura 4A) Notavelmente, mediante uma maior desidratação, para 5 -. 10% RWC, complexos PSII organizar em linhas e matrizes (setas, Figuras 4D e 4E). para conjunto de dados completo, consulte 24. Formação de tais matrizes PSII necessita que alguns dos seus complexos de antenas ligadas, LHCII, desanexar do PSII. Um exemplo para complexos LHCII organizada em linhas nos PFs que seriam complementares aos complexos PSII organizado (EFS ) é mostrado na Figura 4E (ponta de seta). PSII complexos nas matrizes, bem como o LHCII individual, são susceptíveis de estar num estado fotoquimicamente temperada, que serve um papel de foto-protecção. Estes rearranjos estruturais são parte dos mecanismos utilizados pela planta ressurreição C. pumilum para se proteger no estado desidratado 24.

figura 1
Figura 1. Baixo Ampliação Cryo-SEM Imagens de Plaquetas com Freeze-fraturou C. pumilum Folha Pieces. (A) A grande região de células fraturados (contorno tracejado) de um C. folha pumilum. (B) O pedaço de folha foi derrubado com a parte superior de plaquetas, mas algumas tecido foliar permaneceu ligado às marcas de faca no plaquetas inferior (setas marcar alguns deles). As regiões que cercam os pedaços de folhas são congelados 1-hexadeceno (asteriscos). Barras de escala:. 200 mm Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

ent "fo: manter-together.within-page =" 1 "> Figura 2
Figura 2. zoom em cloroplastos. (A) um grupo de fotossintética fracturado (mesofilo) células (asteriscos) de tecido de folha hidratado. A maior parte do volume da célula é constituída por um grande vacúolo central, com todos os componentes citoplasmáticos que rodeiam o vacúolo numa faixa estreita. (B) Duas células fraturados vizinhos - a parede celular (cw) marca a fronteira entre as células. Cinco cloroplastos (c) são aparentes na imagem, das quais apenas uma tem sido fracturado (fracturado plano marcado pela ponta de seta). (C e D) Exemplos de cloroplastos fraturados individuais de hidratado (C) e (D, ~ teor relativo de água de 15% [RWC]) plantas desidratadas. Os pequenos pontos brancos (por exemplo, pontas de seta) são os complexos de proteína de membrana encontrados dentro das membranas tilacóides do cloroplasto. Observe o enorme SURR vesiculationounding o cloroplasto encontrada na folha desidratado (D). Barras de escala: 10 um (A); 1 | iM (B); 200 nm (C e D). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3. A Organização supramoleculares de tilacóides membranas dentro de tecidos vegetais Um cloroplasto fracturado em que as diferentes faces da fractura tilacóides pode ser visto:. As faces de fractura exoplasmic (EF) de ambas as regiões de membranas empilhadas (EFS) e desempilhados (EFU) contêm fotossistema II (PSII) complexos; A face fratura protoplasmic das regiões empilhados (PFs) contém os complexos decolheita antena periféricos de PSII, LHCII; Fotossistema I (PSI) e ATP sintase fratura na face fratura protoplasmic das regiões não empilhados (UFP); Citocromo b 6 f Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4. Evolução Organização Fotossistema II durante a desidratação de C. pumilum EF faces de membranas tilacóides de plantas em diferentes RWC: (a) 100%, (B) ~ 40%, (C) ~ 15%, e (D e E) 5 - 10%.. Durante a desidratação, a densidade de FSII nos EFs enfrentar diminui gradualmente a partir de ~ 1500 complexos -2 uM (A) para ~ 700 pM complexos -2 (~ 15% RWC, C). Notavelmente, em condições mais secas (5 - 10% RWC), alguns PScomplexos II organizam em linhas e matrizes (D e E, setas). A ponta de seta (E) marca o rosto FPs, com antena LHCII parecendo também ser organizadas em filas, entre as quais as linhas PSII seriam encontrados nas EF complementares. Para obter informações adicionais sobre este dado ver 24. Barras de escala:. 100 nm Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5. Um exemplo de segmentação do fotossistema II Partículas. Utilizando o pacote de código aberto Fiji, complexos de proteínas podem ser segmentados a partir das imagens com alguns passos (completo procedimento detalhado encontrados na parte 4 da seção Protocol). Imagens (A, imagem original) são borradas com o filtro Gaussian (B); a imagem é thresholded usando um th locais autoreshold ferramenta (C); A imagem é invertida e o algoritmo bacia é aplicada, a fim de separar objetos encontrados em contacto estreito (D); uma região de interesse é selecionado e o exterior está desmarcada (E); partículas (dentro de um intervalo de tamanho definido pelo usuário) são selecionados utilizando a função de analisador de partículas. A máscara resultante é mostrada em (F). As partículas são adicionados ao Gerenciador de ROI e vertidos na imagem original (G) para verificar se há erros ou por partículas defeituosas ou não atendidas. A lista de ROIs podem ser editadas manualmente, substituindo, excluindo ou adicionando novos ROIs, conforme o caso. A selecção editado utilizador final é mostrado em (H). Barra de escala:. 200 nm Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

A técnica descrita neste artigo permite a investigação de membranas fraturou-congelamento dentro do contexto de alta pressão tecidos vegetais congelados bem preservados por microscopia eletrônica de crio-digitalização. A principal vantagem da utilização destes procedimentos é que a preparação da amostra é puramente físico; há etapas que envolvem produtos químicos ou desidratação são necessárias. Assim, ele permite estudar estruturas biológicas em um estado quase original 26,32. O benefício da utilização de tecidos de folha é que se pode obter informação sobre a organização celular global, bem como membranas específicas do estudo, tal como as membranas de tilacóides, no seu contexto nativo fisiológico, isto é, dentro do cloroplasto. Outra vantagem, imperativo estudar C. pumilum plantas com diferentes conteúdos de água relativo (RWC), é que o seu estado de hidratação não é alterada durante a preparação. Isto é em oposição à utilização de cloroplastos isolados ou membranas tilacóides como o material de partidapara uma experiência de fractura por congelação. Neste último, também se deve ter em conta que algumas alterações estruturais e / ou supramoleculares provável ocorrer durante o isolamento do organelo / membrana.

Trabalhando com amostras de tecido da planta, que são relativamente espessa [> 50 - 100? M, e pode ser significativamente mais espessa, dependendo do tipo de tecidos e espécies], dita o uso de alta pressão de congelação (HPF) para vitrificação amostra. A aplicação de pressão elevada [2100 bar], em que a temperatura de fusão da água é de cerca de -22 ° C, afecta a rede de ligações de hidrogénio da água de tal modo que retarda a taxa de formação de cristais de gelo. Portanto, a possibilidade de obtenção de uma amostra vitrificados é elevada, mesmo a velocidades de arrefecimento relativamente lento. HPF é actualmente o único método disponível para vitrificação de espessura, mas não superior a 200 mm, amostras. Um passo crítico para HPF de tecidos de plantas é a infiltração dos seus espaços intercelulares de ar com um inerte4;. O espaço de enchimento "antes da congelação, para impedir o colapso de tecidos sob a alta pressão (ver comentários 29,33) No caso de folhas pumilum C., cuja espessura pode ser de até 1 mM, as folhas também têm de ser aparadas ou ser diluída antes de HPF.

Essencialmente, a técnica de preparação de réplicas 18 também pode ser aplicado para congelar-fracturado tecidos foliares. No entanto, em nossa experiência, não foi obtido um rendimento suficiente de zonas fraturadas intactas, uma vez que as réplicas, muitas vezes fragmenta em pedaços pequenos. Além disso, em busca de uma região específica de interesse, tais como cloroplastos pode ser impraticável dentro réplicas fragmentada de tecidos de plantas. Isto é principalmente porque as células (fotossíntese) mesófilo são compostas de um grande vacúolo central rodeada por uma faixa estreita do citoplasma (Figura 2A), que inclui o núcleo, todos os cloroplastos e outros organelos. Assim, os cloroplastos representam apenas uma pequena fração da área total de fraturatecidos do mesofilo. Cryo-SEM imagem de amostras fraturou-congelamento oferece uma solução para este problema, já que as amostras são diretamente visualizados após a fratura (e revestimento / sombra). No entanto, este método sofre a limitação de que as amostras congeladas-hidratado são sensíveis ao feixe e, assim, a digitalização em grandes ampliações prontamente danifica a amostra na primeira varredura. Revestimento de camada dupla (DLC) 27,28 oferece uma solução para este inconveniente grave.

Em DLC, amostras fracturadas são revestidos de uma forma semelhante à forma como eles são para a preparação de réplicas. Em primeiro lugar, uma camada fina (1-3 nm) de Pt / C evapora-se sobre a amostra, proporcionando contraste e condutividade. Isto é seguido por um mais espessa (5 - 10 nm), a camada protectora de carbono. DLC combinada com uma tensão de aceleração elevada (10 kV) foi usado para amostras de imagem usando o sinal de electrões com retroespalhamento (BSE) 28. O sinal BSE, proveniente da camada de platina permite a obtenção de informação de superfície através do carbonoe, eventualmente, da camada de contaminante vapor de água, que são praticamente transparente à BSE em voltagens de aceleração elevadas (contaminação da água se acumula em experiências em que uma unidade de transferência de vácuo-crio não é utilizada e a superfície fracturada é exposta à atmosfera, mesmo que este é por uma fracção de segundo). Além disso, a imagem usando o sinal BSE minimizado o problema dos efeitos que resultam na detecção de electrões (SE) secundário 27 de carregamento. Com a configuração microscópio descrito aqui, a imagem do sinal SE com o detector SE In-lente a 10 kV rendeu informação equivalente à obtida quando as amostras foram revestidas somente com 2-3 nm de Pt / C e fotografada com baixas voltagens de aceleração. A diferença é que as amostras preparadas pelo DLC e visualizada como se descreveu eram consideravelmente menos sensíveis-feixe. Isto permitiu-nos digitalizá-los em grandes ampliações e, em muitos casos, até mesmo várias vezes, e permitiu a obtenção de informações valiosas sobre supramolecul proteína fotossintéticaorganização AR e outros constituintes celulares (Figuras 2 - 4) 24.

Finalmente, os processos descritos aqui podem ser modificados para estudar a organização da proteína estrutura e / ou membrana em outros tipos de amostras. Nós empregamos com sucesso a técnica para estudar a organização supramolecular das membranas fotossintéticas em células de cianobactérias e algas (Shperberg-Avni et al., Dados não publicados). A consideração principal é encontrar o equilíbrio entre ter uma amostra tão fino quanto possível, a fim de aumentar a oportunidade para a vitrificação, mantendo intacto amostra. Para diferentes tipos de amostras, que podem ser suspensões ou tecidos do animal / planta, a embalagem diferente deve ser usado (por exemplo, em termos do tipo de plaquetas utilizadas para a congelação de alta pressão). Uma vez bem sucedida crio-imobilização é alcançada, a combinação de congelação-fractura, DLC e de imagens crio-SEM proporciona um excelente meio para a obtenção de informações sobre a organização proteína de membrana com alta ampliação com danos feixe mínima.

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Acknowledgements

Agradecemos Andres Kaech (Universidade de Zurique), por sua conselhos úteis sobre a digitalização de imagens de microscopia eletrônica. Este trabalho foi apoiado pelo Fundo Estados Unidos-Israel Binacional Pesquisa e Desenvolvimento Agrícola (conceder no. US-4334-10, ZR), o Israel Science Foundation (conceder no. 1034/12, ZR), ea Human Frontier Science Program (RGP0005 / 2013, ZR). Os estudos de microscopia eletrônica foram realizados no Irving e Cherna Moskowitz Centro de Nano e Nano Bio-imagem latente no Instituto Weizmann de Ciência.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethanol abs Bio-Lab 052505
Isopropanol Bio-Lab 162605
1-hexadecene Sigma-Aldrich H7009
0.1/0.2 Platelets Engineering Office M. Wohlwend GmbH, Switzerland 241 Platelets are of 3-mm diameter and 0.5-mm-thick (Type A) with 0.1/0.2-mm-deep cavities (of diamater 2 mm). Similar platelets can be obtained from Leica Microsystems.
High-precision-grade tweezers Electron Microscopy Sciences 72706-01 Dumont (Switzerland) Durostar style #5 tweezers; Can be substituted with other high-precision tweezers.
High-pressure freezing machine Bal-Tec HPM 010 High-pressure freezing alternatives: 1. HPF Compact 02, Wohlwend GmbH; 2. HPM 010, RMC Boeckeler; 3. EM PACT2, Leica Microsystems; 4. EM HPM 100, Leica Microsystems; 5. EM ICE, Leica Microsystems.
Freeze-fracture system Leica Microsystems EM BAF 060
Cryo preparation loading stage Leica Microsystems 16770228
Specimen holder for univeral freeze fracturing Leica Microsystems 16LZ04746VN Clamp holder for specimen carriers of diameter 3 mm
Vacuum cryo-transfer shuttle Leica Microsystems EM VCT 100
Scanning electron microscope Zeiss Ultra 055
Cryo SEM stage Leica Microsystems 16770299905
Image acquisiton software SmartSEM, Carl Zeiss Microscopy GmbH
Image analysis software Fiji/Image J, National Institute of Health http://fiji.sc/Fiji

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