0 次观看 • 4:24 分钟 • July 8th, 2025
从含有培养基的人诱导性多能干细胞(hiPSC)悬液开始。加入一对编码转录激活因子样效应物核酸酶(TALEN)的质粒。补充含有荧光蛋白基因的供体质粒,该基因与抗生素抗性基因相连,并带有相邻的同源臂,可特异性地与目标位点对齐。
通过电穿孔处理该混合物,使细胞膜形成瞬时孔隙,从而实现质粒的内化。质粒进入细胞后,编码TALEN的质粒被加工表达,产生TALEN蛋白——一类嵌合蛋白,由特异性的TALE DNA结合域与非特异性的FokI限制性内切酶切割域融合而成。
每条 TALEN 单体通过其 DNA 结合域——包含串联的氨基酸重复模块——识别并结合 DNA 双链上相反取向的靶位点,每个模块对应一个核苷酸,两结合位点之间由一段间隔序列分隔。随后,FokI 结构域发生二聚化,并在间隔序列内切割 DNA,产生带有突出末端的双链断裂。
当存在含有与切割位点侧翼区域互补的同源臂的供体质粒时,将利用同源序列作为DNA修复合成的模板,通过同源定向修复来连接双链断裂。在切口连接完成后,中间的荧光蛋白基因和抗生素抗性基因被整合到宿主基因组中。
将接种在饲养细胞层上以支持生长的hiPSCs用含抗生素的培养基处理。该无启动子的抗生素抗性基因由上游内源性启动子驱动,可实现对TALEN编辑细胞的筛选。
首先用 PBS 将 iPSC 培养物各洗涤一次,然后向每孔加入 1 毫升 37 摄氏度的温和细胞解离试剂,在 37 摄氏度下孵育约 5 分钟。当超过 50% 的细胞从培养容器上解离时,使用 P1000 移液器机械性地破坏任何残留的细胞团块或贴壁细胞。随后,向每孔加入 2 毫升 E8 培养基,并使用 10 毫升移液器进一步将细胞团解离为单细胞悬液。
现在,将收集的细胞倒入一个15毫升的锥形管中,离心沉淀。用少量E8培养基重悬细胞沉淀,进行细胞计数。然后,通过台盼蓝排斥法确认细胞培养物的活力及其充分解离后,将300万个细胞分别转移至两个15毫升的锥形管中。
在细胞离心的同时,将电穿孔系统设置为人胚胎干细胞系 H9 对应的细胞类型特异性程序。然后,向 1 个细胞沉淀中加入 10 微克同源重组供体质粒,作为对照样本;向另一个细胞沉淀中加入 10 微克同源重组供体质粒以及每种 TALEN 质粒各 5 微克,作为实验样本。
接下来,向每个对照组和实验组细胞沉淀中加入 100 µL 室温的完整 P3 原代细胞转染溶液,并重悬细胞。将样品转移至各自的电转杯中,然后进行电穿孔转染。转染后立即向每个电转杯中加入 500 µL 室温 E8 培养基,随后将转染后的 iPSC 样品逐滴转移至含有 DR4 小鼠胚胎成纤维细胞的各个 10 厘米培养皿中。
本文介绍了一种利用TALEN技术对人诱导性多能干细胞(hiPSCs)进行基因编辑的方法。该过程通过电穿孔将质粒导入细胞,以实现靶向的遗传修饰。
通过TALEN介导的靶向基因整合技术,在人诱导多能干细胞(hiPSCs)中实现报告基因的精确定点插入,支持早期发现阶段的可靠靶点验证和机制性风险降低。该基因组编辑流程通过确保稳定且可追踪的遗传修饰,提高了后续筛选及转化研究的预测可信度。该策略有助于加速基于细胞治疗和疾病建模研发管线中的项目筛选及基于风险评估的推进决策。
这种基于 TALEN 的基因组编辑方法融入了从发现到临床前研究的连续过程,能够实现早期靶点验证、检测方法开发以及转化模型的构建。
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最后更新:29 八月 2026