Summary
Här presenterar vi ett protokoll för att erbjuda snabba, enkla och pålitliga blodinsamlingsalternativ för råttmodellen. Vi beskriver tre olika blodprovsmetoder utifrån sammanhanget: svansvenspunktering under narkos eller på ett medvetet djur, och dorsal penisvenspunktion under anestesi.
Abstract
Blodprover krävs i de flesta experimentella djurdesigner för att bedöma olika hematologiska parametrar. Detta dokument presenterar två procedurer för blodinsamling hos råttor: lateral svansvenpunktion och dorsal penisvenpunktion, som erbjuder betydande fördelar jämfört med andra tidigare beskrivna tekniker. Denna studie visar att dessa två procedurer möjliggör snabb provtagning (under 10 min) och ger tillräckliga blodvolymer för de flesta analyser (202 μL ± 67,7 μL). Dorsal penis ven punktering måste göras under anestesi, medan lateral svansven punktering kan göras på ett medvetet, fasthållet djur.
Att växla dessa två tekniker möjliggör därför bloddragning i alla situationer. Även om det alltid rekommenderas att en operatör får hjälp under ett förfarande för att säkerställa djurens välbefinnande, kräver dessa tekniker endast en enda operatör, till skillnad från de flesta blodprovsmetoder som kräver två. Dessutom, medan dessa tidigare beskrivna metoder (t.ex. halspinne, subklavisk venbloddragning) kräver omfattande förhandsträning för att undvika skada på eller död hos djuret, är svansvenen och dorsal penisvenpunktion sällan dödlig. Av alla dessa skäl, och beroende på sammanhanget (t.ex. för studier på hanråttor, under den perioperativa eller omedelbara postoperativa perioden, för djur med tunna svansvener), kan båda teknikerna användas växelvis för att möjliggöra upprepade blodprover.
Introduction
Blodprovstagning är nödvändig för de flesta djurstudier, både in vivo och in vitro. Hos råttor, eftersom frekvensen och mängden blodprovtagning kan vara betydande, är det bra att ha olika alternativ för insamling. Olika metoder har beskrivits i tidigare studier.
De vanligaste teknikerna är svansvenspunktion och saphenös venbloddragning. Svansvenprovtagning är lämplig för alla råttstammar. Med rätt träning är proceduren enkel att utföra och orsakar minimal nöd för djuret1. På samma sätt är den saphenösa venbloddragningen, förutsatt att den görs ordentligt, också en snabb och enkel insamlingsmetod. Ingen av metoderna kräver anestesi, och båda möjliggör upprepade dragningar av små mängder blod. Den saphenösa venpunktionen ger emellertid vanligtvis en lägre blodvolym1 och kräver närvaro av två personer för att lämna en bakben utsatt för punktering2.
Om stora mängder blod behöver samlas in från ett enda djur kan hjärtpunktion eller punktering av vena cava användas (upp till 10 ml blod kan dras från en 150 g råtta med hjärtpunktur2). Dessa tekniker kräver anestesi och är terminala förfaranden. Djuret måste avlivas efter någon av dessa två tekniker2. Jugularpinnen är ett alternativ som kan användas om stora mängder blod behöver samlas in i en studie som ännu inte nått sitt effektmått. Denna teknik kräver emellertid också betydande tekniska färdigheter för att undvika skador på djuret. Därför bör dess användning begränsas3.
Andra tekniker, såsom den subklaviska venen bloddragning, behöver inte användning av anestetika före blodinsamling och möjliggör upprepad provtagning av små volymer blod. Emellertid krävs återhållsam hantering och lämpligt nålsnitt för denna teknik. En felaktig operation kan leda till djursmärta eller till och med dödlighet, och träningen för denna metod kan vara krävande4.
Andra anekdotiska förfaranden inkluderar orbitalpunktion och sublingual venpunktion, som båda kräver bedövningsmedel och varken rekommenderas eller används i stor utsträckning. Även om tidigare studier har visat snabbare blodinsamling genom orbital punktering än genom svansvenpunktion, fann man att orbital punktering under dietyleteranestesi tolererades mindre väl än den senare metoden (baserat på djurens excitationspoäng och urinproduktion)5. Dessutom påverkas denna metod starkt av skickligheten hos den person som utför proceduren och utförs huvudsakligen av erfarna veterinärer. Jämförelsevis är den sublinguala venpunktionen mindre störande och rekommenderas för upprepad blodprovtagning6. Denna teknik ger emellertid allvarliga negativa effekter som minskat mat- och vattenintag, vilket kan leda till djurets död7.
Denna studie beskriver två metoder som används i vårt laboratorium för upprepad blodprovtagning. Svansvenspunktion kan utföras på ett medvetet djur, och vävnadsskadorna och biverkningarna är minimala. Modifieringen av denna teknik i denna studie innefattar stabilisering av svansen med index och långfinger, vilket gör det möjligt för en enda operatör att utföra bloduppsamlingen. Dorsal penis ven punktering har redan beskrivits för enkla intravenösa injektioner. Denna teknik utförs under anestesi och möjliggör en tillförlitlig blodkälla vid svårigheter med andra metoder (t.ex. under den omedelbara postoperativa perioden, med ett litet djur, vid perioperativ bloddragning under anestesi). I likhet med provtagning av svansvenen kommer skadan vid punkteringsstället att ha en mindre total effekt på djuret jämfört med de tekniker som nämns ovan8. Syftet med detta metodpapper är att erbjuda oerfarna forskare enkla och pålitliga blodprovtagningsalternativ enligt sammanhanget (t.ex. för procedurer som utförs under anestesi, för studier med hanråttor, för djur med tunna svansvener).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Procedurerna utfördes på 3 månader gamla manliga Lewis-råttor, var och en väger 300-400 g. Totalt ingick 24 djur, med tre punkteringsförhållanden: 12 råttor genomgick svansvenspunktering utan anestesi (grupp-TV utan anestesi) och ytterligare 12 råttor bedövades för att genomgå både svansvenspunktion (grupp-TV med anestesi) och penisvenspunktion (grupp PV med anestesi). Alla procedurer godkändes och respekterades av IACUC:s (Institutional Animal Care and Use Committee) riktlinjer. Alla djuren avlivades i slutet av studien (efter en 1 månads uppföljning) av koldioxidöverdos. Se materialförteckningen för detaljer relaterade till alla material och instrument som används i detta protokoll.
1. Allmänna riktlinjer
- I linje med IACUC-riktlinjerna, se till att den maximala blodvolymen som dras inte är mer än 10% av den totala blodvolymen varannan vecka9. Till exempel bör en råtta på 300 g ha en total blodvolym på cirka 19,2 ml. Om det rör sig om ett protokoll som kräver fyra bloddragningar enbart under den första veckan (dag 0, dag 1, dag 3, dag 7), begränsa insamlingen till högst 250 μl blod per prov.
- För procedurer som utförs under anestesi, administrera isofluran via en precisionsförångare för att bedöva djuret. Inducera anestesi i en kammare med en dos på 3%-5% isofluran i 5 min, och behåll med en dos av 1%-3% isofluran genom en noskon under proceduren. Justera isoflurannivån baserat på kontinuerlig övervakning av andningsfrekvensen. Kontrollera om sedering är tillräcklig med tånyp innan proceduren påbörjas.
- Lämna inte djuret utan uppsikt under ingreppet eller tills det har återfått tillräckligt med medvetande för att bibehålla sternal liggande.
- Efter bloduppsamlingen, övervaka djuret tills full återhämtning innan du återför det till sin bur och presentera det inte för andra djur tills det är helt återhämtat.
OBS: I överenskommelse med veterinärtjänster behövdes ingen smärtstillande medicin efter svansvenen eller penisvenens punktering.
2. Bloddragning från penisvenen
- Förberedelse
- Förbered följande utrustning: steril gasväv, handskar, alkoholservetter, ett EDTA-rör för mikrokapillär bloduppsamling (lila lock) och en 30 G insulinspruta (30 U eller 50 U).
- Ta ut råttan ur buren och lägg den i en kammare för induktion med isofluran via en precisionsomångare (dos: 3%-5%). När djuret är bedövat, överför det till procedurbordet och lägg djuret på ryggen med näsan placerad i noskonen för att upprätthålla anestesin. Övervaka andningsfrekvensen och justera isoflurannivån därefter (underhållsdos: 1%-3%). Kontrollera att djuret är tillräckligt sederat av tånypa innan proceduren påbörjas.
- Blodprov
- Flytta kolven fram och tillbaka i sprutan flera gånger för att jämna ut uttaget. Skapa undertryck i sprutan genom att dra i kolven för att ta bort ett par mikroliter.
- Med hjälp av den icke-dominerande handen, dra tillbaka förhuden från penisens ände och håll glans mellan index och tumme och dra försiktigt. Den dorsala penisvenen kommer att framstå som en ytlig blå sladd. Se figur 1 och figur 2.
- Med nålsögat pekande uppåt för du in insulinsprutan i venen i en vinkel på 35°. När nålen har kommit in i venen kommer blod att strömma in i sprutan.
- Dra långsamt ut sprutkolven i långsam och jämn takt för att samla upp önskad volym.
OBS: Dra inte ut kolven för snabbt, eftersom det kommer att leda till att venen kollapsar och stoppar blodflödet. - Om blodflödet minskar, vrid nålen något medurs eller moturs.
- Ta bort sprutan. En bloddroppe kommer att bildas på punkteringsstället, vars aspiration möjliggör insamling av några fler mikroliter blod vid ett icke-sterilt förfarande.
- Om den första punkteringen misslyckas, sätt tillbaka nålen mer proximalt på venen.
OBS: Till skillnad från provtagning av svansvenen är den iterativa punkteringen av dorsal penisvenen vanligtvis misslyckad. - Applicera lätt tryck på punkteringsstället för att stoppa blödningen och torka av området med en ny alkoholtork.
- Placera penis tillbaka i sitt neutrala läge.
- Stäng av isofluran och övervaka råttan tills fullständig återhämtning. Sätt tillbaka råttan i buret.
3. Punktering av svansvenen
- Förberedelse
- Förbered följande utrustning: en plasthållare, steril gasväv, handskar, alkoholservetter, ett EDTA-rör för mikrokapillär bloduppsamling (lila lock) och en 28 G 1/2 insulinspruta (30 U eller 50 U).
- Ta ut råttan ur buret och säkra den snabbt i en plastbegränsande kon. Stäng den stora änden av konen runt svansens botten. Se till att djuret är bekvämt och att andningen är obegränsad under hela proceduren.
- Doppa svansen i varmt vatten (37 °C) i ca 1 minut för att vidga venen. Torka svansen med en pappershandduk. Placera djuret (i sin fasthållare) nedåt, med svansen liggande på en värmepanna.
- Välj höger eller vänster svansven (blå linje) för provtagning genom att rotera hela djuret åt vardera sidan (detta undviker att svansen vrids). Använd den terminala tredjedelen av svansen för punktering av blodkärl eftersom kärlen blir ytligare i denna zon. Artären är ventral och de två venerna är laterala10.
- Torka av svansen med 70% etanolservetter på punkteringsstället.
- Placera svansen på kanten av värmedynan för att skapa en vinkel i den sista tredjedelen av svansen. Detta leder venen till ytan och skapar mer utrymme för att ta provet.
- Blodprov
- Flytta kolven fram och tillbaka i sprutan flera gånger för att jämna ut uttaget. Skapa undertryck i sprutan genom att dra i kolven för att ta bort ett par mikroliter.
- Med hjälp av det icke-dominerande indexet och långfingret, säkra svansen platt på värmedynan. Placera långfingret proximalt och pekfingret distalt, med punkteringsstället mellan dessa två fingrar. Applicera mer tryck på långfingret än på indexet för att säkra svansen, tillslut kärlet endast proximalt och låt blodet samlas. Se figur 1 och figur 3.
- Med nålsögat pekande uppåt skjuter du insulinsprutan mot pekfingret tills den förs in i venen (detta skapar en vinkel på 35° mellan nålen och svansen). När nålen har kommit in i venen kommer blod att strömma in i sprutan. Vid denna punkt, släpp trycket på pekfingret och långfingret för att säkerställa att blodflödet inte är tillslutet.
- Dra långsamt ut sprutkolven i jämn takt för att samla upp önskad volym.
Dra inte ut kolven för snabbt. Detta kommer att få venen att kollapsa och stoppa blodflödet. - Om blodflödet minskar, vrid nålen något i vardera riktningen.
- Ta bort sprutan från svansen. En bloddroppe kommer att bildas på svansens punkteringsplats. Aspirationen av detta blod möjliggör insamling av några fler mikroliter blod vid ett icke-sterilt förfarande.
- Om den första punkteringen misslyckas, sätt tillbaka nålen mer proximalt på venen.
OBS: Venen blir gradvis djupare när den närmar sig svansbasen. Om det inte finns något blodflöde i sprutan, öka vinkeln mellan sprutan och svansen eller rotera nålen. - Tryck på punkteringsstället för att stoppa blödningen och torka av området med en ny alkoholtork. Ta bort råttan från plastkonen och sätt tillbaka den i buret.
- Svansvenen punktering under anestesi
- Utför steg 2.1.1 och steg 2.1.2 för att inducera och upprätthålla anestesi.
- Utför steg 3.1.3-3.2.7 för blodinsamling; se figur 1.
- Utför steg 2.2.10 för återhämtning från djur.
Figur 1: Scheman över de olika punkteringsmetoderna i detta protokoll . a) Modifierad svansvenspunktering på ett medvetet, fasthållet djur. (B) modifierad svansvenspunktion och penisvenpunktion under anestesi. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Framgång definierades som ett blodprov som gav minst 100 μl blod på under 10 minuter (från punkteringstiden till slutet av blodinsamlingen), och misslyckande definierades som ett blodprov som gav mindre än 100 μl blod eller tog mer än 10 minuter för att hämta den erforderliga blodvolymen. Högst 250 μl blod per prov tilläts. De statistiska analyserna utfördes med hjälp av ett enkelriktat ANOVA-test för flera jämförelser och chi-kvadrattestet. Data presenterades som medelvärde ± standardavvikelse och p < 0,05 användes som brytpunkt för bestämning av statistisk signifikans.
Jämförelsen av framgångsgraden visade liknande resultat för svansvenspunktering hos medvetna råttor (92%) och penisvenpunktion under anestesi (83%)(p = 0,0543), som visas i figur 4. Intressant nog blev svansvenen under anestesi mycket opålitlig, och svansvenens punktering under anestesi hade endast en 25% framgångsgrad i denna studie, troligen på grund av gallring av venen. Vid anestesi var penisvenens punktering mer framgångsrik än svansvenens punktering för provtagning (p < 0,0001).
Vi jämförde de insamlade blodvolymerna och procedurens varaktighet bland svansvenen och dorsal penisvenpunktion utförd på råttor under anestesi och svansvenpunktion utförd på medvetna råttor. Figur 5 visar att svansvenens punktering utan anestesi (217,5 μL ± 69,04 μL) och penisvenen under anestesi (185,8 μL ± 66,4 μL) gav jämförbara mängder blod (p = 0,4966), och dessa volymer blod var signifikant högre än volymen som samlades in med svansvenspunktion under anestesi (54,4 μL ± 68,8 μL) (p < 0,0001).
Ingreppets varaktighet var likartad i penisvenens punktering under anestesigruppen (315,2 s ± 160 s) och svansvenens punktering utan anestesigrupp (262,5 s ± 171 s) (p = 0,6632). Figur 6 visar att provtagning utfördes på mindre än 6 min i båda grupperna, medan svansvenens punktering under anestesi tog mer än 8 min (500,8 s ± 196 s) på grund av flera fel (p < 0,0382).
Figur 2: Punkteringsmetod för penisvenen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Modifierad punkteringsmetod för svansvenen. Observera att svansen hålls nere och punkteringsplatsen ligger mellan pek- och långfingrarna. Sprutan ska vila och glida mot pekfingret för att bibehålla en stabil punkteringsvinkel. Användningen av den icke-dominerande handen möjliggör stabilisering av svansen på ett medvetet djur. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Framgångsgrader med svansvenpunktion under anestesi, penisvenpunktion under anestesi och svansvenpunktion utan anestesi . **** p < 0,0001 med chi-kvadrattestet. Förkortningar: TV = svansven; PV = penisven. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Jämförelse av blodvolymerna (i μL) erhållna i de tre grupperna. ***p < 0,001; p < 0,0001 med ANOVA-analys för flera jämförelser. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Jämförelse av provtagningstiden (i sekunder), definierad som tiden från punkteringsögonblicket till slutet av bloddragningen, i de tre grupperna. Misslyckande definierades som en bloddragningstid som varade längre än 600 s (10 min). *p < 0,05; **p < 0,01 med ANOVA-analys för flera jämförelser. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Svansvenens punktering är en effektiv metod för att få blod från en medveten råtta. Men när ett djur är under anestesi kan effekten av isofluran leda till kärlspasmer och göra svansvenens punktering olämplig11. Som framgår av denna studie är ett alternativ i denna situation att samla blod från penisvenen, vilket är mer framgångsrikt och ger en betydligt större volym blod på kortare tid. Det är viktigt att komma ihåg att vid misslyckande med denna metod vid första försöket kan efterföljande försök misslyckas. Däremot möjliggör svansvenens punktering flera efterföljande punkteringar vid svårigheter vid första försöket (det finns två vener, och punktering högre upp på svansen kan försökas)1. Iterativa punkteringar kan emellertid orsaka hemolys i provet, vilket snedvrider resultaten på grund av frisättning av hemoglobin och de inre komponenterna i erytrocytmembran. Detta gäller särskilt om plasman analyseras12. Att undvika flera punkteringar och få provet i ett enda blodprov är att föredra.
I detta arbete översteg blodprovstagningen inte 250 μl per prov i enlighet med detta protokoll och IACUC:s riktlinjer för att respektera djurens välbefinnande vid flerbördsprovtagning. Framsteg inom bioanalytiska tekniker har gjort det möjligt att använda mikroprover på mindre än 50 μL för att bedöma blodbiokemi och metaboliska parametrar 13. Därför är 250 μL tillräckligt för att dra slutsatsen att båda metoderna är effektiva för framtida studier. Både svansvenen och penisvenen är emellertid små kärl och tillåter inte insamling av stora mängder blod. Dessa beskrivna metoder är lämpliga för upprepad provtagning och övervakning av levande djur. Om stora mängder blod är nödvändigt (t.ex. för ingrepp i slutet av studien) bör andra metoder som ger mer blod - såsom hjärtpunktion - övervägas.
Dessa beskrivna procedurer är två bland många; Vårt val av förfarande motiverades av några fördelar. Båda dessa tekniker kan utföras av en enda operatör. Att använda pek- och långfingret för att stabilisera svansvenen i den modifierade svansventekniken gör kompletterande mänsklig begränsning onödig. Det är dock nödvändigt att bedöma djurets välbefinnande, och hjälp av en professionell (t.ex. en veterinär eller veterinärtekniker) rekommenderas alltid för att undvika att utsätta djuret för onödig smärta eller ångest2.
Dessutom kräver tidigare beskrivna metoder (t.ex. halspinne, subklavisk venbloddragning) omfattande tidigare träning för att undvika att djuret skadas eller dör. Däremot är svansvenen eller dorsal penisvenpunktion sällan dödlig för råttan, även om den inte är väl utförd. Denna studie hade vissa misslyckanden med båda metoderna, men inga andra negativa effekter eller dödsfall observerades. Vissa fall av urinretention efter dorsala penisinjektioner har rapporterats, men det är oklart om injektionen själv eller det injicerade medlet är ansvarig för detta resultat. Varken denna negativa effekt eller onormal läkning eller infektion vid punkteringsstället noterades under studieperioden. Dessutom avslöjade de dagliga bedömningarna av djurens tillstånd inte smärta eller ångest i några grupper (ingen porfyrinfärgning, ingen viktminskning, djur som bedömts vara bekväma av forskargruppen och veterinärpersonal). Långvarig fasthållning och flera punkteringar kan dock orsaka djurnöd. För att undvika detta bör nålen roteras när blodflödet saktar ner istället för att upprepa punkteringen. Korrekt uppvärmning av svansen med varmt vatten och en värmepanna för att vasodilera svansvenen, liksom att öva dessa metoder, rekommenderas för att minska fasthållningstiden.
Punkteringsmetoderna i svansvenen och dorsala penisvenen möjliggör snabb provtagning (under 6 min) och ger tillräckliga blodvolymer för de flesta analyser. När det görs på ett medvetet djur är svansvenens punktering en effektiv och pålitlig metod för att få blod. Men på ett sederat djur tenderar narkosmedel att orsaka kärlspasmer, och svansvenen utsätts för viktig gallring11. I detta scenario ger penis dorsal venpunktion en bättre framgångsgrad än svansvenens punktering, vilket tenderar att vara opålitligt för blodinsamling. En begränsning med penisvenens bloddragning är dock att den endast kan utföras på hanråttor och därför är olämplig för studier på honråttor. Därför, beroende på sammanhanget (dvs. djurets kön, perioperativt eller postoperativt bloddrag, djur med tunna svansvener), kan både penisvenpunktion och svansvenpunktion användas växelvis för upprepade bloddragningar, även av forskare med liten eller ingen erfarenhet av djurstudier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen av författarna har några intressekonflikter att deklarera.
Acknowledgments
Detta arbete finansierades av Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C.). L.C. finansieras av "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" och "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". Y.B. finansieras av "La Bourse des Gueules Cassées". Y.B. och I.F.v.R. finansieras av Shriners Hospitals for Children (Fellowships ID är #84308-BOS-22 #84302-BOS-21 respektive). Detta material är delvis baserat på arbete som stöds av National Science Foundation under Grant No. EEG 1941543. Partiellt stöd från US National Institutes of Health (R01EB028782, R56AI171958 och R01DK114506) tas tacksamt emot. Figur 1 skapades med BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mL | 28 G ½ Insulin Syringes | BD | 329424 | for tail vein puncture |
| 0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes | BD | 320468 | for penile vein puncture |
| 250 L Microtainer blood collection tubes with K2EDTA | BD | 365974 | |
| Gauze Sponges | Curity | 6939 | |
| Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine | E-Z Systems | EZ-190F | for penile vein puncture |
| Isoflurane, USP | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | for penile vein puncture |
| Nosecone for Anesthesia | World Precision Instruments | EZ-112 | for penile vein puncture |
| Rodent Restraint Cone | Harvard Apparatus | ST2 52-95-86 | for tail vein puncture |
| Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Webcol Alcohol prep pads | Simply Medical | 5110 |
References
- Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
- Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
- Luzzi, M., et al. Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum. Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
- Nightingale, C. H., Mouravieff, M. Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).
- Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program. , Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022).
- Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods. Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).
- Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).
- Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method. Medicine. 96 (38), 7976 (2017).
- Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).
