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Biology

Visualisation de rencontres répliquantes avec une lésion bloquante marquée avec un antigène

Published: July 27, 2021 doi: 10.3791/61689
Automatic Translation
*1, *2, 1, 3, 1, 4, 5, 6, 1, 1
1Laboratory of Molecular Gerontology, National Institute on Aging, National Institutes of Health, 2Institute of Chemical Biology and Nanomedicine, State Key Laboratory of Chemo/Biosensing and Chemometrics, College of Biology, Hunan University, 3Department of Molecular Biology and Genetics, Cornell University, 4Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Copenhagen, 5Horizon Discovery, 6Boston University School of Medicine
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

Alors que les collisions de fourche de réplication avec des adduits à ADN peuvent induire des cassures double brin, on en sait moins sur l’interaction entre les réplisomes et les lésions bloquantes. Nous avons utilisé le test de ligature de proximité pour visualiser ces rencontres et caractériser les conséquences pour la composition réplisomique.

Abstract

Des informations considérables sont présentes sur la réponse cellulaire aux cassures double brin (DSB), induites par les nucléases, les radiations et autres briseurs d’ADN. Cela s’explique en partie par la disponibilité de méthodes d’identification des sites de rupture et de caractérisation des facteurs recrutés dans les ORD à ces séquences. Cependant, les DSB apparaissent également comme intermédiaires lors du traitement des adduits à l’ADN formés par des composés qui ne provoquent pas directement de cassures et ne réagissent pas à des sites de séquence spécifiques. Par conséquent, pour la plupart de ces agents, les technologies qui permettent d’analyser les interactions de liaison avec les facteurs de réponse et les protéines de réparation sont inconnues. Par exemple, les liaisons croisées interbrins d’ADN (ICL) peuvent provoquer des ruptures à la suite de rencontres de fourche de réplication. Bien que formés par des médicaments largement utilisés comme agents chimiothérapeutiques contre le cancer, il n’existe aucune méthodologie pour surveiller leurs interactions avec les protéines de réplication.

Ici, nous décrivons notre stratégie pour suivre la réponse cellulaire aux collisions de fourche avec ces adduits difficiles. Nous avons lié un antigène stéroïdien au psoralène, qui forme des LCI dépendantes de la photoactivation dans les noyaux des cellules vivantes. Les ICL ont été visualisés par immunofluorescence contre l’étiquette de l’antigène. Le marqueur peut également être un partenaire dans le test de ligature de proximité (PLA) qui rapporte l’association étroite de deux antigènes. Le PLA a été exploité pour distinguer les protéines qui étaient étroitement associées aux ICL marquées de celles qui ne l’étaient pas. Il a été possible de définir les protéines réplisomes qui ont été retenues après des rencontres avec les ICL et d’identifier d’autres qui ont été perdues. Cette approche est applicable à toute structure ou adduit à ADN qui peut être détecté immunologiquement.

Introduction

La réponse cellulaire aux cassures double brin est bien documentée grâce à une succession de méthodes de plus en plus puissantes pour diriger les cassures vers des sites génomiques spécifiques 1,2,3. La certitude de l’emplacement permet une caractérisation sans ambiguïté des protéines et d’autres facteurs qui s’accumulent sur le site et participent à la réponse aux dommages de l’ADN (DDR), conduisant ainsi les voies de jonction terminale non homologue (NHEJ) et de recombinaison homologue (HR) qui réparent les cassures. Bien sûr, de nombreuses cassures sont introduites par des agents tels que les radiations et les espèces chimiques qui n’attaquent pas des séquences spécifiques4. Cependant, pour ceux-ci, il existe des procédures disponibles qui peuvent convertir les extrémités en structures se prêtant au marquage et à la localisation 5,6. Les cassures sont également introduites par des processus biologiques, tels que le réarrangement des immunoglobulines, et la technologie récente permet leur localisation, ainsi que7. La relation entre les facteurs de réponse et ces sites peut alors être déterminée.

Les cassures apparaissent également comme une conséquence indirecte des adduits formés par des composés qui ne sont pas des briseurs inhérents mais perturbent les transactions de l’ADN telles que la transcription et la réplication. Ils peuvent être formés comme une caractéristique de la réponse cellulaire à ces obstructions, peut-être pendant la réparation ou parce qu’ils provoquent une structure vulnérable à l’attaque de la nucléase. En règle générale, la relation physique entre l’adduit, la rupture et l’association avec les facteurs de réponse est inférentielle. Par exemple, les ICL sont formés par des agents chimiothérapeutiques tels que le cisplatine et la mitomycineC8 et comme produit de réaction des sites abasiques9. Les ICL sont bien connus comme des blocs puissants pour les fourches de réplication10, bloquant ainsi les fourches qui peuvent être clivées par les nucléases11. La liaison covalente entre les brins est souvent soulagée par des voies qui ont des ruptures obligatoires comme intermédiaires12,13, nécessitant une recombinaison homologue pour reconstruire la fourche de réplication 14. Dans la plupart des expériences, l’investigateur suit la réponse des facteurs d’intérêt aux ruptures qui se forment en aval de la collision d’une fourche de réplication avec une ICL. Cependant, comme il n’y a pas eu de technologie pour localiser une lésion provocatrice, la proximité du réplisome et de ses composants avec la LMIC ne peut que supposer.

Nous avons développé une stratégie pour permettre l’analyse des associations protéiques avec des adduits covalents non spécifiques à la séquence, illustrée ici par les ICL. Dans notre système, ceux-ci sont introduits par le psoralène, un produit naturel photoactif utilisé depuis des milliers d’années comme thérapeutique pour les troubles cutanés15. Notre approche est basée sur deux caractéristiques importantes des psoralènes. Le premier est leur fréquence élevée de formation de réticulation, qui peut dépasser 90% des adduits, contrairement aux moins de 10% formés par des composés populaires tels que le cisplatine ou la mitomycine C 8,16. La seconde est l’accessibilité du composé à la conjugaison sans perte de capacité de réticulation. Nous avons lié de manière covalente le triméthyl psoralène à la digoxigénine (Dig), un immunomarqueur établi de longue date. Cela permet la détection des adduits psoralènes dans l’ADN génomique par immunomarquage du marqueur Dig, et la visualisation par immunofluorescence conventionnelle17.

Ce réactif a été appliqué, dans nos travaux précédents, à l’analyse des rencontres de fourche de réplication avec des ICL à l’aide d’un test à base de fibres d’ADN16. Dans ce travail, nous avons constaté que la réplication pouvait se poursuivre au-delà d’une LMIC intacte. Cela dépendait de la kinase ATR, qui est activée par la contrainte de réplication. Le redémarrage de la réplication était inattendu compte tenu de la structure de l’hélicase réplicative CMG. Il s’agit de l’hétéro-hexamère MCM (M) qui forme un anneau décalé autour du brin modèle pour la synthèse du brin principal qui est verrouillé par les protéines du complexe GINS (G, constitué de PSF1, 2, 3 et SLD5) et CDC45 (C) 18. La proposition selon laquelle la réplication pourrait redémarrer du côté de la distale ICL du côté de la collision du replisome plaide en faveur d’un changement de la structure du réplisome. Pour répondre à la question de savoir quels composants étaient dans le réplisome au moment de la rencontre avec une ICL, nous avons développé l’approche décrite ici. Nous avons exploité l’étiquette Dig en tant que partenaire dans les tests de ligature de proximité (PLA)19 pour interroger l’association étroite de la LCI avec les protéines du réplisome20.

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Protocol

1. Préparation cellulaire

  1. Jour 1
    1. Prétraiter les boîtes de culture à fond de verre de 35 mm avec une solution adhésive cellulaire.
    2. Cellules de plaque dans les plats prétraités un jour avant le traitement. La cellule doit se diviser activement et confluer à 50-70% le jour de l’expérience.
      NOTE: Les cellules HeLa ont été utilisées dans cette expérience avec Dulbecco Modified Eagle Medium DMEM, complété par 10% de sérum bovin fœtal, 1x pénicilline / streptomycine. Il n’y a pas de restriction pour les lignées cellulaires adhérentes. Cependant, les cellules non adhérentes doivent être centrifugées sur des lames et fixées avant l’analyse par PLA.
  2. Jour 2
    1. Préparer une solution mère de digoxigénine triméthyl psoralène (Dig-TMP) en remettant en suspension une aliquote congelée de Dig-TMP préalablement synthétisé dans 1:1 EtOH:H 2O. Déterminer la concentration en mesurant OD à250nm d’une dilution 100x (enH2O) du Dig-TMP dissous. Le coefficient d’extinction de Dig-TMP est de 25 000. Vérifier la concentration en mesurant la DO à 250 nm avant chaque utilisation et calculer la concentration stock: Abs x 100 x 106/25 000 = Concentration (en μM). Généralement, la solution mère est d’environ 3 mM. La solution peut être conservée à –20 °C pendant environ un mois.
      NOTE: Dig-TMP doit être synthétisé chimiquement à l’avance, en suivant la procédure décrite ici. Reflux 4'-chlorométhyl-4,5',8-triméthylpsoralène avec le 4,7,10-trioxa-1,13-tridécanedi-amine dans le toluène sous azote pendant 12 h. Prélever le solvant et récupérer le produit 4'-[N-(13-amino-4,7,10-trioxatrideca)] aminométhyl-4,5',8-triméthylpsoralène par chromatographie sur gel de silice. Conjuguer le produit à l’ester de digoxigénine NHS dans du diméthylformamide et de la triéthylamine à 50 °C pendant 18 h. Éliminer le solvant et purifier le résidu par chromatographie sur gel de silice sur couche mince préparative. Éluer la bande de produits chloroforme: méthanol: hydroxyde d’ammonium à 28% (8:1:0,1) mélange. Évaporer les solvants et dissoudre la pastille dans 50% EtOH:H2O.
    2. Ajouter le stock Dig-TMP dans 50% EtOH:H2O au milieu de culture cellulaire jusqu’à une concentration finale de 5 μM. Porter le milieu à 37 °C. Aspirer le milieu des plaques, ajouter le milieu contenant du Dig-TMP préchauffé et placer les plaques dans un incubateur (37 °C, 5% CO2) pendant 30 min pour permettre au Dig-TMP de s’équilibrer.
    3. Pendant l’incubation des cellules, préchauffer la boîte UV (voir le tableau des matériaux) à 37 °C.
    4. Placez les plaques dans la boîte UV préchauffée et exposez les cellules à une dose de 3 J/cm2 de lumière UVA pendant 5 min pour cette expérience. Des plaques ont été placées sur un bloc thermique maintenu à 37 °C pendant l’irradiation. Calculez le temps à l’aide de la formule:
      Equation 1
    5. Aspirer le milieu à l’aide d’une pipette, ajouter un milieu frais préchauffé et remettre les plaques dans l’incubateur à 37 °C, 5% de CO2 pendant 1 h.
    6. Retirer le média et laver la vaisselle une fois doucement avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
    7. Retirer le PBS et ajouter 0,1 % de formaldéhyde (FA) dans le PBS pendant 5 min à température ambiante (RT). Cela empêche le décollement cellulaire pendant le prétraitement CSK-R (tampon d’extraction du cytosquelette contenant de la RNase, décrit au point 1.2.9.) nécessaire pour extraire les éléments cytoplasmiques et réduire le fond de PLA.
    8. Aspirez l’AF et lavez la vaisselle avec PBS une fois.
    9. Ajouter le tampon CSK-R et incuber pendant 5 min à TA pour éliminer le cytoplasme [tampon CSK-R : 10 mM PIPES, pH 7,0, 100 mM NaCl, 300 mM saccharose, 3 mM MgCl2, 0,5% Triton X-100, 300 μg/mL RNase A]. Aspirer le tampon, ajouter du CSK-R frais et incuber pendant 5 min à TA.
      REMARQUE: Un stock de tampon CSK peut être stocké à 4 ° C, et Triton X et RNaseA ajoutés juste avant utilisation.
    10. Laver avec PBS trois fois.
    11. Fixer les cellules avec 4% de formaldéhyde dans PBS pendant 10 min à TA.
    12. Lavez les cellules avec du PBS. Effectuez cette étape trois fois.
    13. Ajouter froid 100% méthanol et incuber pendant 20 min à -20 °C.
    14. Lavez les cellules avec du PBS trois fois. À ce stade, les cellules peuvent être stockées dans le PBS dans une chambre humide à 4 °C pendant une semaine maximum.
    15. Incuber les cellules dans 80 μL de TritonX-100 5 mM pendant 10 min à 4 °C.
    16. Incuber des cellules avec 100 μL d’EDTA 5 mM dans du PBS supplémenté avec 1 μL de RNase A à 100 mg/mL pendant 30 min à 37 °C.
    17. Lavez les cellules avec du PBS trois fois.
    18. Conserver les cellules dans un tampon de blocage (5 % de BSA et 10 % de sérum de chèvre dans du PBS) dans une chambre humide pendant une nuit à 4 °C.

2. Essai de ligature de proximité

REMARQUE: Effectuer un test de ligature de proximité le jour 3.

  1. Coloration des anticorps
    1. Préparer 40 μL de la solution d’anticorps primaires par plaque: Ajouter le volume approprié d’anticorps primaires pour obtenir la dilution souhaitée (anticorps antidigoxigénine et anticorps de lapin de souris contre un composant réplisome tel que MCM5, CDC45, PSF1 ou pMCM2, dilutions spécifiées dans le tableau des matières) dans un tampon de blocage (pour atteindre un volume final de 24 μL). Mélanger en tapotant et laisser reposer pendant 20 minutes à TA. Préparer un mélange maître pour plusieurs échantillons et mélanger en tapant avant de l’appliquer sur les puits.
    2. Ajouter 40 μL de solution d’anticorps primaires au centre du puits et incuber dans une chambre humide pendant 1 h à 37 °C. Pendant la coloration, laissez les sondes PLA et le tampon de blocage se réchauffer à la température ambiante.
    3. Lavez les cellules avec PBS-T [PBS-T : 0,05 % Tween-20 dans 1X PBS] à RT. Effectuez cette étape trois fois.
    4. Pendant le lavage, préparer 40 μL de solution de sonde PLA par plat (les sondes PLA sont constituées d’un anticorps secondaire reconnaissant les IgG de lapin ou de souris, lié de manière covalente à un oligonucléotide PLUS ou MOINS) : 8 μL de sonde PLA anti souris-PLUS + 8 μL d’anticorps anti lapin-MOINS de sonde PLA + 24 μL de tampon bloquant. Mélanger et laisser reposer pendant 20 minutes à TA. Préparer un mélange maître pour plusieurs échantillons et bien mélanger avant de l’appliquer sur les puits. Placez la solution au milieu du puits dans l’assiette.
    5. Retirer le dernier lavage, ajouter 40 μL de solution de sonde PLA au centre du puits et incuber dans une chambre humide pendant 1 h à 37 °C.
    6. Laver trois fois dans un tampon A pendant 10 minutes chacun, sur une plate-forme basculante à RT. Pendant le lavage, apportez le mélange de ligature à RT.
  2. Ligature et amplification
    1. Préparer 40 μL de mélange de ligature par plaque: 8 μL (5x) de papier de ligature + 31 μL d’eau distillée + 1 μL de ligase. Préparer le mélange principal pour plusieurs plaques et bien mélanger avant de l’appliquer sur les puits.
    2. Ajouter 40 μL de solution de ligature dans chaque plaque et incuber dans une chambre humide pendant 30 min. à 37 °C.
    3. Laver les cellules 3x avec le tampon A, chacune pendant 2 min, sur une plate-forme basculante à RT.
    4. Préparer 40 μL de solution d’amplification par boîte: 8 μL (5x) de stock d’amplification + 31,5 μL d’eau distillée + 0,5 μL d’ADN polymérase. Préparer un mélange maître pour plusieurs échantillons et bien mélanger avant de l’appliquer sur les puits.
    5. Ajouter 40 μL de solution d’amplification à chaque plaque et incuber dans une chambre humide à 37 °C pendant 100 min.
    6. Aspirer la solution d’amplification et laver avec le tampon B. Effectuer 6 lavages chacun pendant 10 min, sur une plate-forme basculante à RT.
    7. Laver une fois avec 0,01x tampon B pendant 1 min à TA.
    8. Aspirer le tampon B et les plaques d’incubation avec des anticorps secondaires, Alexa Fluor 488 anti-souris IgG et Alexa Fluor 568 anti-lapin IgG en solution de blocage à des dilutions appropriées dans un tampon de blocage, dans une chambre humide, pendant 30 min à 37 °C ou pendant une nuit à 4 °C.
    9. Lavez les cellules trois fois avec PBS-T, pendant 10 minutes chacune sur une plate-forme basculante à RT.
    10. Aspirer PBS-T et monter dans le support de montage avec DAPI. Les plaques montées peuvent être imagées immédiatement ou stockées à 4 °C dans l’obscurité pendant 4 jours au maximum avant l’imagerie.

3. Imagerie et quantification

  1. Effectuer l’imagerie dans un microscope épifluorescent ou confocale (si l’imagerie 3D est souhaitable, couvrir au moins 3 μm dans 15 piles). Effectuer des expériences en trois exemplaires et imager suffisamment de champs pour faire au moins 100 observations par échantillon ou condition. Imagez tous les champs et échantillons, y compris les contrôles, en utilisant les mêmes paramètres d’exposition.
  2. Quantifier à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images approprié (voir le tableau des matériaux pour les logiciels open source et commerciaux capables d’effectuer cette analyse dans des images à plan unique ou multiple).
    1. Segmenter les noyaux cellulaires en fonction de la coloration DAPI. Effectuer la détection des points PLA nucléaires. Attribuez des points PLA à leur noyau correspondant. Exportez les points PLA par noyau sous forme de fichier csv (voir Fichier supplémentaire 1 et Fichier supplémentaire 2).
  3. Analyse statistique (voir le tableau des matériaux pour les logiciels libres et commerciaux suggérés).
    1. Vérifiez si les échantillons suivent une distribution normale avec un test de Shapiro-Wilk.
    2. Déterminer s’il y a une différence significative entre deux échantillons à l’aide d’un test de Student-t (si l’hypothèse de distribution normale est respectée) ou d’un test de somme de Wilcoxon (si l’hypothèse de distribution normale est violée pour un échantillon).
  4. Visualisation des données : Générez des diagrammes à points combinés à des diagrammes en boîte pour visualiser la distribution des données, la médiane (Q2), le 25e (Q1) et le 75epercentile pour les différentséchantillons (voir le tableau des matériaux pour les logiciels open source et commerciaux suggérés).

4.3D affichage de pMCM2 : interactions ICL

  1. Imagez des plaques PLA sur un microscope confocal à disque rotatif, à l’aide d’un objectif d’huile à ouverture numérique Plan Fluor 60x/1,25. Acquérir 16 piles couvrant 1,6 mm et générer la reconstruction 3D avec le logiciel d’analyse d’images approprié (voir Tableau des matériaux).

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Representative Results

PLA de Dig-TMP avec des protéines réplisomes
La structure du Dig-TMP est illustrée à la figure 1. Les détails de la synthèse, dans laquelle le triméthyl psoralène a été conjugué par un agent de liaison du glycol à la digoxigénine, ont été discutés précédemment17,21. L’incubation des cellules avec le composé suivie d’une exposition à une lumière de 365 nm (UVA) photoactive le composé et entraîne la réaction de réticulation. Un peu plus de 90 % des adduits sont des LMIC16. L’étiquette Dig peut être visualisée par immunofluorescence qui révèle la présence d’ICL dans tout le noyau (Figure 2). L’immunofluorescence d’une protéine répintosome telle que MCM2 indique également une distribution dans tout le noyau, une distribution qui n’est pas affectée par l’introduction des ICL. Ces résultats ont démontré que l’apparence focale des protéines répondantes, telle que celle observée dans la réponse aux dommages de l’ADN (DDR) aux DSB, n’est pas une caractéristique des interactions réplisomes: ICL.

Afin de visualiser l’interaction des réplisomes avec les ICL dans l’expérience montrée à la Fig 2, nous avons appliqué le PLA, qui rapporte la proximité de deux antigènes (Figure 3a). Nous avons mesuré la fréquence d’association de MCM5 et de l’étiquette Dig 1 h après l’introduction des ICL (Figure 3b). Les signaux PLA ont démontré la proximité des réplisomes avec les ICL.

La contrainte de réplication, y compris celle présentée par les ICL, active l’ATR kinase22. Parmi les nombreux substrats de l’ATR figurent les protéines MCM, dont MCM2 à la sérine 10823. Une rencontre répliquable avec la LMIC devrait entraîner la phosphorylation de MCM2, parmi de nombreux autres substrats. Conformément à cette attente, le PLA entre le pMCM2Ser108 et l’étiquette Dig était positif (Figure 3c). Dans d’autres expériences, nous avons constaté que la fréquence du plateau était atteinte à 1 h20. Nous avons interprété ces résultats comme indiquant que les réplisomes diversement situés dans le génome, et variablement éloignés d’une ICL, finissent par rencontrer le bloc, déclenchant l’activation de l’ATR et la phosphorylation MCM2.

Les résultats du PLA dans les figures précédentes sont présentés comme une sommation comprimée de plusieurs plans optiques. Cependant, les résultats des noyaux individuels peuvent également être présentés dans une reconstruction tridimensionnelle, comme le montre le pMCM2: Dig-TMP PLA dans la vidéo 1. Cette analyse a indiqué que des rencontres répliquables avec les ICL pouvaient être observées dans tout le noyau.

Notre étude de la fourche de réplication a montré que les rencontres ICL révélaient un phénomène inattendu de redémarrage de la réplication16. Compte tenu de la structure en anneau verrouillé d’un réplisome fonctionnel, il était très intéressant de se demander si la composition de l’appareil de réplication changeait lors de la collision avec une ICL. Étant donné que moins de 10% des fourches de réplication entrent en contact avec une ICL, le simple dosage de la composition protéique de tous les réplisomes n’aurait pas été productif. Cependant, l’ECLP entre Dig et diverses composantes nous a permis d’aborder cette question. Contrairement aux résultats positifs avec pMCM2, nous avons constaté que les protéines du complexe GINS ne parvenaient pas à donner un signal PLA avec les ICL. En revanche, le dosage avec CDC45 était positif, ce qui indique que l’autre protéine de verrouillage a été conservée (Figure 4a,b). Lorsque les cellules ont été incubées avec un inhibiteur de l’ATR, le redémarrage a été complètement supprimé et le GINS: Dig PLA était fortement positif (Figure 4c). Notre interprétation de ces résultats était qu’en l’absence d’activité ATR, les protéines GINS étaient conservées, l’hélicase CMG restait dans une configuration verrouillée et il n’y avait pas de redémarrage de la réplication au-delà de la LMIC20.

Figure 1
Figure 1 : Structure du triméthyl psoralène lié au marqueur de l’antigène digoxigénine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : L’immunofluorescence de la protéine répsome MCM5 et du DIG TMP ne montre pas de foyers discrets. Les cellules ont été traitées avec Dig-TMP et UVA et après 1 h immunocolorées pour MCM5 et Dig. La barre blanche représente 5 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : PLA entre Dig-TMP et MCM5. a) Schéma du test de ligature de proximité appliqué à l’interaction entre la protéine réprésome MCM5 et l’étiquette Dig sur la LMIC. Le régime est simplifié. En pratique, les anticorps primaires étaient liés par des anticorps secondaires couplés de manière covalente aux oligonucléotides. b) PLA entre MCM5 et Dig-TMP. Notez les signaux discrets indiquant les sites d’interaction. Graphiques à points et en boîtes montrant la distribution du signal (diagramme à points) ainsi que la médiane (barre rouge du diagramme en boîte), les 25eet 75ecentiles (extrémités de la boîte) et les valeurs les plus élevées et les plus basses excluant les valeurs aberrantes (lignes extrêmes). Le test de somme de Wilcoxon-Rank a confirmé qu’il existe une différence significative entre les deux conditions (p<0,001). Les barres blanches représentent 5 μm. (c) PLA entre pMCM2 et Dig-TMP. Ces signaux représentent la rencontre du réplisome avec l’ICL, qui déclenche une phosphorylation dépendante de l’ATR de MCM2. Le PLA rapporte la variabilité de la fréquence de rencontre dans différentes cellules. La barre blanche représente 5 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : PLA entre Dig-TMP et les protéines de verrouillage réplisome. a) CDC45 : Dig-TMP. La barre blanche représente 5 μm. b) PSF1: Dig-TMP. La fréquence minimale du signal est considérablement augmentée par le traitement avec un inhibiteur de l’ATR, qui bloque la voie transversale et la libération du complexe GINS qui comprend PSF1. Les barres blanches représentent 5 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Vidéo 1 : Reconstruction tridimensionnelle de pMCM2 : Dig Les signaux PLA montrent la distribution dans tout le noyau. Le PCNA est teinté en vert, le PLA en rouge, le DAPI en bleu. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Fichier supplémentaire 1 : Pipeline Cellprofiler pour la quantification PLA. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 2 : Paramètres des lots du module cellulaire IMARIS pour la quantification du PLA. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

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Discussion

Bien que le PLA soit une technique très puissante, il existe des problèmes techniques qui doivent être résolus afin d’obtenir des résultats clairs et reproductibles. Les anticorps doivent être de haute affinité et spécificité. En outre, il est important de réduire autant que possible les signaux de fond non spécifiques. Nous avons constaté que les membranes et les débris cellulaires contribuent à l’arrière-plan, et nous les avons enlevés autant que possible. Les lavages avec des tampons contenant du détergent avant la fixation et le lavage au méthanol après fixation aident à réduire la liaison non spécifique. La mise en garde est que le traitement détergent avant la fixation peut entraîner un décollement cellulaire. Nous constatons que le traitement des plaques avec un adhésif cellulaire et le préfixe avec 0,1% de FA avant le traitement CSK atténue ce problème.

Il est également utile d’identifier les cellules de phase non-S lors de la surveillance des événements spécifiques de la phase S. Cela peut être fait par coloration post-PLA avec des marqueurs de cycle cellulaire tels que PCNA ou NPAT24,25. Non seulement ces marqueurs confirment les phénomènes de phase S, mais ils fournissent également un contrôle biologique interne pour les interactions non spécifiques. Les signaux positifs dans les cellules de phase G1, dans les tests qui mesurent des événements qui devraient être exclusifs à la phase S, indiquent qu’un effort supplémentaire est nécessaire pour réduire les interactions non spécifiques.

Les stratégies d’imagerie unicellulaire présentent des avantages qui ne sont pas disponibles avec d’autres approches de surveillance des interactions moléculaires. Les techniques d’homogénéisation, telles que celles utilisées dans les expériences d’immunoprécipitation, éliminent tout lien avec des événements dans des cellules individuelles. Par conséquent, la compréhension de l’influence de l’état du cycle cellulaire ou de la variabilité au sein d’une population cellulaire est perdue. Cependant, étant donné que le PLA rapporte les fréquences des événements dans des cellules individuelles, ces informations peuvent être récupérées.

Une limitation fréquente de la PLA est le manque de réactifs de détection immunologique pour les cibles d’intérêt. C’est une préoccupation lorsqu’il s’agit de répondre à des questions concernant la réponse cellulaire aux perturbations de l’ADN introduites par des agents autres que les briseurs directs. Nous avons surmonté cette limitation en utilisant un réactif réactif à l’ADN immunomarqué. Bien que nous ayons concentré nos études sur les liaisons croisées interbrins, il existe de nombreux composés génotoxiques, y compris les médicaments de chimiothérapie, qui se prêteraient à cette approche. De plus, les interactions entre les protéines et les structures de l’ADN, telles que les quadriplex G, pourraient également être examinées avec cette stratégie.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Cette recherche a été appuyée, en partie, par le programme de recherche intra-muros du NIH, National Institute on Aging, États-Unis (Z01-AG000746–08). J.H. est soutenu par les Fondations nationales des sciences naturelles de Chine (21708007 et 31871365).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alexa Fluor 568, Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody Invitrogen A-10011 1 in 1000
35 mm plates with glass 1.5 coverslip MatTek P35-1.5-14-C Glass Bottom Microwell Dishes 35mm Petri Dish Microwell
Alexa Fluor 488,Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody Invitrogen A-10001 1 in 1000
Bovine serum albumin (BSA) SeraCare 1900-0012 Blocking solution, reagents need to be stored at 4 °C
CDC45 antibody (rabbit) Abcam ab126762 1 in 200
Cell adhesive Life Science 354240 for cell-TAK solution
Confocal microscope Nikkon Nikon TE2000 spinning disk microscope equiped with Volocity software
Digoxigenin (Dig) antibody (mouse) Abcam ab420 1 in 200
Dig-TMP synthesized in the Seidman Lab
Duolink Amplification reagents (5×) Sigma-Aldrich DUO82010 reagents need to be stored at -20 °C
Duolink in situ detection reagents Sigma-Aldrich DUO92007 reagents need to be stored at -20 °C
Duolink in situ oligonucleotide PLA probe MINUS Sigma-Aldrich DUO92004 anti-mouse MINUS, reagents need to be stored at 4 °C
Duolink in situ oligonucleotide PLA probe PLUS Sigma-Aldrich DUO92002 anti-rabbit PLUS, reagents need to be stored at 4 °C
Duolink in situ wash buffer A Sigma-Aldrich DUO82046 Duolink Wash Buffers, reagents need to be stored at 4 °C
Duolink in situ wash buffer B Sigma-Aldrich DUO82048 Duolink Wash Buffers, reagents need to be stored at 4 °C
epifluorescent microscope Zeiss Axiovert 200M microscope Equipped with the Axio Vision software packages (Zeiss, Germany)
Formaldehyde 16% Fisher Scientific PI28906 for fix solution
Goat serum Thermo 31873 Blocking solution, reagents need to be stored at 4 °C
Image analysis software open source Cell profiler works for analysis of single plane images
Image analysis software-license required Bitplane Imaris Cell Biology module needed. Can quantify PLA dots/nuclei in image stacks (3D) and do 3D reconstructions
Ligase (1 unit/μl) Sigma-Aldrich DUO82029 reagents need to be stored at -20 °C
Ligation reagent (5×) Sigma-Aldrich DUO82009 reagents need to be stored at -20 °C
MCM2 antibody (rabbit) Abcam ab4461 1 in 200
MCM5 antibody (rabbit monoclonal) Abcam Ab75975 1 in 1000
Methanol Lab ALLEY A2076 pre-cold at -20°C before use
phosphoMCM2S108 antibody (rabbit) Abcam ab109271 1 in 200
Polymerase (10 unit/μl) Sigma-Aldrich DUO82030 reagents need to be stored at -20 °C
Prolong gold mounting media with DAPI ThermoFisher Scientific P36935
PSF1 antibody (rabbit) Abcam ab181112 1 in 200
RNAse A 100 mg/ml Qiagen 19101 reagents need to be stored at 4 °C
Statistical analysis and data visualization software open source R studio ggplot2 package for generation of dot plot and box plots
Statistical analysis and data visualization software-license required Systat Software Sigmaplot V13
TMP (trioxalen) Sigma-Aldrich T6137_1G
TritonX-100 Sigma-Aldrich T8787_250ML
Tween 20 Sigma-Aldrich P9416_100ML
UV box Southern New England Ultraviolet Discontinued. See Opsytec UV test chamber as a possible replacement
UV test Chamber Opsytec UV TEST CHAMBER BS-04
VE-821 Selleckchem S8007 final concentrtion is 1µM

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References

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Biologie numéro 173 réplisome lésion bloquante PLA test de ligature de proximité réticulations interbrins d’ADN liaisons croisées marquées à l’antigène

Erratum

Formal Correction: Erratum: Visualization of Replisome Encounters with an Antigen Tagged Blocking Lesion
Posted by JoVE Editors on 01/09/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Visualization of Replisome Encounters with an Antigen Tagged Blocking Lesion.

The Authors section was updated from:

Jing Zhang*1
Jing Huang*2
Ryan C. James3
Julia Gichimu1
Manikandan Paramasivam4
Durga Pokharel5
Himabindu Gali6
Marina A. Bellani1
Michael M Seidman1
1Laboratory of Molecular Gerontology, National Institute on Aging, National Institutes of Health
2Institute of Chemical Biology and Nanomedicine, State Key Laboratory of Chemo/Biosensing and Chemometrics, College of Biology, Hunan University
3Department of Molecular Biology and Genetics, Cornell University
4Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Copenhagen
5Horizon Discovery
6Boston University School of Medicine
* These authors contributed equally

to:

Jing Zhang*1
Jing Huang*2
Ishani Majumdar1
Ryan C. James3
Julia Gichimu1
Manikandan Paramasivam4
Durga Pokharel5
Himabindu Gali6
Marina A. Bellani1
Michael M Seidman1
1Laboratory of Molecular Gerontology, National Institute on Aging, National Institutes of Health
2Institute of Chemical Biology and Nanomedicine, State Key Laboratory of Chemo/Biosensing and Chemometrics, College of Biology, Hunan University
3Department of Molecular Biology and Genetics, Cornell University
4Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Copenhagen
5Horizon Discovery
6Boston University School of Medicine
* These authors contributed equally

Visualisation de rencontres répliquantes avec une lésion bloquante marquée avec un antigène
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Zhang, J., Huang, J., Majumdar, I.,… More

Zhang, J., Huang, J., Majumdar, I., James, R. C., Gichimu, J., Paramasivam, M., Pokharel, D., Gali, H., Bellani, M. A., Seidman, M. M. Visualization of Replisome Encounters with an Antigen Tagged Blocking Lesion. J. Vis. Exp. (173), e61689, doi:10.3791/61689 (2021).

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