Использование Looming визуальных стимулов для оценки зрения мыши

Behavior

Your institution must subscribe to JoVE's Behavior section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Чтобы изучить зрение мыши, мы провели надвигающийся тест. Мыши были размещены на большой квадратной арене с монитором на потолке. Надвигающийся визуальный стимул последовательно вызывал замораживание или полет реакции у мышей.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Koehler, C. C., Hall, L. M., Hellmer, C. B., Ichinose, T. Using Looming Visual Stimuli to Evaluate Mouse Vision. J. Vis. Exp. (148), e59766, doi:10.3791/59766 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Зрительная система в центральной нервной системе обрабатывает различные зрительные сигналы. Хотя общая структура была охарактеризована от сетчатки через боковое гениальное ядро к зрительной коре, система сложна. Были проведены клеточные и молекулярные исследования для выяснения механизмов, лежащих в основе зрительной обработки и, как следствие, механизмов заболевания. Эти исследования могут способствовать развитию искусственных визуальных систем. Для проверки результатов этих исследований необходимо тестирование на поведенческое зрение. Здесь мы показываем, что надвигающийся эксперимент стимуляции является надежным испытанием зрения мыши, который требует относительно простой установки. Эксперимент проводился в большом вольере с укрытием в одном углу и компьютерным монитором, расположенным на потолке. Камера CCD, расположенная рядом с монитором компьютера, служила для наблюдения за поведением мыши. Мышь была помещена в корпус в течение 10 минут и позволила акклиматизироваться и исследовать окрестности. Затем, монитор прогнозируемых программы полученных надвигающийся стимул 10 раз. Мышь ответила на раздражители либо замораживанием, либо бегством в тайник. Поведение мыши до и после надвигающихся стимулов было записано, и видео было проанализировано с помощью программного обеспечения для отслеживания движения. Скорость движения мыши значительно изменилась после надвигающихся стимулов. В отличие от этого, никакой реакции не наблюдалось у слепых мышей. Наши результаты показывают, что простой надвигающийся эксперимент является надежным испытанием зрения мыши.

Introduction

Зрительная система начинается на сетчатке, где зрительные сигналы захватываютсяфоторецепторами, направляются в биполярные клетки (2-го порядка нейронов), и, наконец, передается ганглия клетки (3-го порядка нейронов). Считается, что нейроны ретина 2nd- и 3-гопорядкаобразуют несколько нервных путей, которые передают определенные аспекты визуальной сигнализации, такие как цвет, движение или форма. Эти разнообразные визуальные особенности передаются в боковое гениальное ядро и зрительную кору. В отличие от этого, визуальные сигналы, ведущие к движению глаз, направляются в верхний колликул. Классически были идентифицированы два ретино-кортикальных пути- магноцеллюлярные и парвоклеточные пути. Эти пути кодируют движущиеся и стационарные объекты, соответственно, иих существование воплощает в себе основную концепцию параллельной обработки 1,2,3,4, 6. В последнее время более 15типов биполярных клеток 7,8,9,10,11 и ганглия клеток12,13,14 ,15,16 были зарегистрированы в сетчатке многих видов, в том числе приматов сетчатки. Эти клетки отличаются не только морфологическими аспектами, нои экспрессией различных маркеров и генов 8,10,17,18, предполагая, что различные особенности визуальные сигналы обрабатываются параллельно, что является более сложным, чем первоначально предполагалось.

Сотовые и молекулярные технологии внесли свой вклад в наше понимание визуальной обработки и потенциальных механизмов заболевания, которые могут возникнуть в результате аномарной визуальной обработки. Такое понимание может способствовать развитию искусственных глаз. Хотя клеточные исследования и анализ предлагают углубленные знания на клеточном уровне, сочетание поведенческих экспериментов и клеточных экспериментов значительно увеличит наше текущее понимание мельчайших визуальных процессов. Например, Yoshida et al.19 обнаружили, что звездообразования амакринных клеток являются ключевыми нейронами для обнаружения движения в сетчатке мыши. После клеточных экспериментов, они провели оптокинетический нистагм (OKN) поведенческий эксперимент, чтобы показать, что мыши-мутанты, в которых звездообразования амакринных клеток были дисфункциональными, не реагировали на движущиеся объекты, тем самым подтверждая их клеточные расследования. Кроме того, Pearson et al.20 провели трансплантацию фоторецепторов в сетчатке мыши для восстановления зрения у больных мышей. Они провели не только клеточные эксперименты, но и измерили поведение мыши с помощью оптомоторных записей ответов и задач водного лабиринта, что позволило Pearson et al. проверить, что пересаженные фоторецепторы восстановили зрение у ранее слепых мышей. В совокупности поведенческие эксперименты являются сильными инструментами для оценки зрения мыши.

Для измерения зрения мыши доступны несколько методов. Эти методы имеют преимущества и ограничения. In vivo ERG предоставляет информацию о том, правильно ли реагирует на световые стимулы сетчатки мыши, особенно фоторецепторы и двухполярные клетки ON. ERG может быть протестирован либо в scotopic или фотопиковые условия21,22. Тем не менее, ERG требует анестезии, которая может повлиять на выход измерения23. Оптокинетический рефлекс (OKR) или оптомоторная реакция (OMR) является надежным методом оценки контрастной чувствительности и пространственного разрешения, как функциональных компонентов зрения мыши. Тем не менее, OKR требует хирургического вмешательства, чтобы прикрепить устройство фиксации к черепу мыши24. OMR не требует ни хирургического вмешательства, ни обучения мышей; однако, это требует обучения, чтобы позволить экспериментатору субъективно обнаружить тонкие движения головы мыши в ответ на движущуюся решетку в оптическом барабане 25,26. Ученик свет рефлекс измеряет сужение зрачка в ответ на световые стимулы, которые не требуют анестезии и экспонатов объективных и надежных ответов 19. Хотя ученик рефлекс имитирует реакцию света в ретье in vivo, рефлекс опосредованной главным образом внутренне photosensitive клетками ганглия ретин (ipRGCs) 27. Поскольку IPRGCs представляют небольшое меньшинство RGCs и не служат в качестве обычных образообразующих ганглия клетки, это измерение не предоставляет информацию, относящуюся к большинству клеток ганглия.

Эксперимент с надвигающимся светом ранее не считался серьезным испытанием для измерения зрения мыши. Тем не менее, это также надежный и надежный тест на зрение для различных видов, таких как мышь28,29, зебрафиш30, саранча31,32, и человека33,34, 35. Важно, что надвигающийся эксперимент является одним из немногих методов для проверки имидж-образного пути - это не рефлекторный путь - с учетом визуальных и лимбических систем в центральной нервной системе участвуют в этой схеме36, 37,38. Мы создали надвигающуюся систему визуального стимулирования и продемонстрировали свою способность выявлять обнаружение движения в мыши, которую мы используем в качестве прокси для оценки нетронутости визуальной системы мыши.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все эксперименты и уход за животными проводились в соответствии с протоколом, утвержденным Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию в Университете штата Уэйн (протокол No 17-11-0399).

1. Подготовка к эксперименту

  1. Построить прямоугольный открытый корпус для размещения мыши во время надвигающейся визуальной презентации стимулов. Мы построили корпус 40 см х 50 см x 33 см с использованием алюминиевых обрамляющих и ПВХ панелей(рисунок 1A,B). Положите лист бумаги, чтобы покрыть весь пол корпуса, чтобы обеспечить легкую очистку между испытаниями. Добавьте непрозрачное укрытие в углу корпуса с входом в центр арены для легкого входа и выхода.
  2. Навеждная камера с широкоугольным объективом для захвата поведения мыши. Закрепите камеру на столовой стойке, прилегающей к корпусу. Для лучшего качества видео съемки, используйте частоту кадров камеры 60 FPS или выше.
  3. Настройка монитора компьютера поверх корпуса. Поскольку монитор не был виден снаружи, был подготовлен второй монитор, который дублировал изображения, показанные на первичном мониторе.
  4. Подготовьте надвигающийся шаблон для проекции. Один из способов сделать это заключается в использовании PsychToolbox3 в программном обеспечении MatLab для кодирования для расширения черного круга(рисунок 1C). Установите стимул, чтобы начать с визуального угла 2 "и расширить до 50" более 250 мс; эти параметры определяют скорость стимула (см. рисунок 1D для визуального расчета угла). Установите код, чтобы повторить стимул 10 раз с интервалом 1 с.
    ПРИМЕЧАНИЕ ПРИМЕЧАНИЕ, стимул начал каждое повторение сразу же после окончания предыдущей презентации. Для получения дополнительной информации о стимулировании презентации, пожалуйста, обратитесь к разделу 3.
  5. Выберите мышей, представляющих интерес для надвигающихся стимулов. Здесь используйте 32 здоровых глаза мышей C57 фона, мужчины и женщины, от 4 до 14 недель. Кроме того, используйте 3 слепых мышей (тяжелая катаракта в обоих глазах), чтобы оценить, действительно ли реакция на надвигающийся стимул была визуально управляемым поведением. Эти слепые мыши не имели зрачков светового рефлекса и оптомоторной реакции.

2. Акклиматизация мышей

  1. Поместите мышь в корпус и дайте ей свободно исследовать его окрестности. Если это возможно, постарайтесь свести к минимуму стресс во время передачи животных, используя заднюю часть свободной руки в качестве места отдыха для мыши, а не позволяя ему повесить без поддержки. Мышь должна найти весь корпус, чтобы быть безопасным и должны обнаружить укрытие. Бросьте несколько гранул пищи в углу напротив убежища, чтобы побудить мышь оставаться за пределами убежища.
  2. Разрешить мыши акклиматизироваться в любом месте от 7 до 15 мин29,39. Мы позволили 10 минут акклиматизации до начала стимула. Кроме того, 10 мин акклиматизации за день до эксперимента может облегчить мышей.

3. Looming визуальные стимулы проекции

  1. Перед вставкой мыши на арену убедитесь, что стимул-код готов к запуску, чтобы облегчить как можно меньше изменений освещения, пока мышь находится в корпусе. Как только программное обеспечение готово к запуску, аккуратно поместите мышь в корпус.
  2. За 10 секунд до стимуляции начните видеосъемку.
  3. Начните надвигающиеся визуальные стимулы, когда мышь находится вдали от укрытия и свободно перемещается на открытой арене. Подождите 10 секунд после последнего презентации стимула, чтобы завершить запись.
    1. Начните презентацию стимула, когда мышь находится в углу дальше от убежища. Однако, когда мыши, кажется, не желают исследовать дальний угол, представить стимул, когда мышь находится в другом углу арены. Это, как представляется, не делает разницы в поведенческой реакции животных.
  4. Перенесите мышь обратно в исходную клетку. Очистите корпус для следующей мыши, распыляя стены и убежище с 70% этанола и вытирая его. Замените бумажный пол лайнера, если загрязнены и переместить убежище в том же первоначальном месте, если переехал во время передачи животных и очистки корпуса.

4. Видеоанализ

  1. Сохраните видеоклип для каждой мыши в формате .avi без сжатия файлов, чтобы обеспечить отсутствие потери данных при передаче программного обеспечения для анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ ПРИМЕЧАНИЕ, Отсутствие сжатия приведет к большему размеру файла; поэтому используйте внешний жесткий диск для хранения.
  2. Используйте программное обеспечение для анализа, чтобы отслеживать движение животного вокруг арены до, во время и после презентации стимула. Используйте коммерчески доступное программное обеспечение (см. Таблица материалов) с ручной способностью отслеживания для отслеживания положения головы мыши в каждом видеокадре, который генерировал X и Y координацию каждые 1/60 ms. Другое программное обеспечение для отслеживания движения включает FIJI (NIH )40 и EthoVision (Noldus).
  3. Рассчитайте скорость и расстояние мыши от убежища. Если изображение арены искажено из-за угла видео, исправьте координацию X и Y до расчета(рисунок 2).
  4. Сравните параметры до и после надвигающегося стимула начала, чтобы определить, как мышь ответила на раздражители, будь то замораживание, бегство, или демонстрируя никаких изменений в поведении29. Определите замораживание как эпизоды, где скорость была менее 20 мм/с для 0,5 с или дольше. Определите полет как эпизоды, где скорость увеличилась до 400 мм/с или больше и закончилась мышью в убежище. Определения для замораживания и полета были основаны на тех, которые были установлены Франчески и др.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Мышь со здоровыми глазами была помещена в вольер и позволила акклиматизироваться в течение 10 минут. Арена с монитором на потолке находилась в мезографических условиях (7 х 105 фотонов/мкм2/с). В период акклиматизации мышь исследовала пространство и обнаружила непрозрачный купол в качестве убежища. Когда мышь отошла от убежища, началось видеосъемка, за которой последовало начало визуального стимула. В ответ на надвигающийся стимул, большинство мышей побежал в купол (полет ответ), который наблюдался в 30 из 31 мышей (97%). Некоторые из мышей выставлены замораживания ответы, прежде чем они бежали (19/31 мышей, 61%). Надвигающийся стимул уменьшил световое состояние 1 журнала (6 х 105 фотонов/мкм2/с).

Захваченные видеоклипы были проанализированы с использованием либо коммерческого программного обеспечения аналитики с функцией ручного слежения (Image Pro Plus) или FIJI (NIH). Используя функцию отслеживания, положение мыши было определено в каждом кадре видео (60 кадров/с) до, во время и после надвигающихся стимулов. Мы проанализировали изменения скорости с течением времени, а также расстояние до укрытия(рисунок 3). При полете скорость резко возрастала, и расстояние до укрытия соответственно уменьшалось. В отличие от этого, скорость была около 0 мм /с, когда мыши замерзли. Задержка с наступлением надвигающихся стимулов до полета колебалась от 0,1 до 6,0 секунды (в среднем 2,2 с, 30 мышей). Диапазон максимальной скорости полета был 500-3000 мм/с (30 мышей).

Figure 1
Рисунок 1 - Экспериментальная система. (A) Схема надвигающегося корпуса стимулов. Монитор компьютера (21) покрывает потолок. В одном углу корпуса находится непрозрачный купол, в котором мышь может укрыться. Видеомонитор с широкоугольным объективом фиксирует поведение мыши. (B) Общий вид всей нашей установки. Вторичный монитор дублирует изображение, отображаемый на дисплее стимула. (C) Диаграмма надвигающегося стимула. Надвигающийся стимул начинается с 2 "(1,15 см) и держит на этом размере для 250 мс. Затем он расширяется до 50 "(30,8 см) в течение 250 мс и остается 50 "для дополнительных 500 мс. Это 1s последовательность затем повторяется еще 9 раз до прекращения. (D) Диаграмма расчетов стимула. Высота клетки диктует необходимый размер старта и конца (в сантиметрах) стимула для того чтобы произвести стимул который расширяет от 2 «до 50» когда сразу над мышью. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 2
Рисунок 2 расчеты анализа. Расчеты для коррекции перекоса с широкоугольного объектива. Благодаря размещению камеры, пол арены выглядит как трапециевидный вместо прямоугольника (слева). Таким образом, X и Y координаты мыши должны быть исправлены, чтобы точно проанализировать положение мыши (середина). Используя геометрию конгруэнтных треугольников, можно найти, сколько X-координат должны сдвинуться для того, чтобы правильно представлять движение мыши в трехмерном пространстве (справа). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 3
Рисунок 3 - Представитель ответы на надвигающиеся стимулы. (A) Пример движения мыши отслеживается в пределах арены. Красный круг показывает купол, куда бежала мышь и оставалась до тех пор, пока надвигающаяся исчезла. 1 - отправная точка положения мыши, когда видео захват начался. 2 - движение до начала стимула, когда мышь исследовала арену. 3 - надвигающийся стимул начался. Мышь прижалась к куполу (показано красной линией). 4 - мышь оставалась в куполе до и после прекращения стимула. (B) Скорость меняется как функция времени для этой мыши. Пунктирная линия указывает, когда началась надвигающаяся стимуляция. Продолжительность стимула указывается желтым фоном. Полный 10 второй цикл не показан здесь в виду того что мыши остали неподвижными в прибежище на всю продолжительность стимула. (C) Расстояние от купола с течением времени для той же мыши в (A) и (B). (D) и (E) Скорость и расстояние до купола для мыши, которые выставлены реакции замораживания (замораживание продолжительность показана красной двойной стрелой) до полета. Скорость была снижена по сравнению с управлением (до надвигающейся). Расстояние до купола за этот период не изменилось. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

С надвигающейся системой визуальных стимулов, большинство (97%) здоровых глазных мышей показали полетную реакцию. Одна из 29 мышей не продемонстрировала очевидной реакции полета. Тем не менее, мышь шла к куполу и оставалась рядом с ним, пока надвигающийся не исчез, указывая, что мышь была по крайней мере осторожной, когда надвигающиеся стимулы произошли. Таким образом, надвигающиеся стимулы постоянно вызывали врожденные реакции страха у здоровых мышей. С другой стороны, три слепых мышей не показали каких-либо ответов на надвигающейся (предварительные результаты). В совокупности мы демонстрируем, что надвигающиеся эксперименты являются полезным и последовательным тестом зрения для мышей.

Мы установили скорость надвигающихся стимулов на уровне 192 градусов/с. Франчески и др.29 рассмотрели надвигающиеся ответы с различной скоростью, от 5 до 84 градусов/с и наблюдали замораживание ответов преимущественно на более низких уровнях скорости. Yilmaz и Meister28 наблюдали реакцию полета на 35 до 350 градусов/с; однако задержка полета была длиннее на более высоких скоростях. Поэтому, чтобы вызвать последовательную реакцию полета, надвигающийся должен быть со скоростью 50 градусов /с или выше. Looming стимулы могут быть легко генерируются даже со стандартным программным обеспечением презентации. Тем не менее, такое программное обеспечение не может создавать более высокие скорости надвигающихся стимулов. Вместо этого мы использовали MatLab и PsychToolbox3 для создания визуальных стимулов на 192 градуса / с.

Мы акклиматизировали мышей в течение 10-15 мин до надвигающихся стимулов, который является акклиматизационный время предыдущие исследователи описали 28,29,39. Кроме того, мы проверили, изменила ли акклиматизация за день до этого надвигающееся поведение. Мы поместили мышей в вольер в течение 10 минут без надвигающихся стимулов за день до надвигающихся стимулов. Эта акклиматизация значительно сократила задержку полета (p qlt; 0.01, n no 7 мышей, данные не показаны). Хотя 10 мин акклиматизации в день надвигающейся последовательно вызывали реакцию на полет, за 1 день до акклиматизации уменьшилась задержка реакции на полет.

Есть некоторые ограничения для использования надвигающихся стимулов в качестве теста на зрение. Во-первых, трудно проверить один глаз за один раз. Если не зашить один глаз, оба глаза проверяются вместе. Во-вторых, механизмы поведенческой надвигающейся реакции не были полностью созданы. В сетчатке, Yilmaz и Meister 28 предложил, чтобы брюшной OFF-DSGCs (направление селективных ганглия клеток), но не ON-DSGCs, передать надвигающиеся сигналы, чтобы вызвать ответы. Этот вывод возник из их результатов, что мыши ответили на темные надвигающиеся стимулы, но не на белый надвигающейся. В мозгу, Вэй и др.36 и Шан и др.37 показали, что пути от высшего колликуля через миндалину и периаквеадтового серого несут ответственность за надвигающейся. Однако для подтверждения этих исследований следует провести дополнительные исследования.

Несмотря на некоторые ограничения существуют в отношении надвигающегося эксперимента, надвигающийся визуальный стимул генерирует последовательную и надежную реакцию страха у мышей и должен быть полезным испытанием мыши зрения, которая требует минимальной подготовки экспериментатора.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантами NIH R01 EY028915 (TI) и RPB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10.1" monitor (2° display) Elecrow Elecrow 10.1 Inch Raspberry Pi 1920x1080p Resolution Display
14" Business Class Laptop 5490 Dell 84 / rcrc961481-4860836
20" x 50" Absorbant Liners Fisher Scientific AL2050 works well to protect floor of arena, could use any type of liner
21.5" monitor (1° display) Acer Acer R221Q bid 21.5-inch IPS Full HD Display
CCD Camera Lumenera Corporation Infiniyy3S-1UR excellent for behavioral studies due to high fps rate (60 fps)
Enclosure (alminum frames and PVC panels) 80/20 Inc. 4x cat.#9010, 4x cat.#9005, 1x cat.#9000, 5x cat.#65-2616 excellent, used quick build tab to find PVC, joints, and frame
Ethanol Fisher Scientific 22-032-601
Excel Spreadsheet Software Microsoft Office user friendly and widespread knowledge of Microsoft Office software
Freearm Amazon used to mount camera to the table, could use any mountable extendable arm
ImagePro Premiere 3D Media Cybernetics version 9.3 good program, could use some updating with the automated tracking feature
Matlab software (Psychotoolbox 3) MathWorks Matlab R2018b 64-bit (9.5.0.944444) excellent software to generate pattern stimuli of any conditions
SteamPix sorftware Norpix StreamPix 7 64-bit Single Camera works well, a few problems with frame dropping but good customer service
WD My Book External Hard Drive Western Digital WDBBGB0080HBK hard drive 8 TB USB 3.0 necessary if using .avi files with no compression codec due to large size of files
Wide angle lens Navitar NMV-5M23 excellent and necessary to capture entire arena

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187, (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat's retina. The Journal of Physiology. 240, (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240, (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7, (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5, (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20, (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469, (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29, (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500, (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166, (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20, (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451, (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512, (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489, (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512 (2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529, (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, Pt 7 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15, (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30, (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485, (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, Pt 3 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48, (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115, (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3, (4), 2055 (2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59, (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479, (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23, (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26, (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25, (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95, (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108, (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42, (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8, (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756 (2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9, (1), 1232 (2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557, (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988 (2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63, (5), 215-220 (2017).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics