Summary
Vi presentiamo un saggio RT-LAMP per la rilevazione di TiLV nel pesce tilapia utilizzando strumenti semplici per un periodo di tempo relativamente breve rispetto alle tecniche RT-PCR convenzionali. Questo protocollo può aiutare a controllare la diffusione epidemica di TiLVD, soprattutto nei paesi in via di sviluppo.
Abstract
La malattia virale del lago Tilapia (TiLVD), una malattia virale emergente nella tilapia causata dal virus del lago tilapia (TiLV), è una sfida persistente nell'industria dell'acquacoltura che ha portato alla morbilità di massa e alla mortalità della tilapia in molte parti del mondo. Un test diagnostico efficace, rapido e accurato per l'infezione da TiLV è quindi necessario per rilevare l'infezione iniziale e prevenire la diffusione della malattia nell'agricoltura dell'acquacoltura. In questo studio, viene presentato un metodo di amplificazione isotermica mediata dal ciclo di trascrizione inversa (RT-LAMP) altamente sensibile e pratico e pratico nel tessuto ittico. Un confronto dei saggi RT-qPCR e RT-LAMP di campioni infetti ha rivelato risultati positivi in 63 (100%) e 51 (80,95%) campioni, rispettivamente. Inoltre, un'analisi di campioni non infetti ha mostrato che tutti i 63 tessuti non infetti hanno prodotto risultati negativi sia per i saggi RT-qPCR che RT-LAMP. La reattività incrociata con cinque agenti patogeni in tilapia è stata valutata utilizzando RT-LAMP, e tutti i test hanno mostrato risultati negativi. Sia i campioni di fegato che di muco ottenuti da pesci infetti hanno mostrato risultati comparabili utilizzando il metodo RT-LAMP, suggerendo che il muco può essere utilizzato in RT-LAMP come un saggio non letale per evitare di uccidere i pesci. In conclusione, i risultati hanno dimostrato che il test RT-LAMP presentato fornisce un metodo efficace per il rilevamento TiLV nel tessuto tilapia entro 1 h. Il metodo è quindi raccomandato come strumento di screening nelle aziende agricole per la diagnosi rapida di TiLV.
Introduction
La malattia da virus del lago Tilapia (TiLVD) è una malattia virale in tilapia (Oreochromis spp.) che, secondo quanto riferito, causa la morte di tilapia in molte regioni del mondo, tra cui Asia1,2, Africa e America. La malattia è stata riconosciuta per la prima volta durante la mortalità di massa di tilapia nel 2009 in Israele, dove il numero di tilapia selvatici nel lago Kinneret è crollato drammaticamente da 257 a 8 tonnellate all'anno2. La malattia è causata dal virus del lago tilapia (TiLV), che è stato assegnato alla famiglia Amnoonviridae come un nuovo genere Tilapinevirus e una nuova specie Tilapia tilapinevirus3. La caratterizzazione genetica di TiLV ha mostrato che il virus è un nuovo virus a singolo filo avvolto, dal senso negativo, che ha 10 segmenti che codificano 10 proteine1,2,4.4 Varie specie di tilapia del genere Sarotherodon, Oreochromis, tilapina e altri pesci d'acqua calda (ad esempio, gourami gigante (Osphronemus goramy)) hanno dimostrato di essere suscettibili a TiLV2,5. Attualmente, questo virus continua a diffondersi a livello globale, possibilmente attraverso il movimento di pesci vivi infetti6,7, mentre il rischio di trasmissione virale tilapia congelati o il suo prodotto è limitato8. Mortalità sostanziale dovuta all'infezione da TiLV ha il potenziale per avere un impatto economico significativamente dannoso sull'industria della tilapia. Ad esempio, l'impatto economico della sindrome della mortalità estiva in Egitto associata all'infezione da TiLV è stato calcolato per essere di 100 milioni di dollari9. Di conseguenza, è importante sviluppare un metodo diagnostico rapido e adeguato per facilitare il controllo di questa malattia negli allevamenti ittici.
Fino ad ora, la diagnosi di TiLVD si è basata su saggi molecolari, isolamento virale e istopatologia. Diversi protocolli PCR e primer sono stati sviluppati per la diagnosi TiLV10,11. Ad esempio, è stato sviluppato e convalidato un metodo PCR quantitativo (RT-qPCR) di trascrizione inversa basato sul verde SYBR con la sensibilità di rilevare solo due copie/L del virus che è stato sviluppato e convalidato per il rilevamento TiLV10. Altri metodi PCR per il rilevamento TiLV includono TaqMan quantitative PCR11, RT-PCR2, RT-PCR12annidato e RT-PCR semi-nidificato13. Tuttavia, questi metodi richiedono sofisticate attrezzature di laboratorio e periodi di tempo relativamente lunghi per produrre risultati a causa della complessità delle reazioni, il che le rende inadatte per l'applicazione sul campo.
L'analisi dell'amplificazione isotermica mediata a ciclo (LAMP) è un'applicazione rapida, semplice e pratica per il campo14,15. La tecnica utilizza il principio di una reazione di spostamento del filo, mentre la reazione di amplificazione viene eseguita in condizioni isotermiche senza un sofisticato e costoso ciclore termico14,15. Di conseguenza, i prodotti LAMP amplificati o i prodotti RT-LAMP vengono analizzati in fasce simili a scaletta utilizzando l'elettroforesi gel agarose con una macchia fluorescente per la visualizzazione sicura del DNA o dell'RNA14 o l'osservazione ad occhio nudo per la presenza di torbidità o un precipitato bianco16,17,18. Per questi motivi, questa tecnica è stata utilizzata per il rilevamento in loco di diversi patogeni ittici17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Lo scopo di questo studio era quello di stabilire un rapido, sensibile e accurato teste RT-LAMP per il rilevamento TiLV. Il test RT-LAMP offre screening per TiLV in campioni di pesce entro 30 min. La tecnica può essere applicata per la diagnosi e la sorveglianza di TiLVD.
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Protocol
Questo esperimento, che ha comportato l'uso del tessuto animale, è stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Kasetsart, Bangkok, Thailandia (numero di protocollo ACKU61-VET-009).
1. Collezione di tessuti
- Etonizzatore tilapia utilizzando un sovradosaggio di olio di chiodi di garofano (cioè, più di 3 mL / L). Il metano tricoinoilfonato può essere usato come alternativa all'olio di chiodi di garofano.
- Utilizzare forbici sterili mayo e pinze per tagliare aprire l'addome della tilapia postmortem e accise circa 30-50 mg di tessuto epatico, o utilizzando un vetro di copertura al microscopio, raccogliere 100L di muco raschiando lo strato di pelle di pesce longitudinalmente (da anteriore a posteriore) in un tubero di microcentricentrismo di 1,5 mL.
- Procedere immediatamente verso la fase di estrazione dell'RNA o mantenere il campione raccolto a 80 gradi centigradi fino all'esperimento. Poiché l'RNA intatto è più sensibile del DNA, utilizzare materiali e reagenti privi di RNase durante l'estrazione dell'RNA.
2. Estrazione dell'RNA
- Per estrarre l'RNA dal tessuto epatico, aggiungere 30-50 mg del tessuto tilapia a un tubo di microcentrifuga da 1,5 mL contenente 600-1.000 l di reagente di estrazione guanidianio-acido-fenoli (Tabella dei materiali), e polverizzare il campione fino a ottenere un omogeneo a tessutino portatile. I campioni di tessuto richiedono circa il 10% del reagente di estrazione guanidianio-acido-fenolo. Per i campioni di muco, utilizzare solo 300 l del reagente di estrazione guanidinium-acido-fenolo (3:1).
AVVISO: il reagente di estrazione guanidianio-acido-fenolo è tossico; quindi, la manipolazione deve essere effettuata con cura. Devono essere indossate attrezzature protettive, come occhiali di sicurezza, un abito da laboratorio e guanti di sicurezza. - Centrifugare il campione omogeneizzato a 10.000 g per 30 s a temperatura ambiente e trasferire il sovrinnante in un nuovo tubo sterile da 1,5 ml di microcentrifuga.
- Aggiungere un volume uguale del 95% di etanolo al tubo e mescolare bene.
- Trasferire la soluzione in una colonna di spin (Tabella dei materiali) collocata in un tubo di raccolta e centrifugare a 10.000 x g per 30 s a temperatura ambiente. Eliminare il flow-through e trasferire la colonna di spin in un nuovo tubo di raccolta.
- Aggiungete alla colonna 400 - L di RNA Reagente Pre-Lavaggio (Tabella dei Materiali) e centrifugate a 10.000 x g per 30 s a temperatura ambiente prima di scartare il flusso attraverso. Ripetere questo passaggio ancora una volta.
NOTA: Per preparare l'RNA Pre-Wash, aggiungere 10 mL del 95% di etanolo a 40 mL di RNA Pre-Wash concentrato. - Aggiungete 700 l di RNA Wash Buffer (Table of Materials) alla colonna e centrificate a 10.000 x g per 2 min a temperatura ambiente. Trasferire la colonna in un tubo sterile di microcentrifuga da 1,5 mL.
NOTA: Per preparare RNA Wash Buffer, aggiungere 52 mL del 95% di etanolo a 12 mL di RNA Wash Buffer concentrato. - Eluire il campione di RNA catturato nella matrice della colonna di spin con 100 gradi di acqua priva di nuclesiera e centrifuga a 10.000 x g per 30 s a temperatura ambiente.
- Misurare la concentrazione dell'RNA estratto utilizzando uno spettrofotometro a microvolume e diluire l'RNA a una concentrazione desiderata utilizzando acqua priva di nuclea.
NOTA: il valore di assorbimento qualificato di OD260/OD280 varia da 1,6 a 1,9, indicando la purezza accettabile dell'RNA per il saggio RT-LAMP. - Procedere immediatamente al passaggio successivo, o conservare il campione a 80 gradi centigradi fino all'uso.
3. Design Primer
- Utilizzare Primer Explorer versione 4 per progettare le primer specifiche per RT-LAMP. Vai al sito web, https://primerexplorer.jp/e/ e fai clic sul pulsante PrimerExplorer V4.
- Selezionare il file contenente le sequenze del segmento 3 di TiLV in formato FASTA, quindi fare clic sul pulsante Primer Design.
NOTA: Recuperare le sequenze in formato FASTA dal numero di adesione GenBank KX631923, che rappresenta tilapia lake virus TV1 segmento 31. - Per progettare i primer, immettere i seguenti parametri di base:
- Un contenuto GC del 40%–60%
- Un'ampiezza di coppie di basi da 280 USD (bp)
- Una temperatura di fusione simile (Tm) tra i primer con una differenza massima di 5
NOTA: I primer non devono completarsi a vicenda- Evitare le regioni di sequenza soggette a strutture secondarie.
- Selezionate l'analisi del primer dimer con un minimo di 3,5 USD per un design ottimale per il più grande g di z, e selezionate le estremità dei primir con un massimo di 4 usd per un design ottimale per il g più piccolo.
- Fare clic sul pulsante Genera.
NOTA: al termine dell'elaborazione dei dati di input da parte del software, verranno visualizzati i risultati di primer (Figura 1).
4. Assay RT-LAMP
- Preparare una miscela master RT-LAMP contenente 2,5 litri di 1x buffer di reazione SD II, 3 luna di 6 mM MgSO4, 1,4 l di set dNTP da 1,4 m, 4 L di 0,8 M di betaina, 1,3 di 0,052 mM di miscela calceina, 1 L di 1,6 M TiLV-F3 primer, 1 luna di 1,6 - NilV-B3, 1 - L di 0,2 M TiLV-BIP primer, 1 -L di 0,2 -M TiLV-FIP primer, 1 L di 0,3 U Bst DNA polymerase, 1 - L di 0,1 trascrizione inversa AMV e 3,8 - L di acqua senza nuclease.
NOTA: Preparare il mix master in eccesso che comprenda almeno il 10% del volume di reazione totale. - Distribuisce 22 anni di lima repanti in uno sterile tubo di microcentrifuga da 1,5.
- Aggiungere 3 - L dell'RNA estratto al tubo di reazione e mescolare il campione vortice. Per il controllo negativo, utilizzare acqua distillata al posto dei materiali RNA.
- Incubare la reazione a 65 gradi centigradi per 60 min, seguita da 80 gradi centigradi per 10 min per terminare la reazione.
- Dopo l'incubazione, osservare visivamente i cambiamenti colorimetrici ad occhio nudo. Un risultato positivo apparirà come un colore verde fluorescente.
5. Elettroforesi gel di agarose
- Preparare un gel 1.5% w/v agarose sospendendo 0,6 g di polvere di agarose in 40 mL di 1x tampone TAE. Sciogliere la miscela riscaldandola in un forno a microonde per 3-5 min fino a quando l'agarose è completamente dissolta, e turbinare per mescolare.
- Lasciar raffreddare l'agarose fino a quando la temperatura raggiunge i 65 gradi centigradi. Versare 40 mL della soluzione agarose su un vassoio di gel e aggiungere un pettine allo stampo gel.
- Lasciare che il gel di agarose si fissi a temperatura ambiente per 20-30 min fino a quando non si è completamente solidificato. Quindi rimuovere il pettine e mettere il gel nel serbatoio gel.
- Aggiungere un buffer in esecuzione per coprire la superficie del gel nel serbatoio del gel.
- Aggiungete 10 l del campione RT-LAMP e 2 volte il buffer di carico del gel 6x in ogni pozzo. Aggiungete 5 l di una scala di DNA di 1 kb alla corsia di riferimento.
- Collegare il coperchio collegato al catodo e l'anodo collegato a un alimentatore. Accendere l'alimentatore, impostarlo su una costante 100 V, ed eseguire per 40 min.
- Dopo aver completato la separazione del gel, rimuovere il gel dal vassoio di gel. Quindi macchiare il gel drenato utilizzando bromuro di etidio (EtBr) ad una concentrazione di 10 mg/mL per 7 min e riposare in acqua distillata per 5 min.
AMMONImento: l'EtBr è tossico e considerato cancerogeno; pertanto, prestare attenzione quando si utilizza questo agente. - Esporre il gel alla luce UV utilizzando un sistema di documentazione gel in cui appaiono bande e scattare una foto del gel.
6. Sintesi di DNA complementare (cDNA)
- Preparare una miscela master di sintesi cDNA contenente 2 o L di 5x tampone RT, 0,5 l di miscela di primer, 0,5 l di enzima RT e 2 -L di acqua priva di nuclea per reazione.
NOTA: Preparare il mix master in eccesso che comprenda 1 x la reazione dovuta a una potenziale perdita durante il pipettaggio. - Distribuisce 5 -L del master mix in un tubo sterile da 1,5 ml di microcentrifuga.
- Aggiungere 100 ng di RNA estratto diluito (ottenuto dal passo 2.8) al tubo di reazione, mescolare e girare verso il basso per spostare tutta la miscela sul fondo del vaso.
- Incubane le reazioni a 42 gradi centigradi per 60 min, seguiti da 98 gradi centigradi per 5 min in una macchina PCR. Conservare il cDNA a 20 gradi centigradi fino all'uso.
7. RT-qPCR
- Preparare un master mix TiLV qPCR contenente 0,3 litri di 10 M di primer inverso, 0,3 litri di 10 M di primer in avanti, 5 -L di 2x SYBR Verde DNA polimerasi e 0,4 l di acqua senza nuclesi per reazione. Utilizzare i seguenti primer e controlli:
Primer in avanti (TiLV-112F): 5'-CTGAGCTAAAGCAGCAATATATATATATATATATATATATAT-3'
Primer inverso (TiLV-112R): 5'-CGTGCGTACTCGTTCAGTATAGtTCT-3' - Distribuisci 6 -L del master mix TiLV qPCR in ogni pozzo della striscia qPCR compatibile con il ciclore termico in tempo reale utilizzato.
- Aggiungete 4 -L del modello cDNA, il controllo negativo (acqua priva di nuclenon, il controllo positivo (10 pg/l)e il pTiLV (plasmid)10 o il plasmide TiLV diluito in serie al pozzo, e mescola ogni campione sfilando. Condurre ogni campione in triplice copia.
- Inserire le reazioni qPCR nel ciclore termico programmato in tempo reale. Impostare il programma qPCR per eseguire l'incubazione a 95 gradi centigradi per 3 min, seguito da 40 cicli di 95 s per 10 s e 60 s per 30 s prima della fase della curva di fusione in cui la temperatura deve aumentare da 65 a 95 gradi a incrementi di 0,5 gradi centigradi/ 5 s.
- Condurre l'analisi dei dati valutando le curve di amplificazione e fusione, quindi calcolare il numero di copie TiLV utilizzando la curva standard ottenuta dai dati utilizzando le plasmidie diluite in serie.
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Representative Results
In questo studio, è stato sviluppato un saggio RT-LAMP per rilevare l'infezione da TiLV nella tilapia. I campioni testati sono stati raccolti da 14 aziende agricole situate in diverse parti della Thailandia tra il 2015 e il 2016. I pesci infetti e non infetti sono stati raggruppati principalmente in base a diagnosi fisiche e alle comparse di TiLVD sintomatico. L'infezione da TiLV è stata successivamente confermata utilizzando RT-PCR dopo il processo di raccolta. L'elettroforesi gel di Agarose e la rilevazione di un colore verde luminescente sono stati selezionati come metodi di valutazione degli amplificatori LAMP (Figura 2). Il fegato e il muco dei pesci tilapia infetti e non infetti sono stati caratterizzati dall'aspetto clinico dei sintomi della malattia di TiLV, tra cui l'erosione della pelle, il rossore della pelle, l'esoftalmo e il gonfiore addominale. Rapporti precedenti hanno dimostrato l'uso di campioni di fegato nei saggi diagnostici molecolari per determinare la presenza di TiLV35. In alternativa, il muco può essere utile nel saggio in quanto può aiutare a evitare di uccidere gli animali. I risultati hanno mostrato un modello di banda di DNA simile a una scala e un colore verde fluorescente nei campioni infetti di fegato e muco di pesce infetto (Figura 2), mentre nessuna banda di DNA e il colore giallo della calceina sono stati osservati nelle miscele RT-LAMP nei tessuti animali non infetti (Figura 2). È interessante notare che un campione di tilapia infetto da TiLV raccolto da una fattoria in Malesia è stato diagnosticato anche come positivo utilizzando questo saggio RT-LAMP; tuttavia, sono state osservate variazioni nelle dimensioni del prodotto PCR rispetto ai campioni raccolti dalle aziende agricole thailandesi locali (Figura 2).
Per verificare la sensibilità e la specificità del saggio RT-LAMP, un totale di 63 tessuti infettati da TiLV e 63 tessuti non infetti sono stati analizzati utilizzando sia i saggi RT-LAMP che RT-qPCR (Tabella 1). Un confronto dei saggi RT-qPCR e RT-LAMP dei campioni infetti ha rivelato un risultato positivo in 63 (100%) e 51 (80,95%) dei campioni, rispettivamente. Inoltre, un'analisi dei campioni non infetti ha mostrato che tutti i 63 tessuti non infetti hanno prodotto risultati negativi utilizzando sia i saggi RT-qPCR che RT-LAMP (tabella 1). Questa analisi ha dimostrato l'affidabilità del saggio RT-LAMP per il rilevamento TiLV primario. Per testare la specificità del saggio RT-LAMP, il tessuto di pesci infettati da altri batteri patogeni e virus, tra cui Streptococcus agalactiae, Francisella noatunensis, Flavobatterite columnare, Aeromonas idrophilae Iridovirus sono stati utilizzati come modelli per le analisi RT-LAMP e RT-qPCR. Entrambi i primer RT-LAMP e RT-qPCR hanno prodotto risultati negativi senza variazioni di colore metriche e senza segnali fluorescenti in nessuno dei campioni testati (tabella 2). Inoltre, la sensibilità del saggio RT-LAMP è stata valutata utilizzando una diluizione seriale di 10 volte dei modelli di RNA estratti dai pesci infettati da TiLV. Comparativamente, l'analisi RT-qPCR era più sensibile dell'analisi RT-LAMP in quanto l'analisi RT-qPCR aveva un limite di rilevamento di10-8, mentre il metodo RT-LAMP richiedeva una diluizione da 10-7volte per rilevare il genoma di TiLV (Tabella 2).
come illustrato nella Figura 1. Le sequenze nucleotidiche dei sei primer RT-LAMP utilizzate in questo studio che erano specifiche per la rilevazione di TiLV. La posizione di ogni primer era allineata al segmento 3 del genoma del TiLV (numero di adesione KX631923). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
come illustrato nella Figura 2. Analisi degli amplificatori RT-LAMP ottenuti dai campioni infetti e non infetti (A)in1,5% di elettroforesi gel agarose e (B) per visualizzazione fluorescente. M - Scala del DNA da 1 kb, 1–2 - RNA dai fegati dei pesci infettati da TiLV, 3-4 - il cDNA dei pesci infettati da TiLV, 5-6 - RNA dal muco dei pesci infettati da TiLV, 7–8 - linee cellulari di pesci infettati da TiLV, 9 - RNA dai fegati di pesci infettati da TiLV (Malaysia), 10 - RNA dai fegati di pesci non-TiLV-infettati, 11 - il cDNA di pesci non tiLV-infettati, 12 - RNA dal muco di pesce non-TiLV-infettato, 13 - nessun controllo modello Si prega di fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Tipi di campioni | Numero di campioni | Validità del rilevamento (%) | |
| RT-qPCR | LAMPADA RT | ||
| Campioni infetti | 63 | 100.00 (63/63) | 80.95 (51/63) |
| Campioni non infetti | 63 | 0 (0/63) | 0 (0/63) |
Tabella 1. Verifica di RT-LAMP per il rilevamento TiLV in campioni di pesce infetti e non infetti utilizzando RT-qPCR e RT-LAMP
| Specificità | S.a. | F.n. | Football club. | A.h. | I.v. | |||||
| Qpcr | Lampada | Qpcr | Lampada | Qpcr | Lampada | Qpcr | Lampada | Qpcr | Lampada | |
| – | – | – | – | – | – | – | – | – | – | |
| Sensibilità | metodo/ | 10-1 | 10-2 | 10-3 | 10-4 | 10-5 | 10-6 | 10-7 | 10-8 | 10-9 |
| Diluizione | ||||||||||
| Qpcr | + | + | + | + | + | + | + | + | – | |
| Lampada | + | + | + | + | + | + | + | – | – | |
Tabella 2. Specificità e sensibilità del saggio RT-LAMP rispetto a RT-qPCR. Per la valutazione della specificità, l'RNA ottenuto dal tessuto ittico infettato da altri batteri o virus, tra cui Streptococcus agalactiae (S.a.), Francisella noatunensis (F.n.), Flavobatterio columnare (F.c.), Aeromonas hydrophila (A.h.), e Iridovirus (I.v.LAMP), è stato utilizzato come modelli per-RT-RTR e RTR. Per la valutazione della sensibilità, l'RNA ottenuto dal pesce infettato da TiLV è stato diluito in serie di 10 volte da 100 ng a 1 fg e utilizzato come modelli per RT-qPCR e RT-LAMP. I segni , e – significano rispettivamente risultati positivi e negativi.
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Discussion
L'industria dell'acquacoltura è continuamente minacciata da infezioni virali che causano notevoli perdite economiche9,23,28. Ad esempio, l'emergente TiLV rappresenta una grave minaccia per i paesi produttori di tilapia in molte parti del mondo1,6,9. Fino ad ora, non ci sono state terapie specifiche disponibili per prevenire TiLVD. Mentre lo sviluppo di un vaccino è in corso, un vaccino efficiente richiederà molto tempo prima di essere disponibile per scopi commerciali. Date queste circostanze, sono necessarie rigorose misurazioni di biosicurezza, come l'applicazione di disinfettanti, negli allevamenti ittici per prevenire la diffusione del TiLVD29,30. Attualmente, una delle misure di controllo più efficienti per ridurre la trasmissione tiLV è lo screening di pesci giovani e adulti per la presenza o l'assenza di TiLV31. Ai fini dello screening, lo strumento diagnostico deve essere rapido, sensibile e specifico in modo che possa aiutare a eliminare le popolazioni infette e prevenire l'ulteriore diffusione della malattia. Tuttavia, gli attuali saggi molecolari per TiLV sono difficili da implementare in loco. In primo luogo, richiedono abili ricercatori e attrezzature costose. In secondo luogo, possono essere decollati diversi giorni per ottenere i risultati di laboratorio, il che rende difficile controllare e prevenire la diffusione della malattia prontamente15,16.
Per superare questi problemi, Notomi e t al.14 hanno stabilito un nuovo saggio di amplificazione a base di acido nucleico chiamato amplificazione isotermica mediata da loop (LAMP) nel 2000. Da allora la reazione LAMP è stata applicata con successo per rilevare vari virus del pesce16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,32,33,34. In questo studio, abbiamo sviluppato un protocollo RT-LAMP per rilevare TiLV in campioni di pesce tilapia. Anche se la sensibilità del metodo RT-LAMP è 10 volte meno efficiente di quella del RT-qPCR, il saggio RT-LAMP è in grado di rilevare la presenza di un genoma di RNA TiLV a partire da 100 fg, che è sufficiente per il rilevamento TiLV nei pesci clinicamente malati34. In particolare, il saggio RT-LAMP produce un risultato entro 60 min e richiede solo un semplice bagno d'acqua o strumenti a blocchi di calore34, mentre il saggio RT-qPCR richiede più tempo e richiede attrezzature PCR in tempo reale più costose per l'analisi15,34. Inoltre, il prodotto finale della RT-LAMP è stato osservato attraverso un cambiamento di colore del coloranti fluorescente dal giallo chiaro al verde fluorescente, rendendolo visibile ad occhio nudo senza alcun requisito di attrezzature sofisticate34. Questi vantaggi rendono RT-LAMP adatto per la diagnosi sul campo. Inoltre, i risultati dello studio hanno suggerito che sia fegato e muco può essere utilizzato per il rilevamento TiLV utilizzando RT-LAMP. Simile agli studi precedenti, un campione non letale che usa muco ha permesso la diagnosi di TiLV senza uccidere pesci o pregiate nidiate35. Recentemente, è stato sviluppato un saggio RT-LAMP per rilevare gli isolati cinesi e thailandesi delle sequenze nucleotidiche TiLV nel segmento 1 (regione S1) utilizzando un set di sei primer36. Il presente studio ha dimostrato che il saggio RT-LAMP sviluppato ha diagnosticato un segnale falso negativo dell'infezione da TiLV al 27,78% rispetto a RT-PCR quando si utilizza lo stesso set di primer. Per un ulteriore confronto, il risultato falso negativo è stato relativamente inferiore al 19,05% quando ha rilevato il segmento 3 di TiLV rispetto a RT-PCR. Confrontando l'efficienza del metodo di rilevamento virale con altri rapporti, siamo stati in grado di rilevare l'infezione da TiLV all'80,95%, mentre altri lavori hanno rilevato il virus al 72,22%36 e 82,89%37. Complessivamente, si può ipotizzare che i diversi componenti del saggio RT-LAMP, ad esempio, i diversi set di primer e i diversi segmenti mirati del genoma TiLV siano fattori importanti che influenzano la validità del saggio.
Anche se il saggio RT-LAMP è un potente strumento per lo screening delle malattie e ha diversi benefici dimostrabili, questo studio non è stato senza limitazioni. Uno dei punti critici per il saggio RT-LAMP era la progettazione di un set di primer appropriato composto da quattro a sei primer. Per promuovere la formazione delle strutture del ciclo stelo dei prodotti PCR, le lunghezze appropriate dei geni mirati o delle sequenze nucleotidiche dovevano essere più lunghe di circa 500 bp, mentre i geni mirati del saggio RT-PCR dovevano essere relativamente brevi, nell'intervallo di 50–150 bp14,38,39.
In conclusione, l'analisi RT-LAMP sviluppata è rapida, conveniente, sensibile e specifica per il rilevamento TiLV. L'analisi può essere completata entro 1 h rispetto a 4-5 h per il saggio RT-qPCR. In particolare, il test RT-LAMP è pratico per le condizioni di campo in quanto i risultati positivi possono essere osservati ad occhio nudo senza richiedere l'uso di attrezzature sofisticate.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Il progetto è finanziato finanziariamente dal thailandese Research Fund (TRF) numero di sovvenzione RDG6050078 e il Center for Advanced Studies for Agriculture and Food, Institute for Advanced Studies, Kasetsart University, Bangkok, Thailandia sotto il Higher Education Research Promotion e National Research University Project of Thailand, Ufficio della Commissione per l'istruzione superiore, Ministero dell'Istruzione, Thailandia. La ricerca è sostenuta in parte dalla Graduate Program Scholarship della Graduate School, Kasetsart University. Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Kwanrawee Sirikanchana per la narrazione del video e Piyawatchara Sikarin per aver modificato il video.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tissue collection: | |||
| Clove oil | Better Pharma | N/A | |
| Tricaine methanesulfonate | Sigma-Aldrich | E10521 | An alternative option to clove oil |
| RNA extraction: | |||
| Acid guanidinium-phenol based reagent (TRIzol reagent) | ThermoFisher Scientific Corp. | 15596026 | |
| Acid guanidinium-phenol based reagent (GENEzol reagent) | Geneaid | GZR100 | |
| Direct-zol RNA Kit: | Zymo Research | R2071 | |
| - Direct-zol RNA PreWash | |||
| - RNA Wash Buffer | |||
| - DNase/RNase-free water | |||
| - Zymo-spin IIICG columns | |||
| - Collection Tubes | |||
| RT-LAMP: | |||
| 1x SD II reaction buffer | Biotechrabbit | BR1101301 | |
| Magnesium sulfate (MgSO4) | Sigma-Aldrich | 7487-88-9 | |
| dNTP set | Bioline | BIO-39053 | |
| Betaine | Sigma-Aldrich | B2629 | |
| Calcein mixture | Merck | 1461-15-0 | |
| Bst DNA polymerase | Biotechrabbit | BR1101301 | |
| AMV reverse transcriptase | Promega | M510A | |
| Nuclease-free water | Invitrogen | 10320995 | |
| Elite dry bath incubator, single unit | Major Science | EL-01-220 | |
| Gel electrophoresis: | |||
| Agarose | Vivantis Technologies | PC0701-500G | |
| Tris-borate-EDTA (TBE) buffer | Sigma-Aldrich | SRE0062 | |
| Tris-acetic-EDTA (TAE) buffer: | |||
| - Tris | Vivantis Technologies | PR0612-1KG | |
| - Acetic acid (glacial), EMSURE | Merck Millipore | 1000632500 | |
| - Disodium Ethylenediaminetetraacetate dihydrate (EDTA), Vetec | Sigma-Aldrich | V800170-500G | |
| Neogreen | NeoScience Co., Ltd. | GR107 | |
| DNA gel loading dye (6X) | ThermoFisher Scientific Corp. | R0611 | |
| DNA ladder and markers | Vivantis Technologies | PC701-100G | |
| Mini Ready Sub-Cell GT (Horizontal electrophoresis system) | Bio-Rad | 1704487 | |
| PowerPac HC power supply | Bio-Rad | 1645052 | |
| Gel Doc EZ System | Bio-Rad | 1708270 | |
| UV sample tray | Bio-Rad | 1708271 | |
| NαBI imager | Neogene Science | ||
| cDNA synthesis: | |||
| ReverTra Ace qPCR RT Kit | Toyobo | FSQ-101 | |
| Viva cDNA Synthesis Kit | Vivantis Technologies | cDSK01 | An alternative option for cDNA synthesis |
| NanoDrop2000 (microvolume spectrophotometer) | ThermoFisher Scientific Corp. | ND-2000 | |
| T100 Thermal Cycler | Bio-Rad | 1861096 | |
| RT-qPCR: | |||
| iTaq Universal SYBR Green Supermix | Bio-Rad | 1725120 | |
| Nuclease-free water, sterile water | MultiCell | 809-115-CL | |
| 8-tube PCR strips, white | Bio-Rad | TLS0851 | |
| Flat PCR tube 8-cap strips, optical | Bio-Rad | TCS0803 | |
| CFX96 Touch Thermal Cycler | Bio-Rad | 1855196 | |
| General equipment and materials: | |||
| Mayo scissors | N/A | ||
| Forceps | N/A | ||
| Vortex Genie 2 (vortex mixer) | Scientific Industries | ||
| Microcentrifuge LM-60 | LioFuge | CM610 | |
| Corning LSE mini microcentrifuge | Corning | 6765 | |
| Pipettes | Rainin | Pipete-Lite XLS | |
| QSP filtered pipette tips | Quality Scientific Plastics | TF series | |
| Corning Isotip filtered tips | Merck | CLS series | |
| Nuclease-free 1.5 mL microcentrifuge tubes, NEST | Wuxi NEST Biotechnology | 615601 |
References
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