Summary
Differential diagnosticering i smertefulde artroplastik er afgørende for behandlingen succes. Fælles aspiration udføres rutinemæssigt præoperativt. Multiplex polymerase kædereaktion af de fælles aspirat og ultralydbehandling væske, et muligt værktøj til hurtig patogen detektion fra disse prøver er beskrevet.
Abstract
I ortopædiske patienter er udenlandske krop-associerede infektioner, især periprosthetic fælles infektioner (PJIs), en ødelæggende komplikation af artroplastik. Infektion kræver komplekse behandling, kan resultere i lange indlæggelse og forårsager betydelige omkostninger. Flere kirurgiske revisioner kan være nødvendig hos disse patienter, med et tab i funktion så godt som i livskvalitet.
De rutinemæssige præoperative diagnostik omfatter blod undersøgelse for C - reaktivt protein (CRP) og andre biomarkører, samt fælles aspirat analyse for celletal, differentiering og kultur. Intraoperativ eksemplarer til histologi og Mikrobiologi er også standard procedure. Den mikrobiologiske undersøgelse af fjernet implantater med sonikering i kombination med gennemførelsen af molekylærbiologiske teknikker i mikrobiologi, repræsenterer to nye teknikker i øjeblikket ansat til at forbedre den differential diagnosticering af PJI.
Vi præsenterer her den trinvis procedure med at analysere fælles aspirat og ultralydbehandling væske, ved hjælp af en patron-baserede multiplex polymerase kædereaktion (PCR) system. Resultaterne blev matchet mod traditionelle kulturer og enighed om kriterierne for PJI. Konventionelle mikrobiologiske kulturer fra væv biopsier, fælles aspirat og ultralydbehandling væske viste en følsomhed på 66,7% og 66,7% 88.9%, henholdsvis, og en specificitet på 82,3%, 54,6% og 61,5%, henholdsvis. PCR diagnostiske af sonikering væske og ledvæsken viste en følsomhed på 50,0% og 55,6%, henholdsvis, og begge en specificitet på 100,0%. Både PCR diagnostik kombineret havde en følsomhed på 66,7% og en specificitet på 100,0%. Multiplex-PCR præsenterer derfor en hurtig diagnostisk værktøj med moderat følsomhed, men høj specificitet i at diagnosticere PJI.
Introduction
Smertefulde arthroplasties er en diagnostisk udfordring i ortopædisk kirurgi. Efter aseptisk løsne, PJI er den anden mest grund for implantat fiasko, og præsenterer en ødelæggende komplikation efter artroplastik kirurgi. PJI er vanskelige at behandle og vanskelig at diagnosticere. Savnet diagnose af en PJI vil sandsynligvis resultere i tilbagevendende infektion, med større sygelighed, tab af funktion og tab af livskvalitet. Infektion bør derfor udelukkes i alle patienter med smertefulde artroplastik, før terapeutiske foranstaltninger iværksættes.
Patientens sygehistorie, kliniske undersøgelse, blod undersøgelse for CRP og hvide blodlegemer, samt radiografi eller szintigraphy af de berørte fælles udgør den grundlæggende diagnosticering1. Den præoperative rutine bør også omfatte en fælles aspiration under sterile forhold, hvor det er muligt. Aspirat erhvervet er et meget værdifuldt materiale i yderligere diagnosticering.
Udover celletal og Celledifferentiering i fælles aspirat som veletablerede assays2, kan påvisning af protein biomarkører hjælpe i differential diagnosticering3,4,5. Konventionelle mikrobiologiske kultur er fortsat guldstandarden i patogen detektion. Biofilm, forårsaget af både gram-positive og gram-negative bakterier, og tilhænger til implantatet overflader, er en større patogene faktor i PJI. Derfor, i 2007, ultralydbehandling procedure blev implementeret i diagnostik af udenlandske krop-associerede infektioner i ortopædisk kirurgi, der forstyrrer biofilm på fjernet implantater til at tillade patogen detektion. Bakterier er dermed taget fra deres hvilende form til en aktive form, hvilket gør opdagelse i kultur muligt igen. Sonikering fjernet implantater viste en højere følsomhed end kulturer fra væv prøver (78.5% vs. 60,8%)6.
Nukleinsyre amplifikation test (NAT), såsom PCR, har for nylig flyttet ind i anvendelsesområdet for klinikere og mikrobiologer at diagnosticere PJI. Især hos patienter, der modtog antibiotikabehandling forud for operationen, var det vist, at de diagnostiske PCR er gavnlige i at identificere sygdomsfremkaldende organismer7,8,9. Sidst, blev en ny multiplex PCR system, specielt designet til implantat og væv infektioner (ITI), introduceret. Denne patron-baserede system tilbyder en bred vifte af genomisk markører for identifikation af patogener og antibiotikaresistensmarkører. Blandt sortimentet ansøgning er mange indikationer (proteser ledinfektioner, operationssår, kardiologi-relaterede infektioner, kateter-associerede infektioner, diabetiske fod infektioner, dyb hud og væv infektioner, implantat infektioner, og brænde-sår infektioner), og et bredt panel af prøvemateriale kan bruges til denne teknik (sonikering væske, synovialvæske, kompresser, væv, pus, aspirat/ekssudat og biofilm)10,11,12.
Den største fordel af proceduren, i forhold til konventionelle mikrobiologi, er hastighed: forårsagende patogenet kan blive identificeret inden for timer. Derudover registrerer denne PCR systemet et bredt panel af gen-kodet modstand markører, at tillade iværksættelsen af målrettede antibiotikabehandling tidligt. Med bistand af PCR, kan kirurger være stand til at skelne mellem inficeret og ikke-inficerede patienter på et meget tidligt stadium i den diagnostiske procedure11. Vi præsenterer her, protokol for at udføre denne multiplex PCR, hurtigt diagnosticere PJI fra fælles aspirat og ultralydbehandling væske.
Protocol
Denne undersøgelse blev godkendt af det lokale etiske udvalg (046/09, Åb 3). Informeret samtykke og databeskyttelseserklæring blev opnået fra alle patienter inkluderet.
1. fælles Aspiration
Bemærk: Proceduren bør udføres i en kirurgisk theater eller en intervention værelse med sammenlignelige aseptiske forhold. Bistand af en sygeplejerske eller læges bistand er nyttigt, men ikke obligatorisk.
- Placer patienten i liggende stilling på en undersøgelse seng. Sikre, at fælles interesse er gratis tøj. Forkorte tætte eller lang kropshår ved hjælp af elektrisk trimming. Fjern ikke organ hår med en barberkniv. Placer en fluoroscope i anteroposterior retning, hvis hofteleddet skal være punkteret. Hvis knæet er at være punkteret, placere en knæet roll under patientens knæ sådan, at knæet hviler i en lidt bøjet position13.
- Forberede et instrument bordet med følgende sterilt udstyr: steril svaberprøver, en fenestrated sterile dække drapere, en engangs sterile skalpel, spidse kirurgiske kniv (type #11) og sterile 10 mL sprøjte med steril kanyle (20 gauge, 80 mm). Fastsat alkoholholdige hud desinfektionsmiddel, blod indsamling rør og en pediatric blod kultur kolbe separat.
- Kjole i en kirurgisk kjole, hætte og maske, og sætte på sterile handsker.
- Grundigt vaske patientens hud på webstedet punktering (f.eks. højerestående recessus14 for knæ og anterolaterale portalområde til hoften) med en hud desinfektionsmiddel.
Bemærk: Sind den krævede eksponeringstid for anvendte desinfektionsmiddel (normalt 90 s på knæet, 120 s på hoften for alkoholholdige desinfektionsmidler). -
Dække punktering site med en fenestrated sterile dække drapere. Identificere webstedet punktering.
Bemærk: For knæet, det korrekte sted er 2 cm over den øverste patella pol og 2 cm lateral til den laterale facet. For hoften, finde den forreste overlegne iliaca rygsøjlen og flytte caudally indtil i overensstemmelse med den øverste symphysis. Sikre, at webstedet er lateral til arteria femoralis (ca 4 cm), som altid kan palperes15.- Lave en lille stikke snit gennem huden (3-4 mm brede og dybe) med spids skalpel klinge på webstedet punktering. Lokalanalgetika kan ikke anvendes, da de kan forårsage falske negativer i den mikrobiologiske kultur, på grund af deres bakteriehæmmende virkning.
-
Tillægge Luer slip af sprøjten på kanylen. Indsæt kanyle gennem stab incision. På den overlegne fordybning af knæleddet, sigter mod en 45° vinkel dorsale og mediale, mod fordybning under den øverste pol af patella og indsætte nålen til en dybde på ca 5 cm. aspirat ledvæsken ved at trække ud i sprøjten stempel.
- Bruge fluoroscope vejledning, når punktering en hofteleddet. Indsætte nålen på webstedet punktering, medialt sigter mod en 60° vinkel. Fluoroscope, sikre, at spidsen af nålen pegede på protesen hals. Forhånd kanylen i en dybde af ca. 8 cm (dybere i adipøst patienter) mens sugning, indtil ledvæsken er nået. Hold nålen i position mens sugning, for at undgå at skrabe af protesen overflade.
Bemærk: Kontakt nål-spids med protesen sikrer intraarticular placering. Normalt ikke mere end 5 mL af væske kan være indsugning form en hofteleddet, en knæleddet vil give mere end 10 mL. - Efter fjernelse af kanylen, Anvend en steril sår dressing til stab incision. For at forhindre hæmatom dannelse, anvende en bandage til benet med let kompression.
- Bruge fluoroscope vejledning, når punktering en hofteleddet. Indsætte nålen på webstedet punktering, medialt sigter mod en 60° vinkel. Fluoroscope, sikre, at spidsen af nålen pegede på protesen hals. Forhånd kanylen i en dybde af ca. 8 cm (dybere i adipøst patienter) mens sugning, indtil ledvæsken er nået. Hold nålen i position mens sugning, for at undgå at skrabe af protesen overflade.
-
Overføre de indsamlede fælles aspirat til prøvebeholdere. Sikre sterile arbejde teknikker i hele.
- Podning af pediatric blod kultur kolben med indsugning ledvæsken, desinficere membranen af pediatric blod kultur kolben med alkoholiske desinfektionsmiddel. Sætte en ny kanyle på sprøjten og tilføre blod kultur kolbe 1 til 3 mL af indsugning ledvæsken. Mix af blid agitation eller rotation16.
- Til forberedelse af en oprindelig fælles aspirat modellen, skal du fjerne kanylen fra sprøjten. Åbne en blod collection tube uden tilsætningsstoffer og indsprøjte 1 mL af aspirat i denne samling tube. Erstatte og Fastgør låget til PCR analyse.
Bemærk: Skibet prøven til mikrobiologi laboratoriet straks til PCR analyse. Fra den samme prøve, kan konventionelle mikrobiologiske aerobe og anaerobe kulturer også sættes op17. - 1 til 4 mL af den fælles aspirat overføres til en blod collection tube indeholder EDTA for celle count og differentiering2. Skibet prøven til et biokemi laboratorium uden forsinkelse.
2. PCR diagnostik
- Sørg for alle tre enheder (lysator, analysatoren og cockpittet; se tabel materialer) er oppe og køre korrekt. Fastsat ud alle leverancer nødvendige for udførelsen at testen (PCR patron, en master mix rør, prøveglas og prøve rør cap, en 0 - 200 µL mikropipette og steril pipette tips) på arbejde bænken.
- Afrimning master mix røret inden du begynder proceduren, ved at sætte det ved stuetemperatur. Alle forbrugsvarer (master mix rør, patron og prøveglas) er allerede prelabeled med en stregkode.
- Fjern hætten af prøveglas. Tage 180 µL af den indsamlede prøven (enten fælles aspirat, se afsnit 1; eller ultralydbehandling væske, se afsnit 4) med en pipette og overføre det til prøven tube. Luk prøveglas med prøven rør cap indeholdende protein kinase K og en intern kontrol genet for kvalitetskontrol af hele arbejdsgangen.
- I cockpittet, åbne de driver software ved at røre ved den "nye test"-knappen i nederste venstre hjørne. Indtast patientens data eller en sample ID via den berøringsfølsomme skærm. Du vælger modellen, først vælge "ITI-patron" fra dropdown, derefter "ortopædi" som programtilstand, og endelig vælge "synovialvæsken" eller "sonikering væske" som prøvetypen. Tryk på start-knappen.
- Scan stregkoden på bunden af prøveglas. Indsæt prøveglas i lysator.
Bemærk: Lysis proces starter automatisk og tager ca. 30 min. til slut. Nedtælling af uret på skærmbilledet lysator angiver når lysis er færdig. - Vælg eksempel på cockpit skærmen at låse prøveglas fra lysator. Fjerne prøveglas fra lysator og lukke den lysator topdækslet. Overføre prøveglas prøve tube plads i PCR patron. Indsæt optøet mastermix røret i slidsen mastermix PCR patron.
- Følg vejledningen på cockpit skærmen, scanning PCR patronen med mastermix og prøve tube.
- Indsæt PCR-patronen i den angivne blækpatron slot af Analyseværktøjet. Når du er færdig, frigiver analyzer patronen.
Bemærk: PCR betingelser er forudindstillet af producenten og kan ikke ændres af brugeren. For yderligere information se producentens vejledning. PCR-processen starter automatisk og tager ca 4 timer 10 min. - Fjern og kassér patronen. På cockpittet touchscreen, Vælg "nuværende test" i nederste venstre hjørne, derefter vælge korrekt prøve-ID for at få vist testresultaterne. Gemme resultaterne på maskinens hukommelse, og udskrive eller eksportere (via USB drive) for yderligere reference.
Bemærk: Rapportere resultatet af PCR, herunder patogen identifikation og detektion af modstand markører, at kirurgen uden forsinkelse. Et panel med 114 deoxyribonukleinsyre (DNA) mål af bakterier og svampe patogener typisk findes i implantatet infektioner og blødt væv infektioner, sammen med de mest almindelige antibiotikaresistensmarkører er analyseret.
3. kirurgisk Procedure: Intraoperativ prøvetagning
Bemærk: Artroplastik revisionskirurgi kræver en ekspert niveau af færdigheder og ekspertise; et samlet overblik over de kirurgiske procedurer, henvises til kirurgens lærebøger18. En fuldstændig og detaljeret beskrivelse af den kirurgiske procedure ville være langt ud over rækkevidden af denne artikel. Her er fokus på detaljerne i prøvetagning og pre analytics. I artroplastik revisionskirurgi afstå fra administration af et enkelt skud antibiotika profylakse, for ikke at kompromittere resultaterne af de mikrobiologiske prøver under kirurgi. Overholder denne regel er anbefalet, selvom denne praksis er kontroversiel19,20. Bruge de eksisterende kirurgisk tilgang til fælles når det er muligt. Yderligere kirurgisk tilgange vil kompromis bløddele og øge ar dannelse.
- Dissekere væv, indtil den ledkapsel er godt eksponeret. Udføre artrotomi med en sprøjte på klar, så yderligere ledvæsken kan afhentes i den steril sprøjte for yderligere analyse som anført ovenfor (trin 1.7.1-1.7.3).
Bemærk: Ingen antiseptisk lavage væsker skal først bruges, når implantatet er fjernet og vævsprøver er taget. - Fjerne de fælles implantater. Umiddelbart efter fjernelse, skal du overføre implantat dele i en steril plast beholder med en luft - og vand-stramt låg.
Bemærk: Detaljerede instruktioner for fjernelsen af implantatet kan findes i den lærebog litteratur (knæet, f.eks.: Wirtz et al., kapitel 16,421; Hofte, f.eks.: Claes et al., kapitel 14.5.122). Specifikke instrumenter kan være nødvendige, som anført af producenter vejledningen. Implantatet fjernelse teknik varierer betydeligt mellem forskellige implantat typer og fiksering metoder. Et sæt af mejsler og Boremaskiner, en glidende hammer og en universel intramedullært søm fjernelse sæt er nyttige i at fjerne knoklet integrerede implantater23,24. - Bruge en steril skarpe curette, pincet og rongeur til at fjerne membran væv fra grænsefladen knogle-implantat. Overføre en repræsentativ stikprøve af væv til en steril plast beholder med en skrue-on låg, som prøver for Mikrobiologi og histologi.
Bemærk: En reamer kan bruges til at klare den medullære kanal af alle bløde væv. Også, tage synovial væv og artikulær kapsel prøver til undersøgelse og gemme dem i sterile beholdere. Mindst fire prøver i alt skal blive indsamlet. - Send alle prøver og eksplanterede dele til mikrobiologi laboratoriet straks.
Bemærk: Antibiotika kan derefter gives. Valget af de korrekte antibiotika er af afgørende betydning og skal være en individuel afgørelse25,26. Terapeutiske begreber skal vedtages af et tværfagligt panel af kirurger og mikrobiologer på forhånd. - Komplet debridering af tidligere implantatstedet ved at fjerne alle væv, der viser tegn på snavs (såsom polyethylen slid, metal eller cement partikler) eller infektion og nekrose (purulent, avascular, fibrin-belagt, membranøs eller "sludgy" væv). Fjern alle døde eller osteitic ben. Fjerne alle fremmedlegemer såsom skruer, ledninger, metalmonofilament, knogle cement snavs eller ikke-resorberbare suturer (Se Claes et al., kapitel 14.5.322).
- Overrisle operationsstedet med en sår desinfektionsmiddel valg ved hjælp af en 50 mL sprøjte. Vande med rigelig mængder (mindst 3 L) af ringer løsning med en pulserende lavage-system. En spacer kan være nødvendigt at stabilisere den fælles27.
- Lukke såret ved hjælp af antimikrobielle-belagt resorberbare dybe suturer kapsel eller fascia (flettet polyglactin suturer, triclosan-belagt, USP 2), og subkutane væv (flettet polyglactin suturer, triclosan-belagt, USP 0). Lukke huden ved hjælp af ikke-resorbing afbrudt suturer (monofilic polypropylen, USP 0 eller USP 2-0).
4. sonikering
Bemærk: Vær forsigtig til at arbejde strengt aseptisk. Bruge en klasse II biosikkerhed bænk med laminar air flow til videreforarbejdning af det eksplanterede materiale.
- Åbn den plastikbeholder holding eksplanterede protesen fra operationsstuen (Se trin 3.2) under en laminar air flow arbejder bænk, og tilføje steril 0,9% natriumchlorid løsning indtil det eksplanterede fremmedlegeme er dækket mindst 80% (ca. 500-800 mL).
- Luk den plastikbeholder. Ryst grundigt eller agitere plastikbeholder ved hjælp af en vortex-mixer på høj intensitet for 30 s. overførsel den plastikbeholder ind i sonikering badet. Kontrollere væskeniveau i sonikering bad.
Bemærk: Sonikering bad væske niveau skal være den samme som inde den plastikbeholder. Sikre at den plastikbeholder ikke kan blive oversvømmet og hvis nødvendigt tilføje eller fjerne væsken fra sonikering bad. - Læg instrumenterne i ultralydsbad i overensstemmelse med modellen i 5 min. med en frekvens på 40 ± 2 kHz og power density 0,22 ± 0,04 W/cm2. Ryste eller vortex modellen grundigt for 30 s.
Bemærk: Sonikering gange mellem 1-5 min er bedst for opløse biofilm, uden nogen indflydelse på bakteriel levedygtighed28. - Inde laminar flow bench, indsamle 50 mL af sonikering væske og overføre det til en steril, tætsluttende lukket rør.
- Hvis du vil oprette en koncentreret sonikering væske, centrifugeres røret i 10 min på 4.200 x g. forlader en residualvolumen 10 ml, supernatanten resterende med en pipette. Resuspenderes af pipettering og vortexing.
- Podes egnet kultur medier (f.eks. blod agar, chokolade agar, Sabouraud agar, Schaedler's agar, Kanamycin-Vancomycin agar eller thioglycolate bouillon) med 0,5 mL koncentreret sonikering væske. Podes pediatric blod kultur kolben med 2 mL, som beskrevet ovenfor (Se trin 1.7.1). Der overføres 1 mL koncentreret sonikering væske ind i en blod indsamling rør uden tilsætningsstoffer til PCR analyse.
- Overføre den podede dyrkningsmedier til inkubator (35 ° C, 5% CO2). Inkuber kulturer i 14 dage, og indskrive nemlig vækst dagligt.
- Efter 14 dage, kassere kulturer uden vækst og rapporten som negative. Hvis væksten er opdaget, udføre patogen identifikation ved hjælp af standard identifikation teknikker og resistensbestemmelse. Rapportere resultatet til kirurgen uden forsinkelse.
Bemærk: Her, identifikation af patogener blev udført ved hjælp af Matrix assisted LASER desorbtion/ionisering - tid for flyvning (MALDI-TOF) spektroskopi. Antimikrobiel modtagelighed test blev udført med en semiautomated analyzer29,30,31.
Representative Results
Tilstedeværelsen af en PJI, som defineret af konsensus møde af bevægeapparatet infektion samfund (MSI), anset for bevist når en større kriterier eller mindst tre ud af fem mindre kriterier var til stede. Store kriterierne omfatte tilstedeværelsen af en fistel eller påvisning af et patogen i to separate mikrobiologiske prøver. Mindre kriterierne omfatte positive celletal (> 3.000 leukocytter/µL) eller positive Celledifferentiering (> 85% neutrofile granulocytter) i fælles aspirat, positive CRP og sedimentation sats i blod prøver, positive histologi i vævsprøver eller påvisning af et patogen i et mikrobiologisk prøve19. Følsomhed og specificitet blev beregnet for nukleinsyre amplifikation test (NAT), i forhold til MSI guldstandarden. Patient detaljer, herunder patogener opdaget, er givet i tabel 1.
Vores egne resultater viste en moderat følsomhed for PCR diagnostiske af sonikering væske og fælles aspirat (50,0% og 55,6%), men en meget stærk specificiteten af 100%11. Når PCR diagnostiske (total n = 62 tests) viste en positiv konstatering i den fælles aspirat (n = 31) eller ultralydbehandling væske (n = 31), den samme patogen blev fundet senere i en af de konventionelle mikrobiologiske kulturer. PCR af de forskellige prøver af ikke-infektion tilfælde viste ingen falsk positivt resultat (Se figur 1).
De diagnostiske PCR undladt at registrere nogle patogener, der blev bevist med konventionelle mikrobiologiske dyrkningsmetoder. 6 ud af 16 (37.0%) ægte patogener i sonikering væske prøver og 5 ud af 13 (38,0%) patogener fra den fælles væske kultur var savnet af PCR påvisning. For det meste, savnet PCR-diagnosticering påvisning af coagulase negative stafylokokker (8 ud af 11). Den kombinerede PCR diagnostik af begge materialer (aspirat og ultralydbehandling ledvæsken, "samlet PCR") identificeret 12 ud af 18 infektion tilfælde korrekt (følsomhed 66,7%, 95% CI: 41,0 86.7%, se tabel 2).
Figur 1: Resumé af NAT resultater. Grafen viser de opsummerede resultater fra de kollektive patientprøver. På højre side er gruppen af patienter matchende PJI kriterier, på venstre side er den gruppe, der ikke gjorde. Barer repræsenterer nukleinsyre amplifikation metoder. Falske positiver og falske negativer er vist med rødt som procentdel af det samlede antal. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
| Fælles | Årsag til Revision | Kampe MSI kriterier? | Tidligere behandling med antibiotika? | Sonikering væske kultur | Fælles aspirat kultur | NAT sonikering kultur | NAT fælles aspirat |
| Hip | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | Staphlococcus epidermidis |
|||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | Dermabacter hominis |
|||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | Leifsonia aquatica |
|||
| Hip | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Knæ | ustabilitet | Nej | Nej | ||||
| Hip | kronisk luxation | Nej | Nej | Staphylococcus haemolyticus |
|||
| Knæ | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Hip | aseptisk løsne | Nej | Nej | ||||
| Hip | aseptisk løsne | Nej | Nej | Staphlococcus epidermidis |
|||
| Knæ | ustabilitet | Nej | Nej | ||||
| Knæ | akut infektion | Ja | Ja | Pseudomonas aeruginosa | Pseudomonas aeruginosa | Pseudomonas aeruginosa |
|
| Knæ | akut infektion | Ja | Nej | Escherichia coli |
Escherichia coli |
Escherichia coli |
|
| Hip | kronisk infektion | Ja | Nej | Corynebakterium spp. |
Staphlococcus epidermidis |
||
| Knæ | akut infektion | Ja | Nej | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus Aureus |
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Nej | Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
| Hip | kronisk infektion | Ja | Ja | Staphylococcus aureus | |||
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
|||
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Ja | Staphlococcu epidermidis |
Staphlococcus epidermidis |
||
| Hip | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Staphlococcus epidermidis |
||
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Coagulase-negative Stafylokokker |
Coagulase-negative Stafylokokker |
|
| Hip | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | ||
| Knæ | akut infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Staphlococcus epidermidis |
Coagulase-negative Stafylokokker |
Coagulase-negative Stafylokokker |
| Hip | akut infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Coagulase-negative Stafylokokker |
||
| Hip | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Staphlococcus epidermidis |
||
| Hip | akut infektion | Ja | Nej | Staphlococcus epidermidis |
Coagulase-negative Stafylokokker |
||
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Nej | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus Aureus |
|
| Hip | kronisk infektion | Ja | Nej | Enterococcus faecialis |
Enterococcus faecialis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
| Knæ | kronisk infektion | Ja | Ja | Enterocuccus faecalis |
Enterocuccus faecalis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
Tabel 1: Patient detaljer og opdaget patogener. Tabelformat resultaterne af patient detaljer, herunder årsagen til revisionskirurgi, MSI kriterier matchende og de fundne patogener i konventionelle Mikrobiologi og NAAT analyse.
| Kriterier | PCR sonikeres | PCR aspirat | Poolede PCR |
| P-værdi | 0.0036 | 0,0013 | 0,0001 |
| Følsomhed | 50,0% | 55,6% | 66,7% |
| Specificitet | 100,0% | 100,0% | 100,0% |
| Positiv prædiktiv værdi | 100,0% | 100,0% | 100,0% |
| Negativ prædiktiv værdi | 59,1% | 61,9% | 68,4% |
Tabel 2: resultaterne af mikrobiologiske metoder. Tabelformat resultaterne af evalueringen af PCR diagnostiske sonikering væske, fælles aspirat og poolet PCR. N = 31 modellen for aspirat og ultralydbehandling, henholdsvis, n = 62 for de fælles PCR-data.
Discussion
Fremmedlegeme infektion er en spirende problem i ortopædisk og traumer kirurgi med dyre behandling, lang indlæggelse og funktionel mangel på de angrebne led. Differential diagnose er udfordrende. Mange forskere og klinikere er at give opmærksomhed til dette emne, stræber efter at finde mere præcise og pålidelige metoder til at diagnosticere fremmedlegeme infektioner erhvervet i sundhedsvæsenet. Til dato har mange forskellige diagnostiske værktøjer bliver evalueret og implementeret i de diagnostiske vej32.
Sonikering procedure er en uvurderlig metode, viser en bedre følsomhed end konventionelle kulturer fra væv prøver6. I vores undersøgelse viste vi, at sonikering væske kulturer har en følsomhed på 88.9% med en specificitet på 61,5%. Konventionelle kulturer fra væv prøver og fælles aspirates begge havde en følsomhed på 66,7% med en specificitet på 82,3% og 84,6%, henholdsvis. Andre forskere viser lignende resultater for disse konventionelle mikrobiologiske procedurer6,33,34,35. Det er ofte kritiseret, at sonikering procedure er udsat for forurening, så særlig forsigtig skal træffes i håndtering af prøverne.
Mulighed for at opdage DNA af en sygdomsfremkaldende patogener i væv prøver eller væsker er spændende. NAT er en hurtig procedure, der kan levere resultater inden for et par timer, sammenlignet med de tidskrævende mikrobiologiske dyrkningsmetoder. Uden tvivl NAT har en god følsomhed i påvisning af patogener, men holde risikoen for afsløring forureninger, således mangler specificitet36. Den store fordel ved denne PCR teknik til at diagnosticere PJI blev dokumenteret især hos patienter, som modtog antibiotikabehandling kirurgi eller for en længere periode7,8. Undersøgelser tyder på, at NAT af sonikering væske kan øge følsomheden og specificiteten37. Desværre, denne teknik er ikke rutinemæssigt tilgængelige i laboratorier, på grund af sit tidskrævende arbejdsgang.
Der er visse begrænsninger for PCR teknik i almindelighed: NAT registrerer DNA med ingen differentiering mellem levedygtige og ikke-levedygtige bakterier, vanskeliggør fortolkning af resultaterne. Bred vifte PCR kun registrere ribosomale 16S ribonukleinsyre (16S rRNA), ikke skelne mellem patogener37. Mere specifikke systemer registrerer ikke rutinemæssigt gen-kodet antibiotikaresistensmarkører. En målrettet antibiotika behandling kan derfor begrænses uden yderligere resistensbestemmelse.
Systemet anvendes i denne undersøgelse overvinder nogle af disse begrænsninger, differentiere mellem specifikke bakterier og identificere gen-kodet modstand markører. Samlet set kan NAT-assays betragtes som en hurtig og nyttige komplementering til at bekræfte PJI7,8,9,38.
Det er nødvendigt at planlægge i fælles aspiration og kirurgi: prøvebeholdere skal være sterilt og klar, og hurtig prøve transport skal være tilgængelige. Kirurger bør orientere deres mikrobiologer på planlagte procedurer og hvad prøve materiale til at forvente. Hvornår udfører fælles aspiration, strengt sterile forhold må sikres, for at forhindre iatrogen infektion i leddet. I adipøst patienter, fælles punktering kan være udfordrende og fluoroskopisk vejledning kan være nyttige. Artroplastik revisionskirurgi kræver et meget højt niveau af ekspertise og bør kun udføres af en kvalificeret kirurg. Eksplanterede materiale bør ikke opbevares i operationsstuen længere end nødvendigt, men sendes til mikrobiolog hurtigst muligt. En meget vigtig del i denne protokol er den potentielle risiko for kontaminering. Ikke kun mens indsamling af prøver, men også mens håndtering af prøver i mikrobiologi laboratorium, skal alle personale involveret (ortopædisk kirurg, sygeplejersker, teknikere, mikrobiologer) arbejde hurtigt og præcist, og har ordentlig uddannelse i procedurer.
Ultralydbehandling og NAT er værdifulde værktøjer til at diagnosticere implantat-associerede infektioner. Ikke desto mindre, resultaterne skal altid sættes spørgsmålstegn ved omhyggeligt. Vi anbefaler diskuterer resultaterne i en rundbordsdiskussion af ortopædiske kirurger, mikrobiologer og infektionssygdom specialister og patologer enige om den individualiserede terapeutisk strategi.
For at gennemføre denne teknik i diagnostiske kan stien til PJI have flere fordele. Det er en hurtig diagnose med et resultat inden for timer. På grund af analysen af flere gen kodet modstand markører, kan en målrettet antibiotika behandling finde sted på et meget tidligt stadium i det kliniske forløb. Som en bivirkning, kan bred vifte antibiotika gemmes for de indikationer, hvor de virkelig er nødvendige. Andre prøve typer (fx væv prøver, kompresser, hæmatom, etc.) kan også undersøges efter vores protokol. Da PCR patron er et lukket system, er ingen fejlfinding nødvendigt eller muligt på brugerens side. Enhver tilpasning af protokollen skal gennemføres af fabrikanten. Ændringer i både software og hardware (patron) er løbende lavet af fabrikanten til at forbedre systemet, dog ingen detaljer er blevet offentliggjort om de nøjagtige ændringer i nyere versioner.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne takke Curetis GmbH for at støtte denne undersøgelse.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| sterile plastic container | Lock & Lock, Distributor ISI GmbH, Solingen, Germany | EAN 8803733184403 | Transport container for implants |
| Bactosonic 14.2 | Bactosonic, Bandelin, Berlin, Germany | 3290 | "Sonication machine" |
| 50ml Falcon tubes | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 352070 | Centrifugation |
| PEDS medium blood culture flasks | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 442194 | culture medium |
| Columbia agar with 5% sheep blood | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254071 | culture medium |
| Mac Conkey agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254078 | culture medium |
| chocolate agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254089 | culture medium |
| sabouraud agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254096 | culture medium |
| thioglycolate bouillon | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 221788 | culture medium |
| Schaedler agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254084 | culture medium |
| kanamycin/vancomycin agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254077 | culture medium |
| Bactec FX blood culture system | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 441386/441385 | culture medium |
| Unyvero A50 Analyzer | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60001 | PCR machine |
| Unyvero L4 Lysator | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60002 | PCR machine |
| Unyvero C8 Cockpit | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60003 | PCR machine |
| Unyvero M1 Masterix Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10002 | consumables PCR |
| Unyvero i60 ITI Cartridge | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10040 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube Cap | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10004 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10003 | consumables PCR |
| S-Monovette 2.7ml | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 05.1729.001 | Transport container (aspirate) |
| scalpel typ 11 | pfm medical, Cologne, Germany | 200130011 | scalpel for stab incision |
| PP Container 70mL 55x45mm | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 759,922,721 | Transport container (tissue specimen) |
| Vicryl Plus | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | VCP247H | surgical suture material |
| Prolene 0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7920H | surgical suture material |
| Prolene 2/0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7697H | surgical suture material |
| Kodan Tinktur forte farblos | Schülke & Mayr GmbH, Norderstedt, Germany | 104005 | alcoholic skin disinfectant |
References
- Wimmer, M. D., et al. Evaluation of an interdisciplinary therapy algorithm in patients with prosthetic joint infections. Int Orthop. 37 (11), 2271-2278 (2013).
- Trampuz, A., et al. Synovial fluid leukocyte count and differential for the diagnosis of prosthetic knee infection. Am J Med. 117 (8), 556-562 (2004).
- Randau, T. M., et al. Interleukin-6 in serum and in synovial fluid enhances the differentiation between periprosthetic joint infection and aseptic loosening. PLoS One. 9 (2), e89045 (2014).
- Deirmengian, C. A., Wongworawat, M. D. Editor's spotlight/take 5: diagnosing periprosthetic joint infection: has the era of the biomarker arrived. Clin Orthop Relat Res. 472 (111), 3250-3253 (2014).
- Gollwitzer, H., et al. Antimicrobial peptides and proinflammatory cytokines in periprosthetic joint infection. J Bone Joint Surg Am. 95 (7), 644-651 (2013).
- Trampuz, A., et al. Sonication of removed hip and knee prostheses for diagnosis of infection. N Engl J Med. 357 (7), 654-663 (2007).
- Achermann, Y., Vogt, M., Leunig, M., Wust, J., Trampuz, A. Improved diagnosis of periprosthetic joint infection by multiplex PCR of sonication fluid from removed implants. J Clin Microbiol. 48 (40), 1208-1214 (2010).
- Portillo, M. E., et al. Multiplex PCR of sonication fluid accurately differentiates between prosthetic joint infection and aseptic failure. J Infect. 65 (6), 541-548 (2012).
- Qu, X., et al. PCR-based diagnosis of prosthetic joint infection. J Clin Microbiol. 51 (8), 2742-2746 (2013).
- Borde, J. P., et al. Diagnosis of prosthetic joint infections using UMD-Universal Kit and the automated multiplex-PCR Unyvero i60 ITI((R)) cartridge system: a pilot study. Infection. 43 (5), 551-560 (2015).
- Hischebeth, G. T., et al. Unyvero i60 implant and tissue infection (ITI) multiplex PCR system in diagnosing periprosthetic joint infection. J Microbiol Methods. 121, 27-32 (2016).
- Prieto-Borja, L., et al. Evaluation of a commercial multiplex PCR (Unyvero i60(R)) designed for the diagnosis of bone and joint infections using prosthetic-joint sonication. Enferm Infecc Microbiol Clin. , (2016).
- Bernau, A., Heeg, P. Intraarticular punctures and injections: indications--prevention of infection--technique--complications. Orthopade. 32 (6), 548-569 (2003).
- Courtney, P., Doherty, M. Joint aspiration and injection and synovial fluid analysis. Best Pract Res Clin Rheumatol. 27 (2), 137-169 (2013).
- Arnold, S., Meurer, A. Intra-articular punctures and injections. Orthopade. 42 (12), 1075-1086 (2013).
- Geller, J. A., et al. Prospective Comparison of Blood Culture Bottles and Conventional Swabs for Microbial Identification of Suspected Periprosthetic Joint Infection. J Arthroplasty. 31 (8), 1779-1783 (2016).
- Cross, M. C., et al. Utility of percutaneous joint aspiration and synovial biopsy in identifying culture-positive infected hip arthroplasty. Skeletal Radiol. 43 (2), 165-168 (2014).
- Berry, D. J. Revision total hip and knee arthroplasty. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2012).
- Parvizi, J., Gehrke, T. International Consensus Group on Periprosthetic Joint, I. Definition of periprosthetic joint infection. J Arthroplasty. 29 (7), 1331 (2014).
- Ghanem, E., et al. Perioperative antibiotics should not be withheld in proven cases of periprosthetic infection. Clin Orthop Relat Res. 461, 44-47 (2007).
- Wirtz, D. C. AE-Manual der Endoprothetik - Knie. , Springer. (2011).
- Claes, L. K., Peter,, Perka,, Carsten,, Rudert,, Maximilian, AE-Manual der Endoprothetik - Hüfte und Hüftrevision. , Springer. (2012).
- Herrmann, P., Thoele, P., Heppert, V. Infected knee prostheses. Part 2: chronic late infections. Oper Orthop Traumatol. 25 (3), 242-250 (2013).
- Zweymuller, K. A., Steindl, M., Melmer, T. Anterior windowing of the femur diaphysis for cement removal in revision surgery. Clin Orthop Relat Res. 441, 227-236 (2005).
- Osmon, D. R. Microbiology and Antimicrobial Challenges of Prosthetic Joint Infection. J Am Acad Orthop Surg. 25, Suppl 1 17-19 (2017).
- Renner, L., Perka, C., Trampuz, A., Renz, N. Treatment of periprosthetic infections. Chirurg. 87 (10), 831-838 (2016).
- Kuzyk, P. R., et al. Two-stage revision arthroplasty for management of chronic periprosthetic hip and knee infection: techniques, controversies, and outcomes. J Am Acad Orthop Surg. 22 (3), 153-164 (2014).
- Kobayashi, N., Bauer, T. W., Tuohy, M. J., Fujishiro, T., Procop, G. W. Brief ultrasonication improves detection of biofilm-formative bacteria around a metal implant. Clin Orthop Relat Res. 457, 210-213 (2007).
- Dubois, D., et al. Performances of the Vitek MS matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry system for rapid identification of bacteria in routine clinical microbiology. J Clin Microbiol. 50 (8), 2568-2576 (2012).
- Cherkaoui, A., et al. Comparison of two matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry methods with conventional phenotypic identification for routine identification of bacteria to the species level. J Clin Microbiol. 48 (4), 1169-1175 (2010).
- Barenfanger, J., Drake, C., Kacich, G. Clinical and financial benefits of rapid bacterial identification and antimicrobial susceptibility testing. J Clin Microbiol. 37 (5), 1415-1418 (1999).
- Tande, A. J., Patel, R.
- Portillo, M. E., et al. Advantages of sonication fluid culture for the diagnosis of prosthetic joint infection. J Infect. 69 (1), 35-41 (2014).
- Scorzolini, L., et al. Sonication technique improves microbiological diagnosis in patients treated with antibiotics before surgery for prosthetic joint infections. New Microbiol. 37, 321-328 (2014).
- Zhai, Z., et al. Meta-analysis of sonication fluid samples from prosthetic components for diagnosis of infection after total joint arthroplasty. J Clin Microbiol. 52 (5), 1730-1736 (2014).
- Panousis, K., et al. Poor predictive value of broad-range PCR for the detection of arthroplasty infection in 92 cases. Acta Orthop. 76 (3), 341-346 (2005).
- Rak, M., KavcIc, M., Trebse, R., Co, R. A. Detection of bacteria with molecular methods in prosthetic joint infection: sonication fluid better than periprosthetic tissue. Acta Orthop. 87 (4), 339-345 (2016).
- Li, Z., Yu, A. Diagnostic value of a PCR-based technique for prosthetic joint infection. J Clin Microbiol. 52 (6), 2281-2282 (2014).
