Transuréthrale médicamenteuse chez les souris mâles adultes

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Immunology and Infection

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Summary

Instillation transuréthrale est une procédure difficile et n’a pas été bien décrite dans la littérature. Le but de ce manuscrit est de décrire une technique pour l’insertion d’un cathéter intravésical livraison de liquides par des substances actives dans la vessie ou la prostate chez les souris mâles adultes transurétrale.

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Lee, S., Carrasco Jr., A., Meacham, R. B., Malykhina, A. P. Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse. J. Vis. Exp. (129), e56663, doi:10.3791/56663 (2017).

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Abstract

Instillation transurétrale peut être utilisée pour offrir des solutions différentes, avec des ingrédients actifs (par exemple, médicaments, produits chimiques, de bactéries et virus) localement dans la vessie à induire des modèles animaux de pathologies de la vessie ou évaluer la efficacité des traitements intravésicale. Plus les modèles de rongeurs du bas appareil urinaire (LUT) pathologies sont induites chez les souris femelles due à la facilité d’instillation intravésicale des substances par l’intermédiaire de l’urètre féminin. Toutefois, en raison de différences anatomiques entre le LUT féminin et masculin, transurethral instillation dans une souris mâle a été considéré comme une procédure très difficile, et il n’a pas été précédemment décrit. Dans ce manuscrit, nous fournir une description détaillée de la façon de préparer les tubes en polyéthylène (PE) pour une insertion ultérieure dans l’urètre d’une souris mâle. En outre, nous analysons le type idéal de tubes PE à utiliser selon le site désiré d’inoculation. En outre, nous décrire point par point comment préparer un animal pour une instillation transuréthrale réussi à éviter toute blessure de l’urètre et assurer la livraison de la solution à l’endroit désiré. La procédure est engagée en rétractant le prépuce et le gland pour exposer l’ouverture du méat urétral. Ensuite, le gland sont saisies par émoussé pinces non-concasser pour stabiliser le pénis et les tubes de PE. Les tubes PE sont d’abord inséré dans le méat urétral parallèle au corps animal, puis son angle est ajusté en inclinant le cathéter pour manœuvrer pour suivre la courbure naturelle de l’urètre. Cette technique peut être utilisée pour les modèles murins induite par des pathologies de la vessie et/ou évaluer l’efficacité du traitement intravésical chez les souris mâles.

Introduction

L’approche de l’instillation transuréthrale a été utilisé dans des études antérieures comme l’une des méthodes pour créer des modèles de rongeurs de la vessie pathologies1,2,3,4 et peut être utilisé pour évaluer la efficacité des traitements localement livrés chez la souris. Bien que les modèles animaux ne peuvent pas entièrement récapituler des pathologies humaines, identification des mécanismes sous-jacents dans les études animales fournit une meilleure compréhension des troubles humains LUT comme le syndrome de douleur de la cystite interstitielle/vessie, neurogène cystite, cystite auto-immune et inflammation bénigne de la prostate5.

La procédure de l’instillation transuréthrale réalisée sur une souris mâle adulte est techniquement plus difficile que l’instillation intravésicale dans une souris femelle adulte6. L’anatomie naturellement courbée de l’urètre masculin ainsi que de son petit diamètre, il est techniquement difficile accomplir la transurethral insertion d’un cathéter. Par conséquent, des instructions détaillées pour l’induction transuréthrale de souris de l’infection des voies urinaires6 et LUT inflammation7,8,9,10,11 , 12 , 13 , 14 , 15 par cathéter inséré à la vessie ont été définis précédemment chez les souris femelles seulement. Ce manuscrit a pour but de fournir une description étape par étape de la technique pour l’instillation transuréthrale de substances chez les souris mâles, y compris les clips vidéo, des images et illustrations. Instillation transuréthrale procédures chez une souris mâle adulte peuvent être effectuées avec la variable inocule semblable à celle précédemment décrite dans la souris femelle7 et fusionné avec des techniques complémentaires telles que des enregistrements d’électromyogramme de viscéromotrice réponses (VMR)16.

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Protocol

toutes les procédures avec des animaux, dont la méthode et la durée de l’anesthésie, ainsi que les soins post-opératoires, ont été discutés avec un vétérinaire et approuvés par l’animalerie institutionnelle et utilisation Comité (IACUC) à la établissement affilié. Dans ce manuscrit, toutes les procédures ont été réalisées avec 8 à des souris mâles C57BL/6 15 semaines et le protocole suit les directives de soins aux animaux, approuvées par l’IACUC à l’Université du Colorado.

1. préparation du tube

Remarque : pour susciter l’inoculum, une aiguille attachée au tuyau de polyéthylène (PE) ( Figure 1 a) ou une petite jauge (< 24 G) cathéter peut être utilisé ( la figure 1). L’utilisation d’un cathéter ne nécessite aucune préparation autre que stérilisation avec 70 % d’éthanol (EtOH). L’inoculum est la substance qui est inculquée/injecté/déposés dans les voies urinaires. Cela peut être une solution contenant des bactéries, virus ou un produit chimique. Il est préparé d’avance et par le protocole de recherche. Par exemple, si l’étude vise à évaluer les effets de l’infection à e. coli sur les voies urinaires basses, les chercheurs devront préparer l’inoculum contenant des bactéries, qui peuvent être inoculés/instillé dans les voies urinaires basses.

  1. Préparation de l’aiguille attachée à tubes PE est simple et se compose des éléments suivants : choisir la taille des tubes PE basé sur l’organe cible et l’âge d’un animal. Pour un animal de moins de 12 semaines, utiliser des tubes PE-10 (diamètre extérieur est de 0,024 pouces et diamètre intérieur est de 0,011 pouces). Tubes PE-10 est suggérée pour être applicable pour (1) l’ensemencement primaire d’inoculum dans la partie antérieure de la prostate (AP) et des vésicules séminales (SV), ou (2) l’ensemencement primaire de l’inoculum dans la vessie d’un animal plus jeune que l’âge de 12 semaines. Tubes PE avec un plus grand diamètre de jusqu'à la taille 50 PE (diamètre extérieur jusqu'à 0,038 po et à l’intérieur de diamètre jusqu'à 0,023 pouces) peut être utilisée pour l’ensemencement primaire de l’inoculum dans la vessie des animaux plus âgés.
  2. Couper environ 2,5 pouces de tubes PE.
  3. Sélectionnez une aiguille qui s’adapte au diamètre de PE sélectionné pour être utilisé. Une aiguille de 27 G peut s’insérer dans la lumière des tubes PE-10, et une aiguille de 22 G correspond à la lumière des tubes PE-50.
    1. Prepare l’aiguille avant l’insertion dans le tube PE en frottant le tranchant de l’aiguille sur une pierre à huile commercialement disponibles ( Figure 1 a -B) pour le rendre terne, ou utiliser un blunt disponible dans le commerce aiguille.
  4. Introduire l’aiguille émoussée ( Figure 1) dans la lumière du tube PE. Éviter d’endommager le lumen ou l’entrée dans un faux chenal en s’assurant que les restes de l’aiguille au centre du lumen. ( figure 1 -E). Si le tube PE est endommagé lors de l’insertion de l’aiguille émoussée, coupez l’extrémité endommagée et relancer le processus de.
  5. Déposer le tube à PE aiguille-attaché dans 70 % des EtOH pour stérilisation jusqu'à son utilisation pour la procédure. Rincer les 70 % EtOH dans la tubulure de l’aiguille-PE pour stériliser la lumière tout en assurant là n’est aucune fuite de la tuyauterie PE de dommages pendant le processus d’insertion de l’aiguille. S’il y a des fuites, jeté le tube de l’aiguille-PE.
    Remarque : L’extrémité du tube PE doit être lisse avant cathétérisme. Pour éviter tout problème avec l’introduction de tube PE dans l’urètre, il est recommandé de couper l’extrémité du tube PE juste avant cathétérisme ( Figure 1F). La longueur minimale suggérée du tube PE est 1,5 pouces, qui comprend la partie entourant l’aiguille.

2. Cathétérisme

  1. avant l’induction de l’anesthésie, vider la vessie des souris.
    1. , Appliquez une légère pression et massage au bas du ventre de la souris. Ces manœuvres conduisent généralement à miction spontanée. Une vessie pleine peut entraîner la dilution ou la fuite immédiate des inoculum instillée.
      NOTE : Une option supplémentaire pour garantir une vessie vide dans une souris est de priver l’animal d’eau pendant au moins 1 heure avant le début de la procédure de l’instillation transurétrale. Privation d’eau devrait être approuvée par l’institution dans le cadre du protocole animal.
  2. Utilisent une machine d’anesthésie isoflurane courant (2 %) pour induire l’anesthésie.
    1. Une fois que l’animal est anesthésié, placez-le sur une couverture de chauffage chaude et couvrir avec un tapis bleu avec son nez à l’intérieur d’un nez conique pour l’entretien de l’anesthésie continue.
    2. Confirmer que l’animal soit sous anesthésie en vérifiant le réflexe pédale (pincement de l’orteil).
  3. Une fois que le réflexe de pédale est absent, procédez en rétractant le prépuce.
    1. Presse la région pubienne avec le pouce et l’index de l’un main ( Figures 2 a et 2 b) et tirez pour que le pénis de glandes en utilisant le pouce et l’index de l’autre (de la main la figure 2). Lorsque cela est fait correctement, le prépuce, le gland du pénis et corps du pénis restent exposés. ( figure 2D et Figure 2F). Ne pas utiliser de pinces pour tirez pénis glandes que cela se traduira par des dommages au tissu.
  4. Lubrifier l’extrémité du cathéter et le gland avec lubrifiant chirurgical stérile avant l’insertion du cathéter. Cela facilitera l’insertion du tube PE.
    NOTE : Carrés emballés individuellement de lubrifiant chirurgical, au lieu d’un grand tube, sont recommandés pour chaque usage afin de maintenir des conditions stériles.
  5. Tenez délicatement le bout du pénis avec une pincette terne et presser doucement le gland afin de provoquer le méat urétral ouvrir.
  6. Tenir la seringue avec les tubes PE aiguille-attachées ou le tuyau lui-même PE et insérez le tube de PE dans le méat urétral.
    Remarque : Une poignée de trépied de la seringue avec l’aiguille-attaché PE-tube ou le tuyau lui-même à l’aide du pouce, index et médius de PE est recommandée pour la stabilité.
    Remarque : Le chemin d’accès de cathétérisme doit être courbé en raison de la courbure naturelle de l’urètre, entouré par le gland du pénis et le corps du pénis chez la souris mâle adulte, tel qu’illustré dans la Figure 3 a et 3 b Figure. Les tubes PE cathétérisée peuvent rencontrer résistance lors de cathétérisme, par conséquent, il est recommandé d’ajuster l’angle en inclinant le tube vers le haut ou vers le bas pour aide avance les tubes PE à la suite de l’organe cible. Si nécessaire, les tubes de PE peuvent être légèrement tournée pour l’aider à manœuvrer à travers les différents virages de l’urètre. Lorsqu’il y a aussi beaucoup de résistance, le tuyau doit être tiré vers l’arrière et puis avance à nouveau avec la pression minimale. En tirant le tube PE-sortir complètement et en utilisant plus de lubrification peut être utile.
  7. Effectuer instillation de l’inoculum, une fois que le PE-tube a atteint l’organe souhaité en appuyant sur le piston de l’aiguille d’inculquer le volume souhaité de l’inoculum (volume de 5 à 200 µL est suggéré).
    1. Car une instillation de l’inoculum dans la vessie, avancer le tube PE jusqu'à environ 0,75 pouces des tubes PE est inséré ( Figure 3 a).
      Remarque : pour l’instillation de l’inoculum dans les AP et de la SV, généralement, thtube e inséré répond résistance lorsqu’elle atteint le point d’ouverture dans la partie antérieure de la prostate. En ajustant l’angle en inclinant le tube vers le haut ou vers le bas, les tubes PE avancera plus loin jusqu'à ce qu’environ 1 pouce de tubes PE a été inséré ( Figure 3 b).

3. In Vivo Imagerie des voies urinaires basses et reins

Remarque : l’objectif de l’imagerie in vivo dans ce manuscrit est : (1) pour confirmer la localisation spatiale de l’inoculum ; et (2) pour évaluer l’incidence du reflux de l’inoculum pour la reins. À cet effet, on peut servir une souris soit anesthésiée ou euthanasiée.

  1. Afin de visualiser les voies urinaires basses d’une souris mâle adulte, effectuer inférieure laparotomie médiane abdominale pour exposer la vessie, la prostate et les vésicules séminales.
    1. Inciser la peau dans la ligne médiane de l’os pubien juste en dessous du processus xiphoïde à l’aide de ciseaux.
    2. Élever la peau de tissu sous-cutané.
    3. Identifier l’avasculaire linea alba se trouve dans la ligne médiane et cela pour entrer dans la cavité péritonéale, où se trouvent tous les organes inciser.
    4. Confirmer la localisation spatiale par la visualisation de la teinture bleue ou un autre agent de suivi appropriée.

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Representative Results

Instillation transuréthrale de teinture bleue par l’intermédiaire de tubes PE 50 a entraîné l’instillation du colorant dans la vessie (Figure 4 a) et par l’intermédiaire de tubes PE 10 dans la colorisation de la SV et AP (Figure 4 b), respectivement. Afin de déterminer si l’instillation transuréthrale jouée provoque un reflux instantané de l’inoculum aux reins ou non, le rein et l’uretère ont été observés suivi par l’instillation de 100 µL de la teinture bleue et un colorant fluorescent (Figure 4 a-B). Aucun de la médicamenteuse à l’aide de deux différentes tailles de tubes PE et deux différents colorants n’a révélé la colorisation des uretères ou reins.

Figure 1
Figure 1 : Préparation pour l’insertion en polyéthylène (PE), tubes 50 d’aiguille 22 G. L’aiguille fine (A) est broyé contre une pierre d’huile (B) pour atténuer les arêtes vives (C). Une fois que l’aiguille est émoussée, l’aiguille est insérée dans la lumière du tube PE (D) et avancé au fil de l’aiguille avec une pince fine (E). Le tube est ensuite coupé à environ 1,5 pouces (F). Angiocath 24 G (G) peut également être utilisé. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Prépuce chez les souris mâles couvre le gland méat urétral (A), avec une légère traction du prépuce, le gland peut être exposés (B) et avec une légère traction du gland (C), le prépuce entière peut être rétracté (D), ainsi permettant un accès facile pour le méat urétral et l’urètre. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Illustrations de bas organes urinaires ; vessie, la prostate et les vésicules séminales (SV) montrant transuréthrale instillation à l’aide de tubes PE 50 (A) et tubes PE 10 (B) pour l’amorçage principal de la vessie et prostate SV/antérieur, respectivement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Images des organes des voies urinaires supérieures et inférieures ; reins, vessie, prostate et vésicules séminales (SV) après instillation transuréthrale utilisant des tubes PE 50 (A) et tubes PE 10 (B). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Ce manuscrit a décrit en détail une méthode de transurethral instillation chez les souris mâles adultes. Différentiel principal domaine de semis sont accessibles à l’aide de tubes de PE de différents diamètres. PE-50 est recommandé pour arriver avec succès à la lumière de la vessie, tout en un plus grand diamètre que PE-10 est utilisé pour atteindre l’AP et la SV (Figure 3 a-B). Outre le choix de la taille des tubes PE et organe cible pour l’inoculation, autres facteurs, tels que le volume d’inoculum instillée, jouent également un rôle dans l’emplacement de fin et la distribution de la solution. Nos expériences ont démontré que l’instillation transuréthrale de 100 µL de bleu de teinture à l’aide de deux PE-10 ou PE-50 ne déclenche pas le reflux instantané du colorant aux reins. Toutefois, le reflux de l’urine aux reins peut-être se produire au cours de la période après l’instillation et peut entraîner une infection rénale, comme l’a montré précédemment dans des souris femelles adultes8. Par conséquent, évaluation histologique des reins est fortement recommandée pour confirmer l’absence de contamination indirecte des reins de transurethral instillations.

Il y a plusieurs étapes clés importantes pour effectuer une instillation transuréthrale réussie de l’inoculum. Tout d’abord, le tube de PE doit être d’une longueur suffisante — au moins 2,5 pouces. Cela permettrait d’autres réglages de la longueur de tube, si nécessaire, au cours du processus de préparation du tube, ou en suivant la procédure de l’instillation transurétrale. Plusieurs tentatives et des échecs au cours de l’étape 9 du présent protocole peuvent provoquer un blocage de la fin inséré des tubes PE de fluides corporels. Dans cette situation, l’extrémité du tube PE devrait être découpée pour avoir une pointe claire pour les tentatives ultérieures. Une fois l’extrémité du tube PE découpée, le lubrifiant chirurgical devrait être réutilisé. Deuxièmement, une bonne prise de la seringue ou tuyau lui-même PE augmente le taux de réussite. Troisièmement, une longueur suffisante du tube PE doit être insérée et le prépuce, le gland du pénis et corps du pénis doivent être rigoureusement alignés sans poignée de main au cours du processus de cathétérisme. Dans le cas contraire, le reflux de l’inoculum peut arriver quand on pousse le piston de la seringue.

Meilleurs résultats pour la procédure de l’instillation transurétrale peuvent être un résultat de pratique accompagnée en évitant les dommages causés à l’orgue de l’urètre et de la cible au cours de la procédure. Résultats du rendement peuvent être validés à l’aide de teintures colorées ou colorants fluorescents comme procédure pour confirmer la localisation principale de l’inoculum et aucun signe de reflux aux reins.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Les auteurs n’ont pas des remerciements.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 10 BD Medical 63019-004
BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 50 BD Medical 63019-048
BD Insyte-N Autoguard/ Angiocath BD Medical 311411
Ethanol (EtOH) Fisher Scientific BP2818500
BD Needle Only 22 Gauge (G) 1 inch Becton Dickson 205155
BD Needle Only 27 Gauge (G) 1/2 inch Becton Dickson 305129
Luer stub, 22 G X 0.5 in / Blunt Needle Instech LS22
Luer stub, 27 G X 0.5 in / Blunt Needle Instech LS27
6" Long x 2" Wide x 1" Thick, Aluminum Oxide Sharpening Stone / Oil Stone Norton 40204034
Surgical Lubricant Sterile Bacteriostatic Folilpac Surgilube 281020543
Isoflurane Fluriso 13985-528-60
SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System Kent Scientific SS-01
Dissecting Forceps, Curved vwr 82027-392
BD 1 ml Syringe BD Medical 309626
India Ink Solution., 0.2% in PBS buffer Alfa Aesar J61007
8~12 weeks old male C57B/6 Mice Jackson Lab #000664

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References

  1. Lee, S., Yang, G., Bushman, W. Prostatic inflammation induces urinary frequency in adult mice. PLoS One. 10, (2), e0116827 (2015).
  2. Wong, L., Hutson, P. R., Bushman, W. Prostatic inflammation induces fibrosis in a mouse model of chronic bacterial infection. PLoS One. 9, (6), e100770 (2014).
  3. Elkahwaji, J. E., Zhong, W., Hopkins, W. J., Bushman, W. Chronic bacterial infection and inflammation incite reactive hyperplasia in a mouse model of chronic prostatitis. Prostate. 67, (1), 14-21 (2007).
  4. Boehm, B. J., Colopy, S. A., Jerde, T. J., Loftus, C. J., Bushman, W. Acute bacterial inflammation of the mouse prostate. Prostate. 72, (3), 307-317 (2012).
  5. Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Bushman, W. Models of inflammation of the lower urinary tract. Neurourol Urodyn. 30, (5), 673-682 (2011).
  6. Thai, K. H., Thathireddy, A., Hsieh, M. H. Transurethral induction of mouse urinary tract infection. J Vis Exp. (42), (2010).
  7. Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Boldon, K., Bushman, W. Bacterial cystitis is accompanied by increased peripheral thermal sensitivity in mice. J Urol. 179, (2), 759-763 (2008).
  8. Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. Time course and host responses to Escherichia coli urinary tract infection in genetically distinct mouse strains. Infect Immun. 66, (6), 2798-2802 (1998).
  9. Dinis, P., Charrua, A., Avelino, A., Cruz, F. Intravesical resiniferatoxin decreases spinal c-fos expression and increases bladder volume to reflex micturition in rats with chronic inflamed urinary bladders. BJU Int. 94, (1), 153-157 (2004).
  10. Cayan, S., et al. Botulinum toxin type A may improve bladder function in a rat chemical cystitis model. Urol Res. 30, (6), 399-404 (2003).
  11. Jerde, T. J., Bjorling, D. E., Steinberg, H., Warner, T., Saban, R. Determination of mouse bladder inflammatory response to E. coli lipopolysaccharide. Urol Res. 28, (4), 269-273 (2000).
  12. Saban, M. R., et al. LPS-sensory peptide communication in experimental cystitis. Am J Physiol Renal Physiol. 282, (2), F202-F210 (2002).
  13. Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli through a lipopolysaccharide-dependent mechanism. J Immunol. 166, (2), 1148-1155 (2001).
  14. Saban, M. R., et al. Discriminators of mouse bladder response to intravesical Bacillus Calmette-Guerin (BCG). BMC Immunol. 8, 6 (2007).
  15. Bjorling, D. E., et al. Acute acrolein-induced cystitis in mice. BJU Int. 99, (6), 1523-1529 (2007).
  16. Sadler, K. E., Stratton, J. M., Kolber, B. J. Urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice. J Vis Exp. (86), (2014).

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