Name: 有丝分裂细胞同步与高分辨共聚焦显微镜联合应用研究细胞周期蛋白在有丝分裂过程中的作用 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 33 s
Description: 学习双胸苷同步化结合高分辨共聚焦显微镜技术，研究HeLa细胞有丝分裂过程中多功能蛋白的作用机制。该方法操作简便，可保持细胞正常生理状态，为细胞周期调控研究提供可靠手段。

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我们感谢日本东北大学的Kozo Tanaka博士分享稳定表达mCherry-Histone H2B和GFP-α-tubulin的HeLa细胞。本研究得到了美国国家癌症研究所资助DV（R00CA178188）以及西北大学启动资金的支持。

1. 双胸腺嘧啶阻断与释放：试剂制备
<ol>
	<li>配制500 mL添加有10%胎牛血清（FBS）、青霉素和链霉素的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）。</li>
	<li>将胸苷溶于无菌水中，配制成100 mM的储存液，分装后于-80 °C保存。</li>
</ol>
2. 有丝分裂进程的固定细胞成像方案（图1A）
<ol>
	<li>第1天，接种约2 x 105 将HeLa细胞接种至含盖玻片（经70%乙醇和紫外照射灭菌）的6孔板中，每孔加入2 mL DMEM培养基。于37 °C、5% CO₂的湿润培养箱中培养24 h。2.</li>
	<li>1st 胸苷阻断：第2天，将所需体积的胸苷充分混入新鲜DMEM培养基中（100 mM 储存液，终浓度为2 mM）。</li>
	<li>向6孔板中每个孔的细胞加入2 mL含胸腺嘧啶的培养基，孵育18 h。</li>
	<li>第3天，吸除培养基，用2 mL 1×PBS洗涤细胞两次，再用新鲜预热的DMEM洗涤一次；将细胞置于新鲜预热的DMEM培养基中培养9小时，以解除细胞阻滞。</li>
	<li>2nd 胸苷阻断：向6孔板中每孔细胞再次加入2 mL含胸苷的培养基（终浓度为2 mM）。</li>
	<li>继续孵育18小时。</li>
	<li>第4天，吸除培养基，用2 mL 1× PBS洗涤细胞两次，再用新鲜预热的DMEM洗涤一次。</li>
	<li>将siRNA（对照和Cdt1）和转染试剂分别用无血清培养基稀释，室温孵育10分钟。将两者混合后继续在室温孵育20分钟。每次转染使用的siRNA终浓度为100 nM。将反应混合物加入已去除胸腺嘧啶核苷的细胞中。</li>
	<li>在37 °C下孵育细胞9–10小时以解除阻滞，并在室温下用4%多聚甲醛固定盖玻片上的细胞20分钟。 
	注意：PFA 具有毒性，需佩戴适当的防护装备。</li>
	<li>在室温下用0.5%（v/v）去垢剂透化处理细胞10分钟，然后用1×PBS洗涤细胞两次，每次5分钟，之后进行免疫染色。
	<ol>
		<li>用含1% (w/v) BSA的1×PBS在室温下封闭细胞1 h，随后在含1% (w/v) BSA的1×PBS中加入50 µL一抗（小鼠抗α-tubulin抗体，1:1,000稀释；兔抗Zwint1抗体，1:400稀释；小鼠抗phospho-ɣ H2AX抗体，1:300稀释），37 ℃孵育1 h oC.</li>
		<li>用1×PBS洗涤细胞3次后，每张盖玻片加入50 µL二抗（Alexa 488和Rhodamine Red，按1:250比例溶于含1% (w/v) BSA的1×PBS中），室温孵育1小时。</li>
		<li>用1×PBS洗涤细胞两次，每次5分钟，随后在室温下用DAPI（0.1 µg/mL溶于1×PBS）处理细胞5分钟。</li>
		<li>用1×PBS洗涤细胞两次，每次5分钟，然后将带有细胞的一面朝下置于干净的显微镜载玻片上适量的封片剂中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用倒置高分辨率共聚焦显微镜，配备适当相机以满足所需图像质量，采用60倍或100倍1.4数值孔径平场复消色差DIC油浸物镜，对免疫染色蛋白的细胞进行成像。</li>
	<li>在室温下使用适用于显微镜的软件，以0.2 µm厚度采集z轴层扫图像。</li>
</ol>
3. 有丝分裂进程的活细胞成像方案（图3A）
<ol>
	<li>第1天，接种约0.5–1 × 105 表达 mCherry-H2B 和 GFP-α-tubulin 的 HeLa 细胞（表达水平因细胞类型及其表达的蛋白略有差异）接种于含 1.5 mL DMEM 培养基的 35 mm 玻底培养皿中，置于 37 °C 湿润培养箱中培养 24 小时 oC 和 5% CO₂2.</li>
	<li>1st 胸苷阻断：第2天，向培养皿中的细胞加入1.5 mL含胸苷的培养基（终浓度为2 mM，含100 mM胸苷）。</li>
	<li>孵育18小时。</li>
	<li>第3天，吸除含胸苷的培养基，用1× PBS洗涤细胞3次（前两次每次2 mL），再用新鲜预热的DMEM洗涤1次。</li>
	<li>将siRNA（对照和Hec1）和转染试剂分别用无血清培养基稀释，室温孵育10分钟。将两者混合后继续在室温孵育20分钟。每次转染使用的siRNA终浓度为100 nM。将反应混合物加入已去除胸腺嘧啶核苷的细胞中。</li>
	<li>在1.5 mL新鲜预热的DMEM培养基中培养细胞8小时，以解除细胞阻滞。</li>
	<li>2nd 胸苷阻断：向培养皿中的细胞加入1.5 mL含胸苷的培养基（终浓度为2 mM）。</li>
	<li>继续孵育18小时。</li>
	<li>第4天，吸去培养基，用1× PBS洗涤细胞三次（前两次每次2 mL），再用预热的新鲜DMEM洗涤一次。随后将细胞置于补充有10% FBS和20 mM HEPES（pH 7.0）的预热新鲜Leibovitz's (L-15)培养基中培养8小时，以解除细胞阻滞。</li>
	<li>将培养皿放入已开启至少30分钟的高分辨率共聚焦显微镜的温控腔室中，以确保成像开始前载物台及实验环境的温度稳定。</li>
	<li>使用60倍物镜在明场下对焦，直至细胞可见，然后手动移动载物台至目标区域。</li>
	<li>使用所选的显微镜图像采集软件设置光源和激光功率/曝光、图像采集参数以及实验持续时间。使用GFP（488激发；385 nm发射）和mCherry（561 nm激发和385 nm发射）的滤光片进行图像采集。</li>
	<li>每10分钟交替采集一次脉冲透射光和荧光图像，持续进行延时实验，总时长可达16小时。</li>
	<li>使用适用于显微镜的软件，在胸苷双阻断释放后9小时，以12个间隔为1.0 µm的z平面采集图像。</li>
	<li>使用源软件 Fiji/ImageJ 分析追踪单个细胞有丝分裂进程的图像，并最终组装相应的视频。</li>
</ol>

<ol><li>Lajtha, L. G., Oliver, R., Berry, R., Noyes, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+radiation+effect+on+the+process+of+synthesis+of+deoxyribonucleic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanism of radiation effect on the process of synthesis of deoxyribonucleic acid.</a> Nature. 182 (4652), 1788-1790 (1958).</li>
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<li>Garcia, M., Westley, B., Rochefort, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5-Bromodeoxyuridine+specifically+inhibits+the+synthesis+of+estrogen-induced+proteins+in+MCF7+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Biochem%22%5BJournal%5D)">5-Bromodeoxyuridine specifically inhibits the synthesis of estrogen-induced proteins in MCF7 cells.</a> Eur. J. Biochem. 116 (2), 297-301 (1981).</li>
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<li>Martin-Lluesma, S., Stucke, V. M., Nigg, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+Hec1+in+spindle+checkpoint+signaling+and+kinetochore+recruitment+of+Mad1%2FMad2%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Role of Hec1 in spindle checkpoint signaling and kinetochore recruitment of Mad1/Mad2.</a> Science. 297, 2267-2270 (2002).</li>
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</ol>

作者声明不存在竞争性财务利益。

双胸苷同步化最关键的优点在于，它可在短时间内获得大量有丝分裂细胞样本，且其中许多细胞同步进入有丝分裂期，从而能够更高效地分析染色体排列、双极纺锤体形成以及染色体分离过程。
许多调控蛋白复合物和信号通路都致力于确保有丝分裂的正常进行，而该过程的失调可能导致肿瘤发生。通过对稳定表达mCherry-H2B和GFP-微管蛋白并从双胸苷阻断释放的HeLa细胞进行活细胞成像显示，大多数对照细胞在核膜破裂（NEB）后约60分钟内进入后期并完成染色体分离（图3B）。另一方面，对Hec1功能受到干扰的HeLa细胞进行活细胞成像显示，大多数细胞长时间停滞在有丝分裂期，伴有染色体排列异常，随后进入后期或发生凋亡（图3C）。
过量胸腺嘧啶可抑制S期的DNA合成，从而将细胞阻滞在G1/S期11。尽管双胸腺嘧啶阻滞同步化是细胞周期和有丝分裂进程研究中最常用的方法，但仍需注意该方法存在的一些...

在细胞周期中，细胞经历一系列高度调控且时间精确的事件，以实现基因组的准确复制和细胞增殖。在哺乳动物中，细胞周期包括间期和M期。间期分为三个阶段：G1期、S期和G2期，细胞在此期间复制其基因组并进行生长，这是正常细胞周期进程所必需的1,4。在M期，包括有丝分裂（前期、前中期、中期、后期和末期）和胞质分裂，一个母细胞产生两个遗传上完全相同的子细胞。在有丝分裂过程中，复制后的姐妹染色单体发生凝缩（前期），并通过组装好的有丝分裂纺锤体的微管在其动粒上被捕获（前中期），进而被驱动至赤道板位置排列（中期），随后姐妹染色单体分离并被拉向相反的纺锤极，实现均等分配（后期）。两个子细胞通过基于肌动蛋白的收缩环的作用实现物理上的分离（末期和胞质分裂）。动粒是一种特化的蛋白质结构，组装于染色单体的着丝粒区域，作为纺锤体微管的附着位点。其主要功能是介导染色体的捕获与排列，并协助纠正错误的纺锤体微管连接，同时参与调控纺锤体组装检验点，以确保染色体分离的保真性3,4。
细胞同步化技术是研究细胞周期进程中分子和结构事件的理想工具。该方法可用于富集处于特定阶段的细胞群体，以进行多种类型的分析，包括基因表达谱分析、细胞生化过程分析以及蛋白质亚细胞定位检测。同步化的哺乳动物细胞不仅可用于单个基因产物的研究，还可用于涉及全基因组分析的方法，包括基因表达的微阵列分析5、miRNA表达模式分析6、翻译调控研究7以及蛋白质修饰的蛋白质组学分析8。此外，细胞同步化还可用于研究基因表达或蛋白质敲低、敲除，以及化学物质对细胞周期进程的影响。
细胞可以在细胞周期的不同阶段进行同步化。物理和化学方法均被广泛用于细胞同步化。细胞同步化的最重要标准是同步化过程应无细胞毒性且可逆。由于药理学试剂在同步化细胞时可能带来潜在的不良细胞效应，依赖化学试剂的方法在研究关键细胞周期事件时具有一定优势。例如，羟基脲（hydroxyurea）、阿糖腺苷（amphidicolin）、含羞草氨酸（mimosine）和洛伐他汀（lovastatin）可用于将细胞阻滞在G1/S期，但由于它们会抑制特定的生化通路，因而会激活细胞周期检查点机制并导致大量细胞死亡9,10。另一方面，通过向培养基中添加胸腺嘧啶核苷（thymidine）以反馈抑制DNA复制，即所谓的&#34;胸腺嘧啶核苷阻滞&#34;，可在特定时点阻滞细胞周期进程11,12,13。此外，也可使用诺考达唑（nocodazole）和RO-3306将细胞同步于G2/M期9,14。诺考达唑通过抑制微管组装发挥作用，但其细胞毒性相对较高。此外，经诺考达唑阻滞的细胞可能因有丝分裂逃逸（mitotic slippage）而提前返回间期。双胸腺嘧啶核苷阻滞法可将细胞阻滞在G1/S期，释放阻滞后，细胞可同步地通过G2期并进入有丝分裂。通过高分辨率共聚焦显微镜对固定细胞或活细胞成像，均可观察到从胸腺嘧啶核苷阻滞中释放的细胞在细胞周期中的正常进程。当细胞在双胸腺嘧啶核苷阻滞释放后进入并经历有丝分裂时，可特异性地研究有丝分裂相关蛋白扰动的影响。Cdt1是一种多功能蛋白，在G1期参与DNA复制起始许可，并在有丝分裂期间对动粒微管的连接也具有重要作用15。为了研究Cdt1在有丝分裂期间的功能，需要采用一种既能避免其在G1期对复制许可造成影响，又能特异性地仅在G2/M期实现其耗竭的方法。本文提供了基于双胸腺嘧啶核苷阻滞的详细实验方案，结合固定细胞和活细胞成像技术，用于研究在细胞周期不同阶段具有多种功能的蛋白在有丝分裂中的作用。

<table><tbody><tr><td>DMEM (1x)</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td>4 &amp;deg;C 下保存</td></tr><tr><td>DPBS (1x)</td><td>Life Technologies</td><td>14190-144</td><td>4 &amp;deg;C 下保存</td></tr><tr><td>Leibovitz&amp;rsquo;s (1x) L-15 培养基</td><td>Life Technologies</td><td>21083-027</td><td>4 &amp;deg;C 下保存</td></tr><tr><td>血清减量培养基（Opti-MEM）</td><td>Life Technologies</td><td>319-85-070</td><td>4 &amp;deg;C 下保存</td></tr><tr><td>青霉素和链霉素</td><td>Life Technologies</td><td>15070-063 (Pen Strep)</td><td>1:1,000 稀释</td></tr><tr><td>Dharmafect2</td><td>GE Dharmacon</td><td>T-2002-02</td><td>4 &amp;deg;C 下保存</td></tr><tr><td>胸苷</td><td>MP Biomedicals LLC</td><td>103056</td><td>溶于无菌蒸馏水</td></tr><tr><td>Cdt1 siRNA</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>参考文献 10</td></tr><tr><td>Hec1 siRNA</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>参考文献 13</td></tr><tr><td>表达 GFP-H2B 的 HeLa 细胞</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>表达 GFP-&amp;alpha;-微管蛋白和 mCherry H2B 的 HeLa 细胞</td><td>由日本东北大学 Kozo Tanaka 博士慷慨惠赠</td><td></td><td></td></tr><tr><td>甲醛溶液</td><td>Sigma-Aldrich Corporation</td><td>F8775</td><td>有毒，需谨慎操作</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich Corporation</td><td>D9542</td><td>有毒，需谨慎操作</td></tr><tr><td>小鼠抗-&amp;alpha;-微管蛋白抗体</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>Sc32293</td><td>1:1,000 稀释</td></tr><tr><td>兔抗-Zwint1 抗体</td><td>Bethyl</td><td>A300-781A</td><td>1:400 稀释</td></tr><tr><td>小鼠抗-磷酸化-&amp;gamma;H2AX (Ser139) 抗体</td><td>Upstate Biotechnology</td><td>05-626, 克隆 JBW301</td><td>1:300 稀释</td></tr><tr><td>Alexa 488</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td></td><td>1:250 稀释</td></tr><tr><td>Rodamine Red-X</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td></td><td>1:250 稀释</td></tr><tr><td>BioLite 6 孔多孔培养皿</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>130184</td><td></td></tr><tr><td>35 mm 玻璃底培养皿</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35GCOL-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>Nikon Eclipse TiE 倒置显微镜</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>共聚焦用转盘系统</td><td>Yokagawa</td><td>CSU-X1</td><td></td></tr><tr><td>Ultra 888 EM-CCD 相机</td><td>Andor</td><td>iXon Ultra EMCCD</td><td></td></tr><tr><td>四波长激光器</td><td>Agilent Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>显微镜用培养系统</td><td>Tokai Hit</td><td>TIZB</td><td></td></tr><tr><td>NIS-elements 软件</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

结合有丝分裂细胞同步化与高分辨率共聚焦显微镜技术研究多功能细胞周期蛋白在有丝分裂过程中的作用

Combining Mitotic Cell Synchronization and High Resolution Confocal Microscopy to Study the Role of Multifunctional Cell Cycle Proteins During Mitosis

以时相依赖的方式研究细胞周期中的各种调控事件，有助于深入理解细胞的生长与分裂过程。将细胞群体同步于细胞周期的特定阶段，已被证明在相关实验研究中具有重要价值。使用毒性相对较低的化学试剂对细胞进行同步化处理，相较于使用药理学抑制剂，更有利于后续细胞周期事件的研究，并可实现对特定有丝分裂阶段的富集。本文介绍了一种用于将人类细胞同步于细胞周期不同阶段的实验方案，包括通过双胸苷阻断与释放程序将细胞同步于S期和M期，以研究有丝分裂蛋白在染色体排列与分离过程中的功能。该方案对于研究兼具明确间期功能的多功能蛋白的有丝分裂作用尤为有效。以我们的研究为例，Cdt1是一种在G1期DNA复制起点许可中起关键作用的蛋白，其有丝分裂功能只有在特异性耗尽G2/M期的Cdt1时才能有效研究。本文详细描述了利用双胸苷同步化方法耗尽G2/M期特异性Cdt1的实验流程。同时，我们还阐述了胸苷释放后的细胞固定方法，以及利用高分辨率共聚焦显微镜进行活细胞成像的技术。该方法同样适用于在生理状态及扰动条件下（例如对Ndc80复合物组分Hec1的研究）分析有丝分裂蛋白的功能，因为它能够提供大量处于有丝分裂阶段的细胞样本，用于固定细胞和活细胞分析，正如本文所示。

双胸苷阻断释放后固定细胞中分裂进程与微管稳定性的研究 
Cdt1 参与 G1 期 DNA 复制起点的许可。它在 S 期被降解，但在 G2/M 期重新积累。为了研究其在有丝分裂中的作用，需要利用最合适的细胞同步化技术——双胸腺嘧啶阻断法，特异性地在 G/M 期耗尽内源性 Cdt1。15细胞在从第2次释放后立即转染siRNAnd 胸腺嘧啶核苷阻断法，用于使细胞停留在S期，此时G1期中复制起点的许可过程（该过程也需要Cdt1功能）早已完成。通过Western印迹法验证了转染siCdt1并经双重胸腺嘧啶核苷阻断释放9小时后Cdt1的耗竭情况（图1B）。在双胸苷阻断释放后9小时固定细胞，结果显示对照组和转染Cdt1 siRNA的细胞中大多数均处于中期阶段。而在双胸苷阻断释放后10小时固定细胞时，结果显示大多数Cdt1 siRNA处理的细胞仍停滞在晚前期阶段，而对照组细胞则如期进入后期，并正常分离染色体（<stron...

我们介绍一种用于HeLa细胞的双胸苷同步化方案，随后利用高分辨率共聚焦显微镜进行分析。该方法对于获得大量同步从S期进入有丝分裂期的细胞至关重要，从而能够研究兼具间期功能的多功能蛋白在有丝分裂中的作用。

以相位依赖的方式研究细胞周期中的各种调控事件，有助于深入理解细胞的生长与分裂过程。

本实验的总体目标是利用双胸苷同步法和高分辨率共聚焦显微镜，研究具有重要间期功能的多功能蛋白在有丝分裂中的作用。该方法有助于解答细胞生物学领域中的关键问题，即如何明确参与细胞周期和有丝分裂的蛋白质的正常功能。该技术的主要优势在于，细胞能够保持其正常的生理行为，且该方法操作简便。本次实验操作由我实验室的博士后 Mohammed Amin 博士进行演示，他在此方法的应用方面具有丰富经验。进行有丝分裂细胞进程的固定细胞成像时，首先将约 2 × 10⁵ 个 HeLa 细胞接种至六孔板的每个孔中，每孔含有经 70% 乙醇和紫外光灭菌的盖玻片以及 2 毫升 DMEM 培养基。在细胞培养箱中培养 24 小时后，每孔加入 2 毫升新稀释的胸腺嘧啶和新鲜培养基对细胞进行阻断处理，然后将培养板放回培养箱继续孵育 18 小时。第二天，用 2 毫升 PBS 洗涤细胞两次，再用 2 毫升新鲜的 37 摄氏度培养基洗涤一次。将细胞放回培养箱中孵育 9 小时，以解除阻断，随后每孔加入 2 毫升含胸苷的培养基。第二次阻断孵育后，用 2 毫升 PBS 洗涤细胞两次，再用 2 毫升新鲜的 37 摄氏度培养基洗涤一次，并向相应的孔中加入 100 纳摩尔新配制的 siRNA。孵育9至10小时后，吸去上清液，并在室温下用4%多聚甲醛将细胞固定在盖玻片上，持续20分钟。用PBS洗涤后，在室温下用0.5%去垢剂对固定后的细胞透化处理10分钟，随后用PBS洗涤两次，每次5分钟。在室温下用含1% BSA的PBS溶液封闭细胞，持续1小时。然后在37摄氏度下，用50微升目标一抗孵育细胞1小时。孵育结束后，用PBS洗涤细胞3次，再加入50微升相应的目标二抗进行标记。室温孵育1小时后，用PBS洗涤细胞2次，每次5分钟，最后在室温下用DAPI染色5分钟。DAPI染色后，用PBS洗涤两次，每次五分钟，然后使用适当的封片剂将盖玻片封于独立的透明显微镜载玻片上。接着，使用倒置高分辨率共聚焦显微镜，配备合适的相机以及60或100倍、数值孔径1.4的平场复消色差DIC油浸物镜，以0.2微米厚度的Z轴层扫描方式采集免疫荧光标记蛋白的图像。对于有丝分裂细胞进程的活细胞成像，将约0.5×10⁵至1×10⁵个稳定表达mCherry H2B和GFP alpha-tubulin的HeLa细胞接种于含1.5毫升DMEM培养基的35毫米玻璃底培养皿中。将细胞置于细胞培养箱中培养24小时。随后，按照上述方法对细胞进行两次胸腺嘧啶核苷阻断，每次阻断结束时，用2毫升PBS洗涤细胞两次，再用1毫升预温的DMEM培养基洗涤一次，并在第一次阻断后的首次胸腺嘧啶核苷洗脱期间对细胞进行siRNA处理。将细胞转入新鲜的预温Leibovitz's培养基中培养8小时，该培养基需添加10% FBS和20毫摩尔HEPES，以解除第二次阻断。然后将第一块培养板放入高分辨率

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Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

有丝分裂细胞同步与高分辨共聚焦显微镜联合应用研究细胞周期蛋白在有丝分裂过程中的作用

本文介绍了一种在siRNA转染后对活体哺乳动物组织培养细胞进行有丝分裂时间成像与定量分析的基本实验方案。...

siRNA 转染后有丝分裂的延时成像

动粒是纺锤体组装检查点（SAC）启动信号、监控姐妹染色单体有丝分裂分离的位点。本文介绍了一种利用徕卡激光扫描共聚焦系统，在Drosophila胚胎中可视化动粒蛋白招募与周转过程，并将其与染色体运动进行协调分析的方法。...

通过展示活细胞中动粒蛋白动态行为与染色体运动研究有丝分裂检查点 果蝇 合胞体胚胎

从中期到后期的转变是通过后期促进复合物（APC/C）依赖性的泛素化作用以及随之发生的细胞周期蛋白B的降解所触发的。在此，我们建立了一个系统，该系统在脉冲-追踪标记后，可监测整个细胞群体中细胞周期蛋白B的蛋白水解过程，并有助于检测有丝分裂检查点的干扰作用。...

在全细胞群体中于单细胞水平研究细胞周期蛋白B的蛋白水解

神经前体细胞的有丝分裂是神经发生过程中的一个关键参数。目前对神经前体细胞有丝分裂的大部分认识主要基于对固定组织的分析。在胚胎脑切片中进行活体成像是一种多功能的技术，可在受控环境中以高时间和空间分辨率评估有丝分裂过程。...

活体成像小鼠胚胎大脑皮层发育过程中的有丝分裂

我们报告了两种细胞同步化方案，可为研究细胞周期特定阶段的相关事件提供背景。我们证明，该方法可用于分析在未受干扰的细胞周期中或在暴露于影响细胞周期的试剂时，特定基因的调控情况。...

通过两种互补的细胞同步化方案研究细胞周期调控的基因表达

本方案通过整合细胞分裂同步化、利用活细胞成像技术在三维胶原基质中监测分裂事件、时间分辨共聚焦反射显微镜以及定量成像分析，高效地研究哺乳动物细胞在三维胶原基质中的分裂过程。...

通过定量共聚焦反射显微镜观察三维基质中的哺乳动物细胞分裂

本实验方案介绍了一种简便、便捷的方法，利用组蛋白2B-GFP BacMam...

活细胞成像观察有丝分裂过程中的染色体分离

本文介绍了一种非毒性显微成像技术——活细胞成像，该方法可使研究人员在活体裂殖酵母细胞的有丝分裂和减数分裂过程中，观察蛋白质行为及核动态变化。...

利用荧光活细胞显微镜观察裂殖酵母有丝分裂和减数分裂的核动态

本文介绍了一种评估纺锤体形成和有丝分裂进程动态变化的实验方案。通过应用延时成像技术，使用者能够识别处于有丝分裂不同阶段的细胞，追踪并鉴定有丝分裂缺陷，并分析在抗有丝分裂药物处理下纺锤体的动态行为及有丝分裂细胞的命运。...

活细胞成像评估有丝分裂纺锤体扰动后中期持续时间动态变化及细胞命运

本方案详细介绍了两种酵母细胞周期阻滞及可选释放的方法，并阐述了如何利用荧光显微镜研究酿酒酵母（S.

芽殖酵母中细胞周期依赖性过程的操作与分析

学习双胸苷同步化结合高分辨共聚焦显微镜技术，研究HeLa细胞有丝分裂过程中多功能蛋白的作用机制。该方法操作简便，可保持细胞正常生理状态，为细胞周期调控研究提供可靠手段。

结合有丝分裂细胞同步化与高分辨率共聚焦显微镜技术研究多功能细胞周期蛋白在有丝分裂过程中的作用

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