Ensaiar comportamentos alimentares predadores em * These authors contributed equally

Environment
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lightfoot, J. W., Wilecki, M., Okumura, M., Sommer, R. J. Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes. J. Vis. Exp. (115), e54404, doi:10.3791/54404 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Nematóides, com suas pequenas, mas complexos sistemas nervosos provaram ferramentas poderosas para a compreensão de muitos aspectos da neurobiologia incluindo comportamento. Grande parte desta investigação centrou-se no organismo modelo Caenorhabditis elegans em que uma riqueza de diferentes comportamentos foram dissecados e analisados ​​com sucesso. Estes incluem mecanosensorial 3, quimiotática 4, thermotactic 5,6 e magnetotáticos 7 influenciando acasalamento 8,9, aprendendo 10 e comportamentos alimentares 11. No entanto, outras espécies de nematóides mais distantemente relacionados exibem comportamentos que não são observadas na rabditídeos C. elegans ou alternativamente mostrar níveis adicionais de complexidade, o que levanta questões pertinentes sobre a sua evolução e regulação. Um tal exemplo disto pode ser observado no nematóide diplogastrid distantemente relacionado Pristionchus pacificus, que exibe muito mais complexa ser a alimentaçãohaviors e ritmos que são observadas em C. elegans 1. Isto apesar de as duas espécies compartilhando neurônios faringe homólogas 12. Coincidindo com estes comportamentos alimentares adicionais, P. pacificus também exibe uma faixa dietética expandido, como eles são predadores ávidos, capazes de complementar sua dieta bacteriana por também alimentando-se de larvas de outros nematóides. Felizmente, P. pacificus foi desenvolvido como um modelo para a biologia evolutiva comparativa e integrativa e, portanto, muitas ferramentas moleculares e genéticos estão agora disponíveis. Estes incluem um genoma totalmente sequenciado e anotado 13, ferramentas moleculares e genéticos, incluindo transgenes 14 e CRISPR / Cas9 15,16, bem como uma filogenia detalhada e bem anotado 17 com mais de 25 espécies estreitamente relacionadas, incluindo as suas espécies irmãs recém-descobertas. Além disso, a ecologia de numerosas espécies incluindo P. Pristionchus pacificus é quell definido com muitas espécies tendo já sido descrita a partilha de uma associação necromenic com escaravelhos, um host eles freqüentemente compartilhar com outras espécies de nematóides 18. P. portanto, pacificus fornece um sistema modelo excelente com o qual a dissecar a evolução de novos comportamentos e da sua importância ecológica.

A fim de analisar comportamentos alimentares predadores em espécies de nematóides, tais como P. pacificus desenvolvemos vários novos ensaios comportamentais para facilitar a observação e quantificação das ações predatórias. Como P. pacificus exibe uma estrutura boca dimorphic, que influencia fortemente o comportamento predatório, identificação do morfotipo correta é essencial 1,2. A metamorfose stenostomatous boca estreita contém um único dente dorsal contundente e não se envolver em qualquer alimentação predatória. Alternativamente, a grande metamorfose eurystomatous boca inclui um muito maior em forma de garra dente dorsal e um adicional de opostosdente sub-ventral, que juntos operam para abrir de forma eficiente a cutícula das suas presas. A razão entre o eurystomatous predador à forma stenostomatous não predadores varia entre as espécies e também dentro Pristionchus P. pacificus, no entanto, a percentagem de boca eurystomatous se transformar na P. pacificus selvagem cepa (pS312) é geralmente 70 - 90% 2. Além disso, as proporções de formulário boca pode variar dependendo de diferentes influências ambientais (ambos conhecidos, incluindo a fome e uma pequena molécula de sinalização, bem como factores desconhecidos), assim identificação correcta e isolamento da forma de boca eurystomatous predador é essencial para ensaios bem sucedidos predadores.

Juntamente com a descrição da forma boca predatória, temos desenvolvido um "ensaio de mordida" para a observação direta e quantificação de comportamentos predatórios, incluindo morder, matando e alimentando eventos. Aqui nematóides presas são isolados através do filtroção de culturas recém-esfomeados e expostas a adultos predatória P. pacificus, que são observados em conjunto ao longo de um curto espaço de tempo. Além disso, também desenvolvemos um alto rendimento "ensaio de cadáver" para facilitar a triagem rápida de comportamento predatório através da observação indireta de eventos predatórias. Isto tira proveito da presença de corpos de larvas como uma ferramenta para o rastreio de predação. Ambos os ensaios proporcionam métodos fáceis e altamente repetíveis para observar e medir o comportamento predatório em espécies de nematóides, tais como P. pacificus.

Protocol

1. Boca forma fenotipagem

  1. Boca Formulário de Identificação em agarose Pads
    Nota: Para visualizar os morphs boca de nematóides, imobilizar os vermes com um tratamento anestésico suave em almofadas de agarose e observar como se segue.
    1. Crescer e manter culturas de nematóides, tais como P. pacificus em 6 cm de mídia crescimento de nemátodos padrão (NGM) placas e alimentos em um gramado de bactérias E. coli OP50 19.
    2. Adicione almofadas de agarose adicionando primeiro 0,06 g de agarose em 3 ml de H 2 O em um tubo de 15 ml para fazer uma solução de agarose a 3 ml de 2%. Este pode ser armazenado durante até um ano a 4 ° C.
    3. Misture e derreter a agarose cuidadosamente em um forno de microondas ou, alternativamente, use um bloco de calor colocado em> 88 ° C.
    4. Uma vez completamente derretido, adicionar 10 ul de uma solução de azida de sódio a 10% para a agarose e homogeneiza-se. CUIDADO: azida de sódio seco é reactivo e todas as formas são tóxicos.
    5. Utilizando uma mistura 1 mlmicropipeta, colocar uma gota de não menos do que 300 ul de azida de agarose a mistura líquida para o meio de uma lâmina de microscópio de vidro padrão.
    6. Antes de o agar arrefece, colocar rapidamente uma segunda lâmina de microscópio sobre o topo da gota de modo a achatar a agarose, que forma uma almofada após arrefecimento. Repita o procedimento para o maior número de almofadas como é exigido.
    7. Imediatamente antes da utilização, casca Além as lâminas de microscópio de vidro deslizando-os um do outro. Nota: Se as almofadas de agarose são preparados com muita antecedência eles podem ser excessivamente seco e pode danificar os nematóides.
    8. Para transferir vermes para as almofadas de agarose anestésicos, colocar uma gota de tampão M9 (2-3 ul) para o centro da almofada. Escolha 2-3 jovem P. adultos pacificus para a gota de M9, antes de colocar uma lamela com cuidado sobre a almofada. O P. nemátodos pacificus será imobilizado em agarose e pronto para visualizar.
    9. Transferir a lâmina de microscópio contendo o worm anestesiado para um microscópio de uma adequadand observar sob 63X Nomarski óptica. Categorizar identidades morfo com base nas seguintes características: a presença de uma sub-ventral dente adicional, dente dorsal alargada e abertura de boca larga é indicativo de um animal Morph boca eurystomatous, enquanto que a presença de um único dente dorsal e abertura de boca estreita indica um stenostomatous animais (Figura 1).
      Nota: A fim de manter a saúde do animal, vermes deve ser mantida na almofada de ágar de não mais do que 5 minutos.
    10. Depois boca identificação de metamorfose, recuperar nematóides quer eurystomatous ou stenostomatous conforme exigido pela remoção da tampa de deslizamento, deslizando-o do bloco de agarose. Cuidadosamente pegar os animais selecionados a partir do bloco de agarose (E. coli OP50 pode ser usado na seleção para ajudar a tornar mais rígidas) em placas NGM frescos. Permitir a recuperação da anestesia até o comportamento motile normal foi retomado em que os animais estão prontos para mais ensaios predatórias.
  2. <li> rápida Boca fenotipagem
    Nota: Como alternativa, com mais experiência, boca tipo de formulário pode ser analisada sem a necessidade de qualquer tratamento anestésico através de um microscópio estereoscópico com ampliação elevada (150X).
    1. Nematóides colocam placas NGM padrão com um gramado bacteriana de E. coli OP50 na área de visualização do microscópio.
    2. Detectar diferenças no tamanho da boca e largura. Nota: Neste ampliação sem o dente como estruturas são observáveis, portanto, a identificação de metamorfose boca está baseada exclusivamente no largas bocas contra bocas estreitas.

Ensaio 2. mordida

Nota: Os ensaios Morder permitir uma análise comportamental predatória detalhado.

  1. Crescer e manter culturas de nematóides em placas NGM padrão (6 cm) e se alimentam de um gramado de bactérias E. coli OP50 19.
  2. Fazer placas de ensaio por crescimento de uma grande quantidade de larvas de nemátodos presa seleccionado, tal como C. elegans ou alternatively uma presa ecologicamente relevantes apropriado. Nota: Adulto C. elegans são demasiado grandes para ser presa adequada de modo que é importante usar a fase larvar.
    1. Manter C. elegans ou outras espécies de presas potenciais em placas NGM padrão e alimentos em um gramado de bactérias E. coli OP50 até que a população é preparado na fome, resultante em uma abundância de larvas L1 jovem.
      Nota: Tempo de inanição é dependente de numerosos factores ambientais e experimentais, incluindo o número de nemátodos utilizados para iniciar a cultura, a quantidade de E. coli OP50 adicionado, e a temperatura ambiente.
  3. Lavar quatro ou mais placas presas recém-esfomeados com M9 e passar a solução verme através de dois filtros de 20 fim de remover todos os animais de grande porte e todos os ovos restantes antes da coleta em um tubo de 15 ml. Apenas um pequeno larvas devem permanecer na solução.
  4. Para formar um sedimento das larvas centrifugar a presa filtrado a 377 xg durante 1 min.
  5. E. coli OP50 presente e esperar pelo menos 30 minutos para as larvas para se espalhar o suficiente para gerar uma placa de ensaio.
    Nota: 3 ul de pellet verme pura nas placas de ensaio padrão contêm> 3.000 larvas presa. Isto é suficiente para gerar contactos frequentes entre predadores e presas.
  6. Tela nematóides predadores para a metamorfose boca exigida (protocolo 1).
  7. Usando vermes escolhendo técnicas padrão e um microscópio estereoscópico luz 19, transferir predadores corretamente classificados para a placa de ensaio. Tome cuidado para transferir como pequenas bactérias OP50 quanto possível para a placa de ensaio quando a transferência de predadores, a fim de minimizar a contaminação bacteriana. Aguarde 15 minutos para permitir que o worm para se recuperar do estresse de ser transferida e verificar o comportamento móveis do tipo selvagem para garantir vermes não foram danificados a partir da transferência.
    Nota: Não há necessidade de passar fome P. pacificus, como eles são predadores altamente eficientes de outras larvas de nematóides, mesmo quando bem alimentadas mediante bactérias.
  8. Após a recuperação, observar o predador usando um microscópio estereoscópico luz por 10 min. Com este equipamento, observar e caracterizar eventos de alimentação distintas, como morder, caracterizado pelo predador restringir o movimento da presa, matando, onde por uma abertura da cutícula presa é detectado; e alimentação, categorizados por um consumo observável das vísceras de presas (Figura 2A, B e Filme 1).
  9. Repetir o ensaio de rastreio e pela observação de um mínimo de 10 nemátodos predadores individuais para assegurar a precisão.

Ensaio 3. Corpse

Nota: Os ensaios Corpse facilitar uma quantificação mais rápida do comportamento predatório.

  1. Crescer e manter culturas de nematóides em placas NGM padrão e alimentam-se de um l bacterianaawn de E. coli OP50 19. Gerar triplicados das placas de ensaio mencionados anteriormente (protocolo 2,1-2,5).
  2. Tela nematóides predadores para a metamorfose boca exigida como descrito no protocolo 1. Usando vermes escolhendo técnicas padrão e uma transferência de luz microscópio estereoscópico 5 nematóides predadores com a metamorfose boca necessário para cada placa de ensaio. Deixar os predadores em conjunto com a presa durante 2 h.
  3. Após 2 h tela da placa de ensaio para a presença de corpos esvaziados (Figura 2B e C). Identificar cadáveres pela ausência de motilidade, juntamente com defeitos morfológicos óbvios, incluindo vazamento vísceras ou faltando fragmentos vermes.

4. Análise da faringe e movimentação dentária

  1. Crescer e manter culturas de nematóides em placas NGM padrão e alimentam-se de um gramado de bactérias E. coli OP50 19. Gerar placas de ensaio tal como mencionado anteriormente (protocolo de 2,1-2,5). Se padrão 6 cmplacas NGM não se encaixam entre o objetivo eo estágio do microscópio, utilize a tampa de pratos pequenos de 35 mm de petri contendo 2 ml NGM como uma alternativa adequada.
  2. Tela nematóides predadores para a metamorfose boca requeridos descritos no protocolo 1. Usando verme padrão escolhendo técnicas e uma lupa luz, transferir um único predador corretamente classificados para a placa de ensaio. Aguarde 15 minutos para permitir que o worm para se recuperar do estresse de ser transferido.
  3. Observar animais predadores em um microscópio a 40 - 63X Normaski, com uma câmera de alta velocidade (Filmes 2 e 3). Registro da faringe bombeamento e movimento dentário mais de 15 segundos, a 50 Hz em pelo menos 20 animais para garantir a quantificação precisa. Repetição de filmes gravados na velocidade desejada, a fim de contar com bombas individuais e eventos dente.
    Nota: O bombeamento é observado no corpus, localizado no meio da faringe, enquanto que o movimento do dente é detectável na abertura da boca e só é observido a partir do dente dorsal.

Representative Results

Após a identificação bem-sucedida da metamorfose boca apropriada na P. pacificus, claras diferenças entre animais eurystomatous e stenostomatous pode ser detectado (Figura 3) com apenas os animais eurystomatous engajar-se em matar comportamento. Em animais stenostomatous Este comportamento parece ser suprimido por completo. Além disso, as diferenças na atividade do dente e da faringe bombeamento de animais eurystomatous sobre as bactérias e presas (Figura 4 e Filmes 2 e 3) também são evidentes. Enquanto predador alimentação, a taxa de bombagem é reduzida abaixo do observado durante a alimentação bacteriana e o movimento do dente é detectada num rácio de 12:59 com o bombeamento da faringe. Isto é potencialmente indicativa de mecanismos reguladores-chave que modulam a resposta comportamental a diferentes dieta.

s / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg "/>
Figura 1. P. pacificus tem uma boca Dimorfismo que influencia Comportamento Alimentar. (A) A forma da boca eurystomatous é capaz de predação e tem uma abertura de boca larga com uma grande em forma de garra dente dorsal (falso-cor vermelha) e (B) um gancho adversária em forma sub-ventral dente grande (falsa cor azul). (C) a forma da boca stenostomatous só é capaz de se alimentar de bactérias e tem uma abertura de boca estreita com um em forma de sílex dente dorsal (falso-cor vermelha) e (D) no sub-ventral dente (*). Imagens Normaski são 63X e barra de escala representa 10 um. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
predação Ensaios. (A) P. pacificus morde e mata as larvas de outros nematóides, tais como C. elegans. (B) Para os ensaios de morder, o número de bitesby predadores (*) pode ser observado através de um microscópio estereoscópico luz e assassinato de sucesso e alimentando eventos também gravados. Cadáveres também são claramente visíveis (círculos). (C) Para os ensaios de cadáveres, carcaças larvais (setas) pode ser facilmente identificado em comparação com larvas vivas. Barra de escala representa 1 mm de B e 150 mm em C. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3. Resultados da mordida e Corpse Ensaios em C. elegans Prey. (A) comportamento de morder só é evidente na forma da boca eurystomatous com este comportamento não exibido em animais stenostomatous. Barra de erro representa o desvio padrão de 10 repetições. (B) Coincidindo com qualquer comportamento de morder evidente a partir de animais stenostomatous, ensaios de cadáver também revelam carcaças única sobre placas de ensaio de animais eurystomatous. Barra de erro representa o desvio padrão de 5 repetições. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4. Eurystomatous bombeamento Taxa e Tooth Movement durante a alimentação predatório. O movimento dentário é observado apenas enquanto os animais eurystomatous estão envolvidos na alimentação predatória. Este coincide também com uma redução de bombeamento da faringe. barra de erro representa o desvio padrão de 10 repetições. href = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg" target = "_ blank"> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

filme 1
Filme 1. Observação de Matar Comportamento para o Ensaio da mordida usando um Stereomicroscope Luz. (Clique direito a download).

Movie 2
Câmara de Filmar Filme 2. Alta velocidade de P. pacificus matando C. elegans larvas. (Clique direito a download).

ad / 54404 / 54404movie3.jpg "/>
Filme 3. ampliada de alta velocidade da câmera do movimento dentário Durante predação. (Clique direito a download).

Discussion

Nematóides fornecer um sistema poderoso para a compreensão da neurobiologia e comportamento com C. elegans, até agora, sendo a principal ferramenta. No entanto, numerosas espécies de nematóides, incluindo P. exibem comportamentos pacificus, que estão ausentes ou variam em complexidade do organismo modelo C. elegans e, portanto, levantar questões fascinantes sobre a evolução e regulação desses comportamentos. Um tal comportamento adicional encontradas em muitas outras espécies de nematóides, incluindo P. pacificus é a capacidade de complementar sua dieta bacteriana por engajar na alimentação predatória 1, 20. Temos, portanto, desenvolvido e descrito um protocolo detalhado para a caracterização fácil e rápida destes comportamentos predatórios anteriormente não analisados ​​em nematóides.

Em primeiro lugar, nós fornecemos métodos para triagem de variações na alimentação de aparelhos dentro da boca do nematóide. A identificação do tipo boca correta é um primeiro s essencialtep para ensaios predação bem sucedidos como, pelo menos, dentro do género Pristionchus únicos animais eurystomatous são capazes de alimentação predador. É melhor para identificar boca se transforma com o protocolo "rápida fenotipagem boca" descrito no protocolo 1.2 como este método é muito menos invasiva e, portanto, é menos provável que os comportamentos predatórios pode ser perturbado. No entanto, recomenda-se a primeira a se familiarizar com as diferentes estruturas da boca pela identificação com animais anestesiados em almofadas de ágar (protocolo 1.1).

Após a identificação da metamorfose boca desejado, nós descrevemos dois ensaios para quantificar a alimentação predatória. Estes são, alto rendimento "ensaio de cadáver" rápida (protocolo 3) e um mais demorado, mas a análise comportamental mais aprofundada através do "ensaio de mordida" (protocolo 2). Ambos os protocolos estão altamente flexível para permitir que várias modificações, a fim de optimizar os ensaios dependendo das experimenrequisitos Tal. Para os ensaios de mordida usando P. predadores pacificus sobre C. elegans presa, observações comportamentais de interacções predadores para uma janela de tempo de 10 minutos era suficiente para quantificar uma quantidade significativa de picadas, juntamente com outros eventos de alimentação. Para os "ensaios de cadáver" novamente utilizando P. predadores pacificus sobre C. elegans presa, 5 predadores para 2 horas produziu números cadáver facilmente quantificáveis ​​e consistentes que permitam a análise comportamental rápida. No entanto, deve notar-se diferentes espécies de movimento de nemátodos predadores em velocidades diferentes, coma a velocidades diferentes e, em geral demonstram um grande diversidade de outros comportamentos 1. Além disso, espécies de presas diferentes também pode ser comido em taxas diferentes por razões semelhantes. Portanto, é recomendável para otimizar os ensaios com base nas espécies de nematóides testados tanto como predadores e presas, e também para quaisquer diferenças nas condições ambientais. Durante os dois "mordida" e "corpse "ensaios é fundamental que ambas presas e predadores são saudáveis, como salientou ou predadores feridos não vai matar de forma eficiente. Além disso, placas de ensaio frescos são essenciais como placas mais velhas podem se tornar seca que afeta negativamente a saúde dos nematóides levando a errônea os ensaios. espera-se também que as futuras iterações destes ensaios predadores será capaz de tirar proveito dos avanços recentes na tecnologia, a fim de automatizar grande parte da análise em que foi realizado para investigar muitos comportamentos observados em C. elegans 21, 22. Actualmente problemas podem surgir em nematóides, tais como P. pacificus como eles aparecem muito mais sensíveis ao contacto, tornando o isolamento e imobilização em câmaras microfluídicos susceptíveis de revogar a alimentação predatória. Superar isso pode ser um desafio, mas facilitaria nematóides individuais a serem selecionados para sutil predatória comportamentos.

Finalmente, temos também forneceu métodos for examinar o aparelho de alimentação nematóide si facilitando comparações entre os modos de alimentação predatórias e bacterianas através da quantificação da cinética do dente e de bombeamento da faringe usando uma câmera de alta velocidade (protocolo 4). A quantificação das taxas de faringe bombeamento em C. elegans foi utilizada para monitorar a alimentação durante muitos anos 23, no entanto, C. elegans carece de qualquer forma de denticle boca e também carece de comportamentos predatórios. Através da combinação da quantificação da faringe bombeamento com que a actividade de dente, qualquer inervação dos dentes específicos para a predação pode ser também observada. Devido à ampliação necessária para observar o movimento dentário os animais movem-se frequentemente para fora do plano focal, portanto, normalmente só é possível observar o dente por janelas de tempo curtos. Além disso, ao contrário C. elegans, da faringe de P. pacificus não continuamente bombear, em vez disso, se envolve em períodos de bombeamento e alimentação. Portanto, para pum faringe precisastaxas de Ping ao alimentar a ser determinada, é importante para a ficha 15 seg de alimentação contínua.

Estes métodos aqui apresentados, por conseguinte, fornecem a primeira estrutura para investigar comportamentos predadores em sistemas de nematóides. Além disso, eles também podem ser adaptável para utilização em investigação de outras interacções dentro do ecossistema nemátodo incluindo a influência dos organismos adicionalmente ecologicamente relevantes na predação incluindo microrganismos, fungos e ácaros . Assim, eles fornecem um meio para dissecar como esses comportamentos predatórios são regulados, como eles podem ter evoluído e também a sua importância ecológica.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Nylon net filters (20 µm) Merck Millipore Ltd NY2004700 Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.
PP Funnel for filter (54 mm) Duran 292215003 Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.
Small petri dish (35/10 mm) Greiner Bio-One  627102 For imaging on High speed camera
Zeiss SteREO Discovery V12 For mouth form identificaton
Axio-Imager A1 For mouth form identificaton
Glass Slides Roth H869
Cover Slips Roth 657
Motion Scope M3 Highspeed camera IDT High speed camera
Video zoom 44 ENG 1/2" 0.5X to 2.4X Zeis 452984-0000-000 High speed camera zoom
Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:
Agar Roth 5210.2 CAS-Nr. 9002-18-0
Sodium chloride (NaCl) Roth 3957 CAS-Nr. 7647-14-5
Bacto Tryptone BD 211699 Lot 4316614
Calcium chloride dihydrate (CaCl2) Sigma-Aldrich C3306 CAS-Nr. 10035-04-8
Cholesterol from lanolin Sigma-Aldrich F 26732 00050 CAS-Nr. 57-88-5
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4) Merck 1,058,861,000 CAS-Nr. 10034-99-8
Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4) ACROS organics 271080025 CAS-Nr. 7778-77-0
6 cm petri dish Greiner Bio-One 628102
3.5 cm petri dish Greiner Bio-One 627102
M9 ingredients:
Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4) ACROS organics 271080025 CAS-Nr. 7778-77-0
Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO4) Sigma-Aldrich S9390-500G-D CAS-Nr. 7782-85-6
Sodium chloride (NaCl) Roth 3957 CAS-Nr. 7647-14-5

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wilecki, M., Lightfoot, J. W., Susoy, V., Sommer, R. J. Predatory feeding behaviour in Pristionchus nematodes is dependent on phenotypic plasticity and induced by serotonin. J Exp Biol. 218, (Pt 9), 1306-1313 (2015).
  2. Ragsdale, E. J., Muller, M. R., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. A Developmental Switch Coupled to the Evolution of Plasticity Acts through a Sulfatase. Cell. 155, (4), 922-933 (2013).
  3. Goodman, M. B. Mechanosensation. WormBook. 1-14 (2006).
  4. Rankin, C. H. Nematode behavior: the taste of success, the smell of danger! Curr Biol. 16, (3), R89-R91 (2006).
  5. Beverly, M., Anbil, S., Sengupta, P. Degeneracy and neuromodulation among thermosensory neurons contribute to robust thermosensory behaviors in Caenorhabditis elegans. J Neurosci. 31, (32), 11718-11727 (2011).
  6. Kimata, T., Sasakura, H., Ohnishi, N., Nishio, N., Mori, I. Thermotaxis of C. elegans as a model for temperature perception, neural information processing and neural plasticity. Worm. 1, (1), 31-41 (2012).
  7. Vidal-Gadea, A., et al. Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans. Elife. 4, (2015).
  8. Chute, C. D., Srinivasan, J. Chemical mating cues in C. elegans. Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).
  9. Sherlekar, A. L., Lints, R. Nematode Tango Milonguero - the C. elegans male's search for the hermaphrodite vulva. Semin Cell Dev Biol. 33, 34-41 (2014).
  10. Sasakura, H., Mori, I. Behavioral plasticity, learning, and memory in C. elegans. Curr Opin Neurobiol. 23, (1), 92-99 (2013).
  11. Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. 1-23 (2012).
  12. Bumbarger, D. J., Riebesell, M., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. System-wide Rewiring Underlies Behavioral Differences in Predatory and Bacterial-Feeding Nematodes. Cell. 152, (1-2), 109-119 (2013).
  13. Dieterich, C., et al. The Pristionchus pacificus genome provides a unique perspective on nematode lifestyle and parasitism. Nature Genetics. 40, (10), 1193-1198 (2008).
  14. Schlager, B., Wang, X. Y., Braach, G., Sommer, R. J. Molecular Cloning of a Dominant Roller Mutant and Establishment of DNA-Mediated Transformation in the Nematode Pristionchus pacificus. Genesis. 47, (5), 300-304 (2009).
  15. Witte, H., et al. Gene inactivation using the CRISPR/Cas9 system in the nematode Pristionchus pacificus. Dev Genes Evol. 225, (1), 55-62 (2015).
  16. Lo, T. W., et al. Precise and Heritable Genome Editing in Evolutionarily Diverse Nematodes Using TALENs and CRISPR/Cas9 to Engineer Insertions and Deletions. Genetics. 195, (2), 331-348 (2013).
  17. Sommer, R. J., McGaughran, A. The nematode Pristionchus pacificus as a model system for integrative studies in evolutionary biology. Molecular Ecology. 22, (9), 2380-2393 (2013).
  18. Herrmann, M., et al. The nematode Pristionchus pacificus (Nematoda : Diplogastridae) is associated with the oriental beetle Exomala orientalis (Coleoptera:Scarabaeidae) in Japan. Zoological Science. 24, (9), 883-889 (2007).
  19. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis. J Vis Exp. (47), e2293 (2011).
  20. Serobyan, V., Ragsdale, E. J., Sommer, R. J. Adaptive value of a predatory mouth-form in a dimorphic nematode. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 281, 20141334 (2014).
  21. Albrecht, D. R., Bargmann, C. I. High-content behavioral analysis of Caenorhabditis elegans in precise spatiotemporal chemical environments. Nat Methods. 8, (7), 599-605 (2011).
  22. Yeminin, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nat Methods. 9, (10), 877-879 (2013).
  23. Raizen, D. M., Lee, R. Y. N., Avery, L. Interacting Genes Required for Pharyngeal Excitation by Motor Neuron MC in Caenorhabditis elegans. Genetics. 141, (4), 1365-1382 (1995).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics