Name: 微流控采用共培养开发设备牙胚支配分析 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: 学习使用微流控设备共培养小鼠三叉神经节与牙胚的方法，实现神经支配模式的可视化分析。该技术为研究神经发育与组织相互作用提供了精确可控的实验平台。

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本工作由苏黎世大学资助。作者感谢Estrela Neto和Meriem Lamghari博士在建立共培养条件过程中提供的帮助。

所有小鼠的饲养和操作均依照瑞士动物福利法，并符合苏黎世州兽医办公室的 regulations。
1. 解剖材料、培养基和微流控装置的准备
<ol>
	<li>将显微解剖镊子和剪刀进行高压灭菌（121 °C，灭菌时间：20 min），并存放于无菌容器中。</li>
	<li>将玻璃盖玻片（24 mm × 24 mm）置于1 M HCl中，在37 °C下于摇床孵育24小时以灭菌。用无菌蒸馏水洗涤三次2O 和 99% 乙醇各清洗三次。将盖玻片在 37 °C 下或无菌通风橱中干燥。最后，通过高压灭菌或紫外照射（30 分钟）完成灭菌。盖玻片可随后保存于 70% 乙醇中。</li>
	<li>使用无菌镊子小心地从包装中取出AXIS轴突分离装置，并将其放入无菌培养皿中。</li>
	<li>使用无菌活检打孔器（ø：1mm）为每个待培养的样本制备一个孔图1在培养室对应位置。 
	注意：打孔时切勿过于靠近微沟槽，以免施加的压力对其造成损伤。</li>
	<li>将AXIS轴突分离装置浸入70%乙醇中进行灭菌。随后在无菌操作台内将AXIS轴突分离装置和盖玻片彻底干燥。至少等待3小时后再进行后续操作。 
	注意：干燥不充分将导致微流控装置组装缺陷。</li>
	<li>将每张盖玻片放入一个35 mm的培养皿中，或置于6孔板的孔内。</li>
	<li>将AXIS轴突分离装置置于盖玻片上，用弯头镊子轻轻但牢固地按压，以确保分离装置与玻璃盖玻片之间完全贴合。</li>
	<li>在每个培养室中，用移液器加入150 µl多聚-D-赖氨酸（0.1 mg/ml，溶于无菌蒸馏水）2O）将微流控装置置于真空环境中5分钟，以去除培养腔内的所有空气。</li>
	<li>如果腔室内仍可见气泡，需将聚-D-赖氨酸溶液重新移液至腔室内。</li>
	<li>将装置与多聚-D-赖氨酸孵育过夜&#160;在 37 °C 下。</li>
	<li>用无菌蒸馏水清洗腔室三次2O.</li>
	<li>用150 µl 层粘连蛋白工作液（Sigma-Aldrich，5 µg/ml，溶于PBS或无血清培养基中）填充培养室，37 °C过夜孵育。</li>
	<li>准备 50 ml 三叉神经节培养用培养基 37 ，组分如下：48 ml Neurobasal 培养基，1 ml B-27，100 U/ml 青霉素/链霉素，2 mM L-谷氨酰胺，5 ng/ml 神经生长因子（NGF），0.25 pM 阿糖胞苷。</li>
	<li>准备 50 ml 牙胚培养培养基 37，配制如下：40 ml DMEM-F12，10 ml 胎牛血清（FBS，终浓度：20%），100 U/ml 青霉素/链霉素，2 mM L-谷氨酰胺，150 µg/ml 抗坏血酸。</li>
</ol>
2. 小鼠胚胎的制备与解剖
<ol>
	<li>根据阴道栓确定胚胎发育天数（阴道栓出现日为胚胎发育0.5天，E0.5），并通过形态学标准加以确认。本实验方案通常使用E14.5至E17.5的小鼠胚胎。</li>
	<li>用70%乙醇清洁解剖区域和体视显微镜。</li>
	<li>通过颈椎脱位法处死怀孕母鼠。将母鼠颈部固定在网格上，用食指和中指夹紧，果断拉扯尾部。</li>
	<li>剪开下腹部周围的皮肤，用剪刀切开腹腔。找到子宫：在妊娠晚期，子宫充分占据腹腔。</li>
	<li>将子宫完整取出，放入盛有预冷PBS的离心管中，并置于冰上。组织在冰上可保存数小时。根据机构规定妥善处理母鼠尸体。</li>
	<li>从子宫中取出胚胎，并去除其胚外组织。将胚胎置于盛有预冷PBS的冰上保存。</li>
	<li>用剪刀切除胚胎头部，并使用显微解剖剪将下颌与头部分离（图2A）。精确移除下颌，避免损伤三叉神经节；由于三叉神经节紧邻下颌，操作时可能意外损伤。将下颌和剩余头部组织保存在盛有冷PBS的冰上。</li>
	<li>为分离三叉神经节，取头部置于已加入冷PBS的玻璃解剖培养皿中。使用镊子去除皮肤和颅骨。将镊子置于端脑下方并上提，使端脑与小脑一同翻起，从而暴露颅底。</li>
	<li>定位三叉神经节（见图2B）。用镊子将三叉神经节与三叉神经分离。使用解剖针作为刀具，清除三叉神经的残留投射纤维。将分离出的三叉神经节置于盛有冷PBS的培养皿中，并保持在冰上。</li>
	<li>为分离胚胎牙齿，将先前从颅骨分离的下颌置于盛有冷PBS的玻璃解剖培养皿中。使用解剖针作为刀具，去除舌头及下颌周围的皮肤组织。沿下颌中线切割，分离左右半侧下颌。牙胚清晰可见（见图1C）。使用解剖针分离牙胚，并去除多余的非牙源性组织。将分离后的牙胚置于盛有冷PBS的培养皿中，并保持在冰上。</li>
</ol>
3. 微流控共培养
<ol>
	<li>解剖后，从微流控装置中去除层粘连蛋白。用相应的培养基填充各室，每室200 µl。</li>
	<li>用镊子将解剖得到的三叉神经节（TG）和牙胚轻轻转移至打孔形成的孔洞中（图1D）。确保牙胚不会漂浮，并沉降至与盖玻片接触。</li>
	<li>将样品置于37 °C、5% CO2的培养箱中进行培养。</li>
	<li>每48小时更换一次培养基。不要将室内的培养基完全吸出，也不要直接将移液管插入培养室。完全排空会导致室内产生气泡；直接向室内移液可能造成轴突损伤。为避免这些问题，移除旧培养基时应将移液管尖端指向孔的外侧；同样，加入新鲜培养基时也应将其加至与培养室相对的孔的另一侧。</li>
	<li>在培养期间，可通过延时显微成像轻松观察共培养样品。共培养体系可维持超过10天。</li>
	<li>培养结束后，通过向每个室的一个孔中加入150 µl PBS并使其流经各室三次，清洗培养室。</li>
	<li>吸除PBS，向每个室的一个孔中加入150 µl 4%多聚甲醛（溶于PBS），室温孵育15分钟以固定样品。</li>
	<li>按照步骤3.6所述方法，用PBS清洗培养室两次。</li>
	<li>继续进行后续分析。</li>
</ol>

<ol><li>Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+innervation+in+developing+and+regenerating+orofacial+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+molecular+life+sciences+%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues.</a> Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).</li>
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<li>Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve-derived+sonic+hedgehog+defines+a+niche+for+hair+follicle+stem+cells+capable+of+becoming+epidermal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+stem+cell%22%5BJournal%5D)">Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells.</a> Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).</li>
<li>Katayama, Y., Battista, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signals+from+the+sympathetic+nervous+system+regulate+hematopoietic+stem+cell+egress+from+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow.</a> Cell. 124 (2), 407-421 (2006).</li>
<li>Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+from+the+sympathetic+nervous+system+regulates+hematopoietic+stem+cell+emergence+during+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+stem+cell%22%5BJournal%5D)">Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis.</a> Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).</li>
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<li>Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasympathetic+stimulation+improves+epithelial+organ+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+communications%22%5BJournal%5D)">Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration.</a> Nature communications. 4, 1494(2013).</li>
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<li>Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semaphorin+3A+controls+timing+and+patterning+of+the+dental+pulp+innervation%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%3B+research+in+biological+diversity%22%5BJournal%5D)">Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation.</a> Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).</li>
<li>Kettunen, P., Løes, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+trigeminal+axon+navigation+and+patterning+with+tooth+organ+formation%3A+epithelial-mesenchymal+interactions+and+epithelial+Wnt4+and+Tgfbeta1+regulate+semaphorin+3a+expression+in+the+dental+mesenchyme%5BTitle%5D)+AND+%22Development+%28Cambridge%2C+England%29%22%5BJournal%5D)">Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme.</a> Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).</li>
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</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

上一步 体外 牙齿神经支配的研究基于三叉神经节与牙源组织或细胞的传统共培养方法 26,28,29这些研究主要旨在探究这些细胞或组织对感觉轴突的趋化效应 38尽管在该领域取得了显著进展，但仍引发了一些技术问题。牙胚在培养数天后开始退化 37基于这些观察结果，在相同培养条件下共同培养神经元和牙齿会干扰对这两种组织间相互作用相关分子的任何后续分析。需要优化的培养条件以维持三叉神经节和牙体组织的生理分子特征。
微流控系统迄今为止已被用于在优化的培养基中共培养神经元和各种细胞类型 34,36该微流控系统能够更真实地模拟 体内 神经细胞胞体、轴突末端及靶组织通常暴露于不同的细胞与分子微环境，而微流控装置最近已被用于背根神经节与成骨细胞的共培养 36我们最近证明，三叉神经节和牙齿在微流控装置中共同培养时能够长期存活。 37此外，我们证明了处于不同发育阶段的牙齿在这些条件下能够保持 体外 与它们所表现出的对三叉神经...

神经支配在器官和组织的发育、稳态维持及再生过程中发挥着关键作用1,2。此外，神经支配还参与调控干细胞的增殖、迁移和分化过程3–5。事实上，近期在口腔颌面复合体组织中开展的研究表明，副交感神经对于唾液腺发育和再生过程中上皮前体细胞的功能至关重要6,7。同样，已有研究证实神经支配对味蕾的发育与维持必不可少8–11。因此，深入分析神经支配在其他重要口腔颌面器官和组织（如牙齿）发育过程中尚未受到足够重视的作用具有重要意义。
尽管成年牙齿具有丰富的神经支配，但与体内所有其他器官和组织不同，发育中的牙齿最早在出生后的早期阶段才开始接受神经支配。牙齿的发育源于口腔外胚层与源自颅神经嵴的间充质之间的一系列连续且相互作用的过程。这些相互作用产生了上皮来源的成釉细胞和间充质来源的成牙本质细胞，分别负责釉质和牙本质的形成12。来自三叉神经节的感觉神经和来自颈上神经节的交感神经支配成年牙齿13–15。在胚胎发生过程中，源自三叉神经节的神经纤维向发育中的牙胚延伸，并逐步将其包围，但并不侵入牙乳头间充质13。神经纤维进入牙髓间充质发生在更晚的发育阶段，这一时期与成牙本质细胞的分化及牙本质基质的沉积相一致16。牙齿萌出至口腔后不久，牙髓的神经支配即告完成13。先前的研究表明，在牙发生过程中，多种信号素（semaphorins）和神经营养因子参与调控神经支配16–19。早期研究已明确证实，在鱼类中神经支配是牙齿形成的先决条件20。近期的研究显示，感觉神经通过分泌音猬因子（shh）来调控小鼠门齿中牙间充质干细胞的稳态21。然而，在哺乳动物中，神经支配在牙齿起始、发育及再生过程中的作用仍存在很大争议22–24。
大量体内研究已提供了有关各种动物模型在发育及修复过程中牙体组织神经支配模式的重要信息13,25,26。然而，这些方法大多并不适合揭示神经纤维与靶器官及组织之间相互作用的分子基础。共培养是一种有价值的手段，可在受控且独立的环境中研究并调控神经纤维与牙组织之间的相互作用26–29。同时，共培养也需进行多种技术上的调整。例如，神经与特定牙组织（如牙髓、牙囊、牙上皮）通常需要不同的培养基，以确保组织在较长时间内的存活30–32。
近几十年来，传统的共培养通常使用相同的培养基进行非常短时间（例如，两天）的培养，以研究发育中的口腔和牙体组织对感觉神经纤维的趋化或排斥作用27–29。然而，要研究神经支配对牙体形态发生和细胞分化的影响，以及神经纤维在靶器官内的分支动态，就需要延长培养时间。因此，非邻接式共培养将更适合用于神经-牙体组织相互作用的研究。
微流控系统可在其相应的培养基中实现神经元与不同类型细胞的共培养。在这些装置中，牙组织和神经元被分隔在不同的腔室中，同时允许轴突通过微通道从神经元胞体生长至含有靶组织的腔室33。微流控装置已被用于研究神经元与小胶质细胞之间的相互作用34,35，以及癌症和新生血管形成中的细胞间相互作用35。此外，这些系统还被用于研究背根神经节与成骨细胞之间的相互作用36。
我们最近证明，三叉神经节（TG）和牙齿在微流控装置中共同培养时能够长期存活。 37此外，我们已证明，不同发育阶段的牙齿在这些条件下保持完整 体外 条件对三叉神经支配产生与其所表现出的相同排斥性或吸引性效应 体内 37本方案介绍了一种简单、高效且灵活的方法，用于在受控且隔离的环境中共培养神经节/神经与靶组织，并研究特定分子在这些相互作用中的作用。

<table><tbody><tr><td>AXIS 轴突分离装置</td><td>Millipore</td><td>AX15010-TC</td><td>提供不同长度的微通道</td></tr><tr><td>层粘连蛋白</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L2020</td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal 培养基</td><td>Gibco</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>B27 添加剂</td><td>Gibco</td><td>17504</td><td></td></tr><tr><td>重组小鼠 β-NGF</td><td>R&amp;D Systems</td><td>1156-NG-100</td><td>人和大鼠 β-NGF（R&amp;D Systems）具有等效性</td></tr><tr><td>DMEM-F12 培养基</td><td>Gibco</td><td>11320-033</td><td></td></tr></tbody></table>

利用微流控共培养装置分析发育中牙胚的神经支配

Analysis of Developing Tooth Germ Innervation Using Microfluidic Co-culture Devices

神经支配在器官和组织的发育、稳态维持及再生过程中起着关键作用。然而，这些现象背后的机制尚未被充分阐明。特别是神经支配在牙齿发育与再生中的作用常被忽视。
多项体内研究已提供了有关各种动物模型在发育和修复过程中牙体组织神经支配模式的重要信息。然而，这些方法大多数并不适合突出显示神经纤维与靶器官及组织之间相互作用的分子基础。
共培养是一种在受控且隔离的环境中研究和调控神经纤维与牙齿之间相互作用的有价值方法。在过去几十年中，传统的共培养通常使用相同的培养基进行，且培养时间极短（例如，两天）以研究发育中的口腔和牙体组织对感觉神经纤维的趋化性或排斥性影响。然而，要研究神经支配对牙形态发生和细胞分化的影响，则需要延长培养时间。
微流控系统能够在各自适宜的培养基中实现神经元与不同类型细胞的共培养。我们近期已证明，三叉神经节（TG）与牙齿在微流控装置中进行共培养时可长期存活，并且在这些条件下维持其原有的神经支配模式 体内.
基于此，我们描述了如何在微流控共培养系统中分离并共培养发育中的三叉神经节和牙胚。本方案介绍了一种简单且灵活的方法，用于在受控且隔离的环境中共培养神经节/神经与靶组织，并研究特定分子在这些相互作用中的作用。

这些结果表明，分离的三叉神经节可以在微流控装置的一个腔室中生长，同时分离的牙胚在微流控装置的另一个腔室中能够长期维持发育。两个腔室使用不同的培养基，且腔室之间的微通道允许三叉神经节的轴突延伸至发育中的牙胚。 图3 通过免疫荧光技术对神经丝蛋白进行可视化展示 37在所述的微流控共培养系统中，小鼠胚胎三叉神经节与小鼠胚胎切牙的共培养。小鼠切牙在发育过程中无神经支配 体内 一致地，在培养中长达10天的时间内，三叉神经节的轴突被发育中的牙胚排斥。 图3A 展示了该共培养系统中轴突室的概览。 图3B 和 3C 显示轴突室和微沟槽内神经突的逐步放大图像。牙胚（或其他共培养的器官或组织）可轻松从微流控装置中取出，并进行独立分析 例如， 用于组织学染色或基因表达分析。
<img alt="用于材料分离分析的微流控装置示意图，显示流体...

共培养是研究神经与靶组织及器官之间相互作用的重要方法。微流控系统可在不同的培养基中实现神经节与完整发育中的器官或组织的共培养，因此成为一种研究该领域的有力工具。 体外 神经元与其靶细胞间串扰的研究

神经支配在器官和组织的发育、稳态维持及再生过程中发挥关键作用。然而，介导这些现象的机制……

本实验的总体目标是展示如何分离并共培养发育中的三叉神经节和牙胚。首先对微流控装置进行灭菌、安装和包被，完成第一步。第二步是从目标小鼠特定发育阶段中解剖出三叉神经节和牙胚。接下来，将三叉神经节和牙胚放入微流控装置中进行共培养。最后一步是固定细胞，并使用免疫荧光染色。最终通过显微镜观察共培养所形成的神经支配模式。与现有方法（如传统共培养）相比，该技术的主要优势在于，它允许不同器官和组织在各自最适宜的培养基中进行共培养。该方法有助于回答人工成釉器研究领域中的关键问题，例如不同分子在成釉器形成中的作用以及成釉器发育过程中的形成规律。首先对解剖工具进行高压灭菌，包括一对显微解剖镊子和一把剪刀。接下来，将一批尺寸为24毫米×24毫米的玻璃盖玻片放入1摩尔盐酸溶液中，在37摄氏度下置于旋转摇床上处理24小时，以进行灭菌。然后用无菌蒸馏水清洗盖玻片三次，再用99%乙醇冲洗三次。清洗后，在无菌通风橱中干燥，干燥后打开通风橱的紫外灯照射30分钟。随后将盖玻片保存在70%乙醇中，直至需要时使用。接下来，使用无菌镊子小心地将轴突分离微流控装置从包装中取出，并用无菌的1毫米活检打孔器将其放入无菌培养皿中。每个样品在装置上对应培养腔的位置打一个孔。注意打孔时不要离微沟槽太近，以免压力损坏微沟槽。接下来，将装置浸入70%乙醇中进行灭菌，并注意彻底去除所有滞留的气泡。然后将器械从乙醇中取出，在无菌通风橱下彻底干燥。同时将盖玻片从70%乙醇溶液中取出，置于无菌通风橱下晾干。至少等待三小时后方可继续后续操作。将每张盖玻片放入六孔板的孔中。然后将微流控装置放置在盖玻片上，并用镊子轻轻但牢固地按压，以确保分离装置与玻璃盖玻片之间完全粘附。接下来，用移液器向每个培养腔中加入150 µL浓度为0.1 mg/mL的多聚-D-赖氨酸（poly D-lysine）。然后将微流控装置置于真空环境中五分钟，以去除腔室内的所有空气。如果腔室内仍可见气泡，请将聚-D-赖氨酸溶液重新加入腔室中。次日，将装置在37摄氏度下用多聚赖氨酸孵育过夜。用无菌蒸馏水洗涤腔室三次，然后向腔室中加入150微升浓度为每毫升5微克的层粘连蛋白工作液，在37摄氏度下孵育过夜。接下来，按照随附的文字方案所述，准备三叉神经节和牙胚培养所需的培养基。用70%乙醇清洁解剖区域和体视显微镜，并在处死动物后放置好解剖器械。对处于E14.5至E17.5阶段胚胎的孕鼠，解剖其下腹部周围的皮肤，然后用剪刀小心打开腹腔。找到子宫，将其取出并放入装有冰块的离心管中。用预冷的 PBS 缓冲液解剖出胚胎，并将每个胚胎单独放入一个新的、盛有冰上预冷 PBS 的培养皿中。待所有胚胎从胚外组织中分离后，使用剪刀将其头部剪除。使用显微解剖剪小心地将下颌与头部其余部分分离，注意不要损伤三叉神经节。接着，将头部置于预冷的玻璃培养皿中，用镊子去除皮肤和颅骨。然后将镊子置于头节下方并提起。为去除头节和小脑，需定位三叉神经节，并使用镊子和解剖针将三叉神经节与三叉神经分离，清理神经节。用解剖针作为刀具，将神经节保存在冷的PBS中。去除舌体及下颌周围的皮肤。沿下颌中线切开，分离左侧和右侧半下颌。随后定位牙胚，并在解剖三叉神经节和牙胚后，使用解剖针分离牙胚。去除微流控装置中的层粘连蛋白，并向各腔室加入200 µL相应的培养基。用镊子将分离的三叉神经节和牙胚轻轻转移至用活检打孔器制备的孔中。确保牙胚不会漂浮，并沉降至与盖玻片接触。将样品置于37摄氏度、5%二氧化碳的培养箱中进行培养。每48小时更换一次培养基，持续10天。首先，将移液管朝向孔板外侧吸取旧培养基。然后，在培养期间，将新鲜的预温培养基沿与培养小室相对的一侧加入孔板中。在任何时间点均可使用光学显微镜对共培养物进行成像。培养结束后，通过移液向每个通道的一个孔中加入 150 微升 PBS，使 PBS 流经通道，以清洗通道。最后一次清洗后，总共重复洗涤三次。吸除 PBS，并通过移液向每个腔室中加入 150 微升含 4% 多聚甲醛的 PBS 溶液，使液体流经至另一腔室，从而对样本进行固定。将装置在室温下孵育 15 分钟。随后用 PBS 洗涤腔室两次，并继续进行后续分析，如出芽结构的免疫荧光染色与成像。在共培养过程中，三叉神经节的神经突起从其培养区延伸出来，并朝向发育中的牙胚生长。在更高倍镜下，可以观察到神经突起穿过微流控装置中的轴突通道和微沟结构。通过随时间追踪神经生长的进程，可描述其创新性发育过程。完成此操作后，可进行其他方法，如RNA提取或蛋白质化，以研究例如靶组织在干预后基因表达或蛋白质分泌的变化。

analysis-developing-tooth-germ-innervation-using-microfluidic-co

Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

微流控采用共培养开发设备牙胚支配分析

本研究描述了一种新型神经元轴突与（星形）胶质细胞共培养平台的建立步骤。在此共培养系统中，可实现对单个轴突（及单个胶质细胞）之间直接相互作用的操控，从而能够对神经元与胶质细胞之间的相互信号传导机制进行分析。...

基于微流控培养平台（MCP）的神经元轴突与胶质细胞共培养系统中神经元-胶质细胞相互作用的成像分析

该视频展示了利用微流控装置形成神经肌肉接头的过程。将神经前体细胞和肌源性前体细胞分别接种到装置内的不同小室中，并使其分别成熟为运动神经元和肌管。通过建立体积和化学梯度，诱导形成具有活性的神经肌肉接头。...

使用微流控装置生成神经肌肉接头

本视频展示了一种利用Transwell小室建立三叉神经元与原代牙髓细胞共培养的技术。在这种物理分离的条件下，从牙髓组织中获得的间充质细胞会分泌旁分泌信号分子，这些分子可通过小室的孔隙穿过，促进神经元向间充质细胞方向分化和迁移，从而建立共培养系统。...

建立牙髓细胞与三叉神经元的共培养体系以实现交互通讯

本视频展示了利用微流控装置研究牙胚牙髓与三叉神经节之间相互作用的方法。视频中演示了将组织放置于微流控装置内的操作过程，并详细呈现了三叉神经突通过装置中的微通道向牙胚生长的可视化过程。此外，视频还强调了牙源性分子因子在促进或抑制神经突延伸进入牙胚牙髓中的作用，这对于确保出生后牙齿有效神经支配至关重要。...

使用微流控共培养系统分析牙胚与三叉神经节的相互作用

本视频展示了利用带有微电极阵列的微流控装置，在由人诱导多能干细胞衍生的皮层谷氨酸能神经元与胶质瘤细胞共培养体系中，评估神经元电活动的方法。...

评估共培养体系中谷氨酸能神经元与胶质瘤细胞的相互作用

本文详细介绍了一种利用组织切片机在下颌骨切片中培养牙胚的方法。该方法能够在牙齿发育过程中对其进行独特地观察和干预，为操作和谱系示踪提供了极佳的机会，而这些优势是传统培养方法所无法实现的。...

切片培养法用于观察牙胚在器官培养中的发育过程

本文描述了用于单神经元微流控阵列化以及芯片内生物材料涂层等离子体图案化水掩模技术的实验方案。利用极少的细胞输入即可制备高度互连的共培养体系。...

单细胞精度神经元共培养体系的制备

我们描述了牙髓（DP）原代细胞的分离、分散和接种，并在上层的transwell小室滤膜上共培养三叉神经节（TG）神经元。可通过免疫荧光或RNA/蛋白质分析来检测DP细胞的细胞反应。利用共聚焦显微镜进行神经元标志物的免疫荧光染色，可分析神经突的生长反应。...

一种共培养方法用于研究神经突起对牙髓旁分泌信号的反应性生长

Trowell型器官培养方法已被用于解析调控牙齿发育的复杂信号网络，最近还被用于研究小鼠不断生长的门齿中干细胞相关的调控机制。荧光报告动物模型和活体成像技术有助于对牙源性干细胞及其特定的微环境生态位进行深入分析。...

使用Trowell型器官培养研究牙源性干细胞的调控

近期研究揭示了神经元对高级别儿童胶质瘤（pHGG）细胞的影响及其双向相互作用。本研究展示了 体外...

谷氨酸能神经元与儿童高级别胶质瘤细胞在微流控装置中的共培养以评估电相互作用

一种用于研究肠道微生物组-神经系统轴的肠芯片模型

学习使用微流控设备共培养小鼠三叉神经节与牙胚的方法，实现神经支配模式的可视化分析。该技术为研究神经发育与组织相互作用提供了精确可控的实验平台。

利用微流控共培养装置分析发育中牙胚的神经支配

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