应用可诱导表达系统研究细菌毒力因子对细胞内信号通路的干扰
2015年6月25日
本文所述方法用于在特定步骤诱导凋亡信号级联反应，以解析抗凋亡细菌效应蛋白的活性。该方法也可用于诱导表达促凋亡或毒性蛋白，或用于研究对其他信号通路的干扰作用。
以下实验的总体目标是研究细菌毒力因子对细胞内信号转导的干扰作用。首先建立稳定表达目标蛋白的细胞系，以在整体细胞水平上研究其活性；作为第二步，构建一个可诱导表达载体系统，该系统可在特定步骤激活宿主细胞的信号级联反应。随后分析目标蛋白是否能够干扰宿主细胞信号级联的激活过程，从而确定目标蛋白发挥作用的具体位点。结果表明，柯兹黄杆菌（*Coxiella burnetii*）毒力因子KAB可干扰凋亡级联反应中Bax下游、Caspase-3上游的信号传导，该结论基于Western blot分析得出。
该方法有助于回答感染生物学领域的关键问题，例如确定特定细菌效应蛋白干扰信号转导级联反应的关键步骤。这不仅有助于我们更好地理解病原微生物如何操控其宿主细胞，还能揭示这些基本细胞过程的功能机制。尽管该方法可用于深入了解细菌如何阻止细胞凋亡的发生，但它也可应用于细胞死亡领域的其他信号转导系统，如坏死性凋亡（necroptosis）或细胞焦亡（pyroptosis），以及参与细胞增殖、基因调控或免疫系统反应的信号网络。
本实验操作将由 Mann 实验室的研究生 Stephanie Besler 演示。首先，在 12 孔板中接种稳定表达 GFP 或 GFP-SayB 的 HEK 293 细胞，每孔接种密度为 100,000 个细胞。
接下来，分别在75 µL的Opti-MEM培养基中制备DNA和聚乙烯亚胺转染试剂，并在室温下孵育5分钟以形成复合物。将两种混合物一起在室温下共同孵育15分钟。随后，将聚乙烯亚胺-DNA溶液逐滴加入细胞中，并在37°C、5% CO₂条件下孵育。
转染后5小时，向培养基中加入终浓度为1微克/毫升的多西环素，以诱导促凋亡蛋白的表达。随后将细胞在37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育18小时，并在光学显微镜下观察细胞，于收获前检查细胞死亡的诱导情况。
观察诱导的凋亡细胞，这些细胞可通过凋亡小体的存在进行检测。接着，移除上清液并洗涤贴壁细胞。用预热的PBS洗涤一次后，将细胞重悬于100微升的2×拉姆利样品缓冲液中。
然后在95摄氏度加热五分钟，之后置于负20摄氏度保存以备后续使用。随后，加载六微升商用蛋白ladder作为分子量标记。然后在12% SDS-PAGE凝胶上每样品加载约40,000个细胞。
使用180伏恒定电压，在凝胶电泳系统中运行凝胶45至60分钟，采用一倍拉利运行缓冲液。随后，使用转印 blot SD 半干转移槽，在16伏恒定电压下将蛋白质转印至PVDF膜上，持续60分钟。然后在室温下用10毫升MPT封闭膜，孵育1小时。
将7微升抗裂解PARP抗体加入7毫升MPT中稀释。将PVDF膜与抗体溶液在4摄氏度下孵育过夜。移除抗体溶液后，用含0.05%吐温20的PBS缓冲液洗涤三次，每次10分钟；随后在室温下用7毫升MPT稀释1.4微升辣根过氧化物酶标记的二抗溶液，与膜孵育1小时。
用含0.05%吐温20的磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤膜三次，根据生产商说明书，使用商用试剂盒检测辣根过氧化物酶活性，并使用标准设备进行胶片显影以观察蛋白条带。随后，在用含0.05%吐温20的PBS洗涤三次后，将膜与7毫升Western blot stripping缓冲液在室温下孵育30分钟，以去除结合的抗体，再将膜与4毫升MPT缓冲液中的4微升抗肌动蛋白（anti-actin）抗体在4摄氏度下孵育过夜。
第二天，用约10毫升含0.05%吐温20的磷酸盐缓冲液对膜进行三次洗涤，每次10分钟；然后将膜与1.4 µL辣根过氧化物酶标记的二抗在7毫升MPT中稀释后共同孵育，室温孵育1小时。用含0.05%吐温20的PBS缓冲液洗涤膜三次，使用商用试剂盒检测辣根过氧化物酶活性，并采用标准设备进行胶片显影以显示蛋白条带。本实验中，对HEK 293 GFP和HEK 293 GFP sabe细胞的全细胞裂解物进行GFP免疫印迹，以验证其稳定表达。
HEK 293 GFP 和 HEK 293 GFP SA B 细胞的代表性流式细胞术分析显示了GFP表达的强度。HEK 293 GFP 和 HEK 293 GFP SA B 细胞经4 µM孢霉素处理6小时以诱导内在性细胞凋亡。通过裂解PARP免疫印迹分析检测细胞凋亡，结果显示，与HEK 293 GFP细胞相比，HEK 293 GFP SA B细胞中PARP的裂解减少。
CB 可保护细胞免受 Bax 诱导的细胞凋亡，但不能保护细胞免受 Caspase-3 诱导的细胞凋亡。在实施该实验流程时，应尽可能检测信号通路中的多个组分，以帮助确定相互作用发生的步骤。此外，建议对在静息状态和激活状态下均被激活的蛋白质进行检测，以判断所选的效应蛋白是干扰了通路本身，还是干扰了该流程之后的激活步骤。
还可以采用其他方法，如基因敲低、基因敲除、酵母双杂交、下拉实验、翻译后修饰或蛋白质水解稳定性分析，以回答更多问题，例如：这些微生物效应蛋白操纵宿主正常细胞生理活动的确切分子机制是什么？这种操纵如何有利于病原体的存活与传播？
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概述
本研究探讨细菌毒力因子如何干扰细胞内信号通路，特别是聚焦于凋亡信号级联反应。通过利用可诱导表达系统，研究人员能够解析特定蛋白质的活性及其对宿主细胞信号传导的影响。
关键研究组成部分
科学领域
- 细胞信号传导
- 细菌致病性
- 细胞凋亡
背景
- 了解细菌对宿主细胞过程的操控对于感染生物学至关重要。
- 凋亡信号通路是细菌效应蛋白的关键靶点。
- 确定干扰位点有助于揭示致病机制。
- 该方法也可应用于其他细胞死亡通路和信号网络。
研究目的
- 分析细菌蛋白对宿主细胞信号级联的干扰作用。
- 鉴定细菌毒力因子所影响的凋亡信号通路中的特定步骤。
- 加深对病原体如何逃避免疫防御机制的理解。
使用的方法
- 建立稳定表达目标蛋白的细胞系。
- 构建可诱导表达载体系统。
- 在特定步骤激活宿主细胞信号级联反应。
- 通过蛋白质印迹分析评估对凋亡信号通路的干扰情况。
主要结果
- Burnett 毒力因子 KA B 可干扰凋亡级联反应。
- 干扰作用发生在特定信号组分的下游。
- 研究结果揭示了细菌毒力的作用机制。
- 该方法可适用于其他信号通路的研究。
结论
- 该方法适用于解析细菌对信号通路的干扰作用。
- 研究结果有助于理解病原体的致病策略。
- 该方法的应用潜力可拓展至多种细胞死亡及信号转导机制。
常见问题
行业重要性概述
解析细菌毒力因子干扰宿主细胞内信号通路的具体步骤，对于传染病药物研发中的靶点验证和机制去风险化至关重要。该可诱导表达系统能够对蛋白质或小分子在特定信号级联中的作用进行功能定位，从而支持早期研发管线决策的可预测性。该方法可直接用于优先筛选抗毒力策略，并阐明宿主-病原体相互作用的机制。
生物制药研发中的战略应用
早期发现与靶点验证
- 通过精确定位信号通路中效应分子的作用位点，实现对治疗假设的深入探究。
- 通过明确靶点位于关键通路节点的上游或下游，支持生物学风险评估。
- 通过可诱导的、特异性步骤的通路激活，促进功能靶点的验证。
- 提高抗感染候选药物推进过程中的预测可信度。
筛选与检测方法开发
- 为细菌效应因子或小分子的下游筛选制备经过验证的细胞系统。
- 标准化信号通路激活及检测条件，以实现可重复的定量分析。
- 可在定义明确的信号转导步骤上，对化合物或蛋白质效应进行可靠比较。
- 支持面向高内涵筛选平台的可扩展性检测方法开发。
转化与临床前研究
- 将机制性发现与疾病相关的宿主-病原体相互作用相对应。
- 支持从发现到抗毒力策略临床前验证的连续性研究。
- 通过阐明宿主调控的分子机制，降低转化研究的风险。
- 支持通路特异性干预靶点的生物标志物鉴定。
流程与工作流整合
该诱导型系统可整合到从早期机制研究到抗感染药物先导物筛选及临床前验证的整个发现流程中。
- 发现生物学：支持对细菌效应蛋白进行假设验证和通路作图。
- 筛选：提供可重复、定量的读数，用于比较干预措施在特定信号节点上的效应。
- 分析：利用免疫印迹和流式细胞术结果，实现对通路抑制或激活的统计学分析。
- 转化研究：将机制性见解与宿主-病原体相互作用的临床前模型相衔接。
- 企业级复用：提供一个模块化平台，可适应多种信号通路和效应蛋白类别。
运营与企业影响
- 科学价值：提高靶点验证中的预测可信度，降低机制上的模糊性。
- 操作价值：提供标准化、可重复的通路解析工作流程。
- 战略价值：通过明确干预节点，支持决策推进或终止项目，提升资金使用效率。
- 项目组合影响：实现对抗毒力策略和宿主靶向策略的风险调整后优先级排序。
实施注意事项
- 需要具备诱导型表达系统和细胞信号转导分析方面的专业知识。
- 需要具备细胞培养、转染和免疫印迹实验的相关设备与条件。
- 要求跨团队对信号通路激活及检测方法进行标准化。
- 在适当验证的前提下，可适用于多种细胞系和信号通路。
- 依赖于已明确表征的信号通路组分和定量检测方法的可获得性。
