Preklinisk ortotopiske Murine Model of Human prostatakreft

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Shahryari, V., Nip, H., Saini, S., Dar, A. A., Yamamura, S., Mitsui, Y., Colden, M., Bucay, N., Tabatabai, L. Z., Greene, K., Deng, G., Tanaka, Y., Dahiya, R., Majid, S. Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer. J. Vis. Exp. (114), e54125, doi:10.3791/54125 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Prostatakreft er den nest mest utbredte årsaken til kreftdødsfall (9%) blant menn i USA, ved siden av kreft i lunge og bronkier (28%) 1. Ifølge nyere data, er det anslått at 220, 800 nylig diagnostiserte prostata krefttilfellene og 27, 540 dødsfall vil skje i 2015 1. De fem års relativ overlevelse på tidlig stadium prostatakreft er> 99%, mens den for avansert metastatisk sykdom er bare 28% 1. En stor utfordring for behandling av fremskreden metastatisk sykdom er en mangel på forståelse av molekylære mekanismer som ligger til grunn tilbøyelighet til denne sykdommen for å metastasere til andre organer, spesielt til benet, som er en hyppig område for prostatakreft. Derfor er det et klart behov for å studere den molekylære sammensetningen av disse prostatakreft for å utvikle effektive terapeutiske regimer mot progresjon til avansert metastatisk sykdom 2,3.

Prostatakreft utstillings high biologisk heterogenitet uten en veldefinert vei til progresjon. Metastaser opptrer ofte uten forutgående indikasjon på svulst invasivitet 4. Denne kliniske heterogenitet skyldes den molekylære mangfoldet av prostatakreft. Forstå den molekylære sammensetningen av disse dødelige svulster er nøkkelen til å designe bedre diagnostiske og terapeutiske strategier for denne sykdommen. Følgelig er prostatakreft forskning tiden fokusert på å forstå og forebygge metastasering.

Prekliniske in vivo musemodeller tilbyr en rekke muligheter til å forstå de molekylære mekanismene for prostatakreft progresjon til avansert metastatisk sykdom. I tillegg er disse modellene er viktige for prekliniske evaluering av nye terapeutiske strategier mot denne sykdommen. De mest brukte dyremodeller inkluderer transgene musemodeller, hale-vene injeksjon, intra-hjerte implantasjon og menneske ortotopiske musemodeller. Transgene studiene er tid consuming og korrelasjon av prostatakreft utvikling i mus med at av mennesker har vist variabilitet 11. I spontane metastatiske musemodeller, blir cellene injiseres direkte inn i blodsirkulasjonen og selv om de har rask behandlingstid, kan de ikke brukes til å studere primærtumor eller de første trinnene i metastatisk kaskade 5. Ortotopiske xenograft modeller har begrensning for utvikling av bein metastatiske lesjoner, den felles nettsted for prostatakreft metastaser. Ikke desto mindre er godt karakterisert og er mye brukt til å studere de molekylære hendelser i primærtumorutvikling, krysstale mellom tumor og organ mikromiljøet, innledende fase av metastatisk sykdom, og anvendelse av eksperimentelle medikamenter for terapeutisk intervensjon 6 menneske ortotopisk prostatakreft xenograft musemodell , 7,8-11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokoller for alle prosedyrer som involverer dyr må gjennomgås og godkjennes av en Institutional Animal Care og bruk Committee (IACUC). Følg offisielt godkjente prosedyrer for omsorg og bruk av forsøksdyr. Intra-prostatahyperplasi injeksjon krever åpen abdominal kirurgi og dyr bør holdes i et patogen-fritt miljø med en utpekt kirurgi rom hvor riktige kirurgiske aseptisk teknikk brukes under hele prosedyren.

1. Utarbeidelse av celler for Implantasjon

MERK: Basert på forskning behov, kan enhver prostatakreft cellelinje brukes. Cellelinjer er dyrket i henhold til leverandørens anvisninger.

  1. For PC3M-Luc-C6-cellelinje som stabilt uttrykker ildflue luciferase genet, dyrke celler i Minimum Essential Medium (MEM) supplert med 10% føtalt bovint serum (FBS), 1 x ikke-essensielle aminosyrer, 1 x Phleomycin D1 og 1 mM natriumpyruvat . Opprettholde celler i en inkubator wed en fuktig atmosfære med 95% luft og 5% CO2 ved 37 ° C. PC3M-Luc-C6 celler ble anskaffet fra UCSF kjernefasilitet.
  2. Harvests celler ved trypsinering. Vask kultur plater en gang med fosfatbufret saltvann (PBS). Tilsett 2 ml 0,05% trypsin i en 10 cm plate og inkuberes i 3-5 minutter i en inkubator med en fuktig atmosfære med 95% luft og 5% CO2 ved 37 ° C inntil cellene er frittliggende.
    1. For å unngå klumper, ikke agitere cellene ved å trykke eller riste fatet mens de venter på celler til å løsne. Samle cellene i 5 ml av komplette media og spinne ned i 5 minutter ved 200 x g. Vask cellepelleten med PBS for å fjerne trypsin.
  3. Oppsummere levende celler ved trypan blå eksklusjon assay. Bland 10 ul av cellesuspensjonen i PBS med 10 ul 0,4% (vekt / volum) trypan blå løsning. Last blandingen i en hemocytometer eller tellekammer sklie og telle celler umiddelbart under et mikroskop eller lese kammeret lysbildet i en celle counter.
    1. Forbered en cellesuspensjon som inneholdt 2,5 x 10 5 celler i 10 mL media. Bland cellesuspensjonen med 10 pl basalmembranlignende ekstracellulær matriks ekstrakt og plassere cellene på is. Legg luciferin til cellesuspensjonen (1: 200 ul; lager 30 mg / ml konsentrasjon) før injisering i mus.
      MERK: Dette lar umiddelbar bio-avbildning av dyr for å sjekke innholdet i celle injeksjoner mellom ulike eksperimentelle grupper. Injisere cellene så raskt som mulig, fortrinnsvis innen 30 minutter etter trypsinering siden cellenes levedyktighet avtar raskt etter løsgjøring.

2. Utarbeidelse av kirurgiske området

  1. Utføre kirurgi på en ryddig, desinfisert område som fremmer asepsis.
  2. Rense disken / lab benk med blekemiddel løsning før operasjonen.
    MERK: Bruk av alkohol er motløs på grunn av lang kontakttid nødvendig for å tre i kraft (15 min).
  3. Bruk sterile forheng,rengjøre absorberbare pads eller håndklær, og erstatte disse materialene etter hvert kirurgisk økt. Sterilisere alle instrumenter før bruk. Foretrukne metoder er en dampautoklav, glass bead sterilisator, etylenoksidgass, eller hydrogenperoksiddamp sterilisering.
  4. Bruk en aseptisk rengjøres dissekere mikroskop for å gjennomføre et inngrep eller erfarne forskere kan utføre det uten mikroskop.

3. Implantasjon av kreftceller

  1. Bruk mannlig 6-8 uker gamle immunsupprimerte Balb / c eller NOD / SCID-mus.
    MERK: Det er vanskeligere å operere på mindre dyr og større dyr har en tendens til å ha lavere kinetikk av tumorvekst og metastasering.
  2. Injisere pre-kirurgi smertestillende medikamenter i henhold til dyret anlegget instruksjoner. For eksempel, kan intra-peritoneal buprenorfin i en dose på 0,1 mg / kg kroppsvekt anvendes.
  3. Bedøve dyrene ved å plassere dem i en isofluran kammer med 1-3% isofluran i oksygen og wadet inntil dyrene er helt bedøvet. Pass på at det ikke er noen tå refleks av muskeltonus på dette punktet. Bruk riktig veterinær oftalmisk salve smøremiddel for å unngå blindhet på grunn xerophthalmia under narkose.
    MERK: bedøve dyrene etter undersøkerens foretrukne metode for eksempel, for pentobarbitalnatrium, er 0,05 mg pr gram kroppsvekt gitt intra-peritoneal eller Ketamin / Xylazin-løsning (konsentrasjon: 17,16 mg / ml) ved en dose på 65 mg / kg kroppsvekt brukes subkutant. Isofluran inhalering er en foretrukket metode for bedøvelsen. Øyet salve bør forsiktig påføres uten å gni mot hornhinnen.
  4. Fjern dyret fra isofluran kammeret og fyll i en nesekonus apparat med kontinuerlig strøm av 1-2% isofluran i oksygen for å sikre at dyret er under full narkose før fortsetter.
    1. Fjern hår fra mus ved barbering eller bruke et hår fjerning krem ​​før du begynner.
      MERK: Det ville være best å plassere musen på en steril varmepute under operasjonen.
  5. Plasser mus i en liggende stilling. Rengjør nedre del av magen med 10% w / w povidon-jod-løsning etterfulgt av 70% etanol vattpinner.
  6. Med et par av fine pinsetter, løft et område av huden 2 mm ovenfor preputialkjertelen, ca 1-2 cm over penis skjede, og ca. 2-3 cm under bunnen av brystkassen.
  7. Foreta en midtlinjesnitt 1 cm i lengde, først gjennom huden med en skalpell og deretter gjennom muskellaget med en saks (figur 1).
  8. Finn blæren i kroppens hulrom. Det er en gul-lys brun sfærisk organ, som ligger direkte under snittet (figur 1).
  9. Med et par av fine tang grep blæren og løft oppover så nedover ut av kroppens hulrom mot penis skjede. Dette vil utsette de to sædblærene som er et par hvite saclike organer og klart atskilt.
  10. Med enbomullsdott i hver hånd, externalize sædblærene, en etter en, og trekke dem ut av kroppen hulrom og legg dem med forsiden ned på utsiden av magen med blæren i midten (Figur 2).
  11. Ved hjelp av bomullspinner, forsiktig vippe tilbake sædblærene på det punktet av innsetting nær blærehalsen, mot penis skjede, slik at de to rygg prostata lapper er klart synlig. Bruk våte bomullspinner for å unngå skade på vev (figur 3).
  12. Agitere cellesuspensjonen med en mikropipette før du legger i sprøyten.
  13. Mens plassere sædblærene i posisjon med en bomullspinne, sett sprøytespissen inn i rygg prostata lapp under mikroskop (figur 4). Sakte injisere 20 pl cellesuspensjon til en bulla formasjon er identifisert. En svulmende bulla indikerer at injeksjonen er riktig.
  14. Mens trekke nålen, trykk lett på injeksjonsstedet meden bomullspinne og hold i noen sekunder for å unngå lekkasje.
  15. Løft forsiktig sædblærene med bomullspinner og sett dem tilbake i kroppens hulrom en etter en etterfulgt av blæren. Unngå 'Drilling' indre organer mens du utfører denne prosedyren.
  16. Etter å ha plassert organene tilbake i kroppens hulrom, sy muskelen laget først i en avbrutt mønster med absorberbare 4-0 krom katgutsuturer fulgt av huden nedleggelsen med ikke-absorberbare 4-0 nylon kirurgisk sutur. Huden kan også trekkes sammen og lukkes med kirurgiske klemmer for å lukke innsnitt helt.
    MERK: Mus har en vane å skrape og bite på deres sår, noe som kan føre til re-åpning av såret, derav bruk av vev lim anbefales også sammen med sting. Bilde dyr straks for å sikre at der ikke er lik bioluminescent intensiteten blant alle forsøksgrupper.
  17. Returner dyrene å rengjøre bur og holde dem under en oppvarming lampe eller varmeing pad. Overvåk dyrene hele tiden til de helt gjenopprette fra anestesi og vedlikeholde sternal recumbency.

4. Overvåking av dyr

  1. Overvåk dyrene regelmessig fram til slutten av forsøket, i henhold til institusjonelle protokoller. Hvis du bruker kirurgiske metallklips, fjerne etter en til to uker. Varighet av forsøket avhenger av den spesifikke forsknings behov.
    MERK: Dette forsøk ble foretatt i 21 dager for å undersøke vellykket etablering av de implanterte kreftceller i mus prostata.
  2. Administrere smertestillende medikamenter basert på dyret anlegget instruksjoner. For eksempel, kan intra-peritoneal buprenorfin i en dose på 0,1 mg / kg kroppsvekt anvendes ved fremgangsmåten med en andre dose etter 6 timer, og ytterligere doser hver 8-12 timer etter behov.
  3. Monitor dyr vekt, matinntak, hudfarge og tekstur, aktivitet og hyppighet av vannlating og avføring. Avlive dyr immediately hvis det er et betydelig tap av kroppsvekt større enn 15%.
    1. For eutanasi, levere CO 2 fra en trykktank til en un-fylt bur ved en strømningsrate for å fortrenge 10-30% av kammer eller bur volum / minutt, slik at CO 2 for å gå inn i kammeret langsomt slik at bevisstløshet og fullstendig narcotization forekomme før dødsfallet.
    2. Opprettholde CO 2 strømning i minst ett minutt etter respirasjonsstans og la dyrene i kammeret i tilstrekkelig tid, slik at døden inntrer før å utføre en fysisk metode.
    3. Utføre halshogging, cervikal forvridning eller annen IACUC godkjent fysisk metode etter euthanizing dyrene kjemisk.
      MERK: Betydelig redusert kroppsvekt indikerer ofte en apatisk tilstand. Tumorbærende dyr bør være i god helse, bortsett fra tilstedeværelse av svulster til slutten av forsøket. Avlivning bør være i samsvar med AVMA Retningslinjer for aktiv dødshjelp, og må være listed i godkjent IACUC protokollen.

5. Ikke-invasiv Bio-avbildning av dyr

  1. Overvåk dyrene ukentlig ved hjelp av en ikke-invasiv avbildningsteknikk for å spore kolonisering av kreftceller, tumorvekst og eventuelle fjernmetastaser.
    MERK: Imaging modaliteter som GFP-imaging, Luciferase bildediagnostikk, røntgen eller 3D mikro-computertomografi (UCT) etc. kan brukes på bakgrunn av spesifikke forsknings trenger 12-15.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Etter implantasjon av ortotopisk PC3M-Luc-C6-celler inn i det bakre prostatic lapp ble mus ukentlig avbildes ved hjelp av et levende dyr biolumine-avbildningssystem for å overvåke kolonisering av celler og tumorvekst i løpet av eksperimentet (figur 5A - B). Kvantifisering av bioluminescent signal indikerte at PC3M-Luc-C6 celler vellykket kolonis prostata fliker. Økt Bioluminescens er en indikasjon på øket primær tumorvekst i løpet av eksperimentet (figur 5B). Basert på forskning mål, kan mus overvåkes ukentlig non-invasiv ved radiografi, fluorescens eller luminescens bildebehandlings å overvåke tumorvekst og eventuelle fjerne metastatiske lesjoner. Andre parametere som kan oppnås med denne modellen er: endringer i kroppsvekt og matinntak i løpet av eksperimentet; Effekten av behandling på tumorstørrelse og vekt; kvantifiseringav tumorstørrelse og vekt ved avslutningen av eksperimentet; ekstraksjon av DNA / RNA / protein for å bestemme molekylære endringer som forekommer inne i primærtumor etter avslutning av forsøket.

Figur 1
Figur 1:. Abdominal midtlinjesnitt for intra-prostata implantasjon av tumorceller Abdominal midtlinjesnitt er ca 1-2 cm lang. Urinblæren er direkte under snittet. Lett å trykke på begge sider av snittet bidrar til å stikke urinblæren. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Figur 2: Plassering av sædblærene for iTRA-prostatisk implantasjon av tumorceller. sædblærene er hvite sekklignende organer og er plassert i direkte tilknytning til blæren. Sædblærene er exteriorized med bomullspinner og ordnet til venstre og høyre med blæren i sentrum. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Fig. 3: dorsum av prostata ved punktet for innsettingen, forsiktig vippe tilbake sædblærene mot penis skjede, slik at de to rygg prostata fliker er klart synlige. Bruk våte bomullspinner for å unngå skade på vev. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

"Figur Figur 4:.. Intra-prostatahyperplasi implantasjon av tumorceller Kreftceller blir injisert i rygg flik av prostata Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 5
Fig. 5: In vivo bioluminescens avbildning av intra-prostata implantasjon modellen (A) In vivo Bioluminescens billeder av musene over eksperimentelle tidsforløpet etter luciferase-merket PC3M-Luc-C6-celler ble implantert i den dorsale prostatalapp nakne mus. (B) Kvantifisering av bioluminescence signal viser at PC3M-Luc-C6 celler vellykket kolonisprostatakjertelen med increased orthotopic tumorvekst i løpet av forsøket. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dette manuskriptet beskriver en detaljert fremgangsmåte for å etablere et menneske orthotopic prostatakreft xenograft mus modell. Denne modellen ble etablert ved direkte implantasjon av den menneskelige prostatakreft cellelinje PC3M-Luc-C6 inn i ryggprostata fliker av immunsupprimerte mus. Tumorene fikk utvikle seg i løpet av forsøket. Tumorveksten ble overvåket ukentlig med en ikke-invasiv bioluminescens avbildningssystem i løpet av eksperimentet.

Den viktigste faktoren i å etablere xenograft tumormodeller er å oppnå konsistens gjennom implantering av tumorceller. For å oppnå statistisk signifikante resultater, bør hver forsøksgruppe inneholde 5-10 mus og tumorstørrelse variasjon bør ikke overstige mer enn 10% av gjennomsnittlig tumorstørrelse. For å oppnå dette målet, noen kritiske trinnene i protokollen er viktige, for eksempel: i) å gjennomføre operasjonen i området som fremmer aseptiske forhold under operasjonen; ii) cellene skal være transplanted så snart som mulig etter løsrivelse fra kultur; iii) injeksjonsvolum bør være konsekvent; iv) forsiktig løfting av indre organer i og ut av kroppshulen under implanteringen av celler; v) alle dyr skal injiseres ved hjelp av samme teknikk og med en utprøver; vi) dyr skal randomisert i eksperimentelle grupper etter tumorcelle implantasjon.

Noen problemer som kan oppstå er: i) svulst utvikler ikke i det hele tatt eller tumornoduler utvikle seg i mesenteriet eller kroppens hulrom; ii) ujevn tumorstørrelse er observert blant de samme eksperimentelle gruppen; iii) det kan være høy kirurgi relatert dødelighet. Disse problemene kan overvinnes ved å ta enkle tiltak som for eksempel: i) testing av cellekulturen for enhver forurensning med mykoplasma osv; ii) å hindre lekkasje av tumorcellesuspensjonen i mesenteriet og bukhulen under injeksjon; iii) omrøring av cellesuspensjonen før hver sprøyte lasting; iv) skikkelig bedøvelse dosering bør være followed og varmere bør brukes for å opprettholde kroppstemperaturen under prosedyren.

Et bredt utvalg av data kan samles inn ved hjelp av denne modellen avhengig av en bestemt forsknings mål, inkludert musevekt, matinntak, tumorstørrelse og vekt, genetiske og molekylære forandringer i tumorcellene som bidrar til tumorvekst samt regionale lymfeknutemetastase 10 , 16. Hoffman og hans gruppe utviklet teknikken for kirurgisk orthotopic implantasjon (SOI) og har utstrakt bruk denne teknikken for å transplantere histologisk-intakt fragmenter av hovedtyper av kreft hos mennesker, inkludert prostata, blære og nyrekreft i gnagere 17. Disse ortotopiske modellene har fordel over de transgene eller subkutane musemodeller som de nøyaktig representerer klinisk kreft 18,19. Disse modellene ble også brukt til å transplantere tumorene tatt direkte fra pasienten til det tilsvarende organ i immunsvikt rodents. Ortotopiske modellene er også godt egnet til å undersøke effekten av medikamentell behandling på tumorvekst og lymfeknutemetastase 10. De er også nyttige for å undersøke effekten av endret genekspresjon ex vivo, og bestemme dens virkning på tumortilfeller samt intra-prostata vekst og metastasering 20. Imidlertid er en begrensning av ortotopisk prostatakreft modell er det blitt rapportert noen slike modeller for å føre til spontan metastasering til benet som er den mest hyppig området for prostata cancer metastase 12.

Hvis det ikke oppnås benmetastaser kan skyldes mus dør av urinveisobstruksjon før noen ben metastatiske lesjoner kan utvikle seg, eller fordi mikromiljøet av musen ikke klarer å rekapitulere den menneskelige mikromiljøet, og dermed ikke å utvikle benmetastaser 12. Likevel, gjør denne modellen rekapitulere de tidlige hendelser i metastatisk kaskade før emboli og oppføring av tumorcelleri sirkulasjonen, og derfor er et verdifullt verktøy for å studere den primære tumor, tidlig prosess av metastaserende transformasjon og for preklinisk evaluering av nye terapeutiske strategier 10,12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne hevder at de ikke har noen konkurrerende økonomiske interesser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PC3 prostate cancer cell line  ATCC CRL-1435
Minimum Essential Medium (MEM)  GIBCO,Life Technology 11095-080
PBS GIBCO,Life Technology 10010-023
FBS GIBCO,Life Technology 10437-028
Zeocin Invitrogen,Life Technology R250-01
Trypsin  GIBCO,Life Technology 25300-54
IVIS  Xenogen-Caliper
Insulin Syringes (300 µl, 28.5 g) Becton Dickinson 309300
Mice Charles River Laboratories, Inc
Alcohol Swabs MEDEquip Depot 326895 BD
PVP Iodine Prep Pad MEDEquip Depot C12400PDI
Surgical CatGut Chromic Suture Demetech CC224017F0P
Matrigel Corning 354248

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2015. CA Cancer J Clin. 65, (1), 5-29 (2015).
  2. Andrieu, C., et al. Heat shock protein 27 confers resistance to androgen ablation and chemotherapy in prostate cancer cells through eIF4E. Oncogene. 29, (13), 1883-1896 (2010).
  3. Fusi, A., et al. Treatment options in hormone-refractory metastatic prostate carcinoma. Tumori. 90, (6), 535-546 (2004).
  4. Hughes, C., Murphy, A., Martin, C., Sheils, O., O'Leary, J. Molecular pathology of prostate cancer. J Clin Pathol. 58, (7), 673-684 (2005).
  5. Pavese, J., Ogden, I. M., Bergan, R. C. An orthotopic murine model of human prostate cancer metastasis. J Vis Exp. (79), e50873 (2013).
  6. Pettaway, C. A., et al. Selection of highly metastatic variants of different human prostatic carcinomas using orthotopic implantation in nude mice. Clin Cancer Res. 2, (9), 1627-1636 (1996).
  7. Rembrink, K., Romijn, J. C., van der Kwast, T. H., Rubben, H., Schroder, F. H. Orthotopic implantation of human prostate cancer cell lines: a clinically relevant animal model for metastatic prostate cancer. Prostate. 31, (3), 168-174 (1997).
  8. Kim, S. J., et al. Blockade of epidermal growth factor receptor signaling in tumor cells and tumor-associated endothelial cells for therapy of androgen-independent human prostate cancer growing in the bone of nude mice. Clin Cancer Res. 9, (3), 1200-1210 (2003).
  9. Kim, S. J., et al. Targeting platelet-derived growth factor receptor on endothelial cells of multidrug-resistant prostate cancer. J Natl Cancer Inst. 98, (11), 783-793 (2006).
  10. Park, S. I., et al. Targeting SRC family kinases inhibits growth and lymph node metastases of prostate cancer in an orthotopic nude mouse model. Cancer Res. 68, (9), 3323-3333 (2008).
  11. Zhang, J., et al. AFAP-110 is overexpressed in prostate cancer and contributes to tumorigenic growth by regulating focal contacts. J Clin Invest. 117, (10), 2962-2973 (2007).
  12. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Curr Protoc Pharmacol. Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
  13. Johnson, L. C., et al. Longitudinal live animal micro-CT allows for quantitative analysis of tumor-induced bone destruction. Bone. 48, (1), 141-151 (2011).
  14. Steinbauer, M., et al. GFP-transfected tumor cells are useful in examining early metastasis in vivo, but immune reaction precludes long-term tumor development studies in immunocompetent mice. Clin Exp Metastasis. 20, (2), 135-141 (2003).
  15. Yang, M., et al. A fluorescent orthotopic bone metastasis model of human prostate cancer. Cancer Res. 59, (4), 781-786 (1999).
  16. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. J Natl Cancer Inst. 84, (12), 951-957 (1992).
  17. Hoffman, R. M. Orthotopic metastatic mouse models for anticancer drug discovery and evaluation: a bridge to the clinic. Invest New Drugs. 17, (4), 343-359 (1999).
  18. Wang, X., An, Z., Geller, J., Hoffman, R. M. High-malignancy orthotopic nude mouse model of human prostate cancer LNCaP. Prostate. 39, (3), 182-186 (1999).
  19. An, Z., Wang, X., Geller, J., Moossa, A. R., Hoffman, R. M. Surgical orthotopic implantation allows high lung and lymph node metastatic expression of human prostate carcinoma cell line PC-3 in nude mice. Prostate. 34, (3), 169-174 (1998).
  20. Kim, S. J., et al. Reduced c-Met expression by an adenovirus expressing a c-Met ribozyme inhibits tumorigenic growth and lymph node metastases of PC3-LN4 prostate tumor cells in an orthotopic nude mouse model. Clin Cancer Res. 9, (14), 5161-5170 (2003).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics