Name: Maus Blasenwand Injection (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 48 s
Description: Lernen Sie die mikrochirurgische Injektionstechnik für die Mausblase zur Untersuchung von Stammzellen und Krebsbiologie. Diese Methode ermöglicht präzise Zellplatzierungen mit kontrollierter Lokalisierung im Blasengewebe.

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Wir danken für die Unterstützung eines Pilot Zuschuss von der Stanford Pediatric Research Fund und K08DK087895-01 aus dem NIDDK.

1. Maus Blasenwand Injection Wahl der Maus-Stamm, Alter und Geschlecht wird durch experimentelle Bedürfnisse diktiert. Wir verwenden Mäusen zwischen 8 und 12 Wochen alt, da es sich um ein Fenster von immunologischen Reife vor Seneszenz. Als allgemeine Richtlinie sollten Mäuse kommen mindestens eine Woche vor der experimentellen Manipulation, um Stress-induzierten Störfaktoren zu vermeiden. <ol><li> Reinigen Sie den OP-Tisch Oberfläche mit Wasser und Seife. </li><li> Wischen Sie die OP-Tisch Oberfläche mit Cide Swipes oder antiseptischen Tüchern. </li><li> Autoclave saubere chirurgische Instrumente vor in der Chirurgie verwendet werden. </li><li> Darüber hinaus sterilisieren Instrumente mit heißem bead Sterilisator unmittelbar vor der Verwendung, sowie zwischen Tieren während der Operation. </li><li> Reinigen Sie 100 ul Hamilton Spritzen und 29 oder 30 Gauge (2.1 inch lang) Nadeln durch wiederholte Aspiration und Injektion mit absolutem Alkohol vor dem ersten Gebrauch und am Ende der letzten chirurgischen Eingriff. </li><li> Waschen und spülen Hamilton Spritzen mit sterilen Phosphat-gepufferter Salzlösung zwischen den einzelnen Tieres. </li><li> Anesthetize Mäusen, indem sie in einer Isofluran Induktion Kammer, mit der Isofluran-Wert zwischen 2-5%. </li><li> Sobald Vollnarkose erreicht ist, entfernen Sie die Maus aus der Kammer und in der Rückenlage mit einem warmen Polster unter zur Aufrechterhaltung der normalen Körpertemperatur. </li><li> Erzielen Aufrechterhaltung der Narkose, indem das Tier die Schnauze in eine Düse mit verdampfen Isofluran (titriert von 1-3% als notwendig entsprechende Anästhesie aufrecht zu erhalten). </li><li> Shave der Bauchhaut mit Klipper. </li><li> Verwenden Sie eine sterile Einmal-OP-Tuch um den Anus Abdeckung, um fäkale Kontamination während der Operation zu verhindern. </li><li> Verwenden Sie eine zweite sterile Einmal-OP-Tuch, um das OP-Feld (Unterbauch) zu decken. </li><li> Prep den Bauch mit drei Stücken von Betadine-getränkte Gaze. Wiederholen Sie diesen Schritt dreimal. </li><li> Mit einem Binokular für Vergrößerung, eine untere Mittellinie Bauchschnitt mit einer Schere. </li><li> Expose der Blase. </li><li> Wenn die Blase voll ist, teilweise dekomprimieren von sanften Druck auf die Kuppel. </li><li> Die Probe-Lösung (bis zu 50 ul), mit einem 29 oder 30 Gauge-Nadel und Spritze in die Wand der Blase Kuppel (intramurale Injektion) mit der Abschrägung der Nadel nach oben zeigt. </li><li> Drücken Sie den Kolben der Spritze, um die Probe-Lösung in die Blasenwand injiziert. Ein gut lokalisiert bleb ist ein Indiz für eine erfolgreiche Injektion der Zellen in die Blasenwand. </li><li> Entfernen Sie die Spritze, in der Nähe der Einschnitt mit Wundklammern und lassen Sie die Maus auf eine wärmende Unterlage zu erholen. </li></ol> 2. Repräsentative Ergebnisse: Ein gut lokalisiert bleb, das nicht leckt Flüssigkeit und bleibt in der Größe stabil ist ein Indiz für eine erfolgreiche Injektion der Zellen in die Blasenwand (Abb. 1). Histologische Analyse durchgeführt werden, um die Anwesenheit der injizierten Zellen in der Blasenwand zu bestätigen. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Beispiel für erfolgreiche Blasenwand Injektion mit Tusche zur Illustration. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Schematische Darstellung des experimentellen Verfahren.

<ol><li>Dinney, C. P., Fishbeck, R., Singh, R. K., Eve, B., Pathak, S., Brown, N., Xie, B., Fan, D., Bucana, C., Fidler, I. J., Killion, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Characterization+of+Metastatic+Variants+from+Human+Transitional+Cell+Carcinoma+Passaged+by+Orthotopic+Implantation+in+Athymic+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Isolation and Characterization of Metastatic Variants from Human Transitional Cell Carcinoma Passaged by Orthotopic Implantation in Athymic Nude Mice.</a> The Journal of Urology. 154, 1532-1538 (1995).</li>
<li>Singh, A. V., Franke, A. A., Blackburn, G. L., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soy+Phytochemicals+Prevent+Orthotopic+Growth+and+Metastasis+of+Bladder+Cancer+in+Mice+by+Alterations+of+Cancer+Cell+Proliferation+and+Apoptosis+and+Tumor+Angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Soy Phytochemicals Prevent Orthotopic Growth and Metastasis of Bladder Cancer in Mice by Alterations of Cancer Cell Proliferation and Apoptosis and Tumor Angiogenesis.</a> Cancer Res. 66, 1851-1858 (2006).</li>
<li>Yanagiuchi, A., Miyake, H., Nomi, M., Takenaka, A., Fujisawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+Microenvironment+by+Growth+Factors+Regulates+the+In+Vivo+Growth+of+Skeletal+Myoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Modulation of the Microenvironment by Growth Factors Regulates the In Vivo Growth of Skeletal Myoblasts.</a> BJU International. 103, 1569-1573 (2009).</li>
<li>Miyake, H., Hara, I., Yamanaka, K., Gohji, K., Arakawa, S., Kamidono, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Bcl-2+Enhances+Metastatic+Potential+of+Human+Bladder+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Bcl-2 Enhances Metastatic Potential of Human Bladder Cancer Cells.</a> British Journal of Cancer. 79, 1651-1656 (1999).</li>
<li>Chancellor, M. B., Yokoyama, T., Tirney, S., Mattes, C. E., Ozawa, H., Yoshimura, N., Groat, W. C. de, Huard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+Results+of+Myoblast+Injection+into+the+Urethra+and+Bladder+Wall%3A+a+Possible+method+for+the+Treatment+of+Stress+Urinary+Incontinence+and+Impaired+Detrusor+Contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Preliminary Results of Myoblast Injection into the Urethra and Bladder Wall: a Possible method for the Treatment of Stress Urinary Incontinence and Impaired Detrusor Contractility.</a> Neurourol Urodyn. 19, 279-287 (2000).</li>
<li>Dinney, C. P., Tanguay, S., Bucana, C. D., Eve, B. Y., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+Liposomal+Muramyl+Tripeptide+Phosphatidylethanolamine+Treatment+of+Human+Bladder+Carcinoma+Growing+in+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interferon+Cytokine+Res%22%5BJournal%5D)">Intravesical Liposomal Muramyl Tripeptide Phosphatidylethanolamine Treatment of Human Bladder Carcinoma Growing in Nude Mice.</a> J Interferon Cytokine Res. 15, 585-592 (1995).</li>
<li>Mohamedali, K. A., Kedary, D., Sweeney, P., Kamaty, A., Davisy, D. W., Evey, B. Y., Huangy, S., Thorpez, P. E., Dinney, C. P., Rosenblum, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Vascular-targeting+Fusion+toxin+VEGF121%2FrGel+Inhibits+the+Growth+of+Orthotopic+Human+Bladder+Carcinoma+Tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">The Vascular-targeting Fusion toxin VEGF121/rGel Inhibits the Growth of Orthotopic Human Bladder Carcinoma Tumors.</a> Neoplasia. 7, 912-920 (2005).</li>
<li>Slaton, J. W., Perrotte, P., Inoue, K., Dinney, C. P., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-%CE%B1-mediated+Down-Regulation+of+Angiogenesis-related+Genes+and+Therapy+of+Bladder+Cancer+Are+Dependent+on+Optimization+of+Biological+Dose+and+Schedule%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Interferon-α-mediated Down-Regulation of Angiogenesis-related Genes and Therapy of Bladder Cancer Are Dependent on Optimization of Biological Dose and Schedule.</a> Clinical Cancer Research. 5, 2726-2734 (1999).</li>
<li>Yokoyama, T., Huard, J., Pruchnic, R., Yoshimura, N., Qu, Z., Cao, B., De Groat, W. C., Kumon, H., Chancellor, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle-Derived+Cell+Transplantation+and+Differentiation+into+Lower+Urinary+Tract+Smooth+Muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Muscle-Derived Cell Transplantation and Differentiation into Lower Urinary Tract Smooth Muscle.</a> Urology. 57, 826-831 (2001).</li>
<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Orthotopic+Models+for+Bladder+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Mouse Orthotopic Models for Bladder Cancer Research.</a> BJU International. 104, 1286-1291 (1988).</li>
<li>Russell, P. J., Jelbart, M., Wills, E., Singh, S., Wass, J., Witherspoon, J., Raghavan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+a+new+human+bladder+cancer+cell+line+showing+features+of+squamous+and+glandular+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of a new human bladder cancer cell line showing features of squamous and glandular differentiation.</a> Int. J. Cancer. 41, 74-74 (1988).</li>
<li>Ahlering, T. E., Dubeau, L., Jones, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+in+vivo+model+to+study+invasion+and+metastasis+of+human+bladder+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A new in vivo model to study invasion and metastasis of human bladder carcinoma.</a> Cancer Res. 41, 6660-6660 (1987).</li>
<li>Heaney, J. A., Omellas, E. P., Daly, J. J., Lin, J. C., Rout, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+growth+of+human+bladder+cancer+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Urol%22%5BJournal%5D)">In vivo growth of human bladder cancer cell lines.</a> Invest. Urol. 15, 380-380 (1978).</li>
<li>Hadaschik, B., Black, P., Sea, J., Metwalli, A., Fazli, L., Dinney, C., Gleave, M., So, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumor+inoculation+and+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumor inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU International. 100, 1377-1384 (2007).</li>
</ol>

Maus Blasenwand Injektion ermöglicht die Implantation von speziellen Zellen in definierten Bereichen der Blasenwand. Diese Technik hat große Anwendungen für Mausmodelle von Blasenkrebs, glatte Muskelzellen und Stammzellbiologie. Per Definition erleichtert Maus Blasenwand Injektion Einführung von Blasenkrebs oder Stammzellen in einem orthotopen Lage, so dass deren Wachstum und Differenzierung in einem physiologisch relevanten anatomischen Kontext untersucht werden können. In der Tat, Dinney et al. zum ersten Mal beschrie...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Isofluran (Aerrane) </td><td> Baxter </td><td> NDC 10019-773-60 </td></tr><tr><td> 29 oder 30 Gauge-Nadeln </td><td> Hamilton </td><td> 7803-06 oder 7803-07 </td></tr><tr><td> 100 Mikroliter Spritze </td><td> Hamilton </td><td> 7656-01 </td></tr></tbody></table>

maus blasenwand injection

Mouse Bladder Wall Injection

Maus Blasenwand Injektion ist eine nützliche Technik, um orthotop Studie Blase Phänomene, einschließlich Stammzellen, glatte Muskelzellen und Tumorbiologie. Vor Beginn der Injektionen, muss der OP-Bereich mit Wasser und Seife und Desinfektionsmittel gereinigt werden. Chirurgische Geräte müssen vor dem Gebrauch und zwischen jedem Tier sterilisiert werden. Jede Maus ist unter inhalativen Isofluran-Narkose gelegt (2-5% für die Induktion, 1-3% für die Wartung) und seine Blase, indem Sie eine Mittellinie Bauchschnitt mit einer Schere ausgesetzt. Wenn die Blase voll ist, ist es teilweise dekomprimiert durch sanftes Pressen zwischen zwei Fingern. Die Zellsuspension von Interesse ist intramural in die Wand der Blase Kuppel mit einem 29 oder 30 Gauge-Nadel und 1 cc oder kleineren Spritze injiziert. Die Wunde wird dann geschlossen mit Wundklammern und die Maus darf auf eine wärmende Unterlage zu erholen. Blasenwand Injektion ist eine heikle mikrochirurgische Technik, die mit der Praxis gemeistert werden können.

Maus Blasenwand Injektion ist ein nützlicher Ansatz zur orthotop Studie Blase Stammzell-und Tumorbiologie. Dieses zarte mikrochirurgische Methode kann bei sorgfältiger Technik und Praxis gemeistert werden.

Maus Blasenwand Injection

Die Injektion in die Blasenwand der Maus ist eine nützliche Technik zur orthotopen Untersuchung von Blasenphänomenen, einschließlich der Stammzellbiologie, der glatten Muskulatur sowie der Krebsbiologie. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Zellen in definierte Bereiche der Blasenwand einzubringen. Dies wird erreicht, indem zunächst ein abdominaler Schnitt gesetzt wird, um die Blase freizulegen. Der nächste Schritt des Verfahrens ist das intramurale Einführen der Nadelschräge.Der letzte Schritt des Verfahrens besteht darin, den Kolben der Spritze zu betätigen, um die Zellen der Wahl in die Blasenwand zu injizieren. Ein erfolgreicher Zellimplantat wird durch eine gut lokalisierte Bläschenbildung gekennzeichnet, die keine Flüssigkeit austritt und in ihrer Größe stabil bleibt. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der transurethralen Inokulation von Mäusen mit Zellen liegt darin, dass man gezielt bestimmen kann, an welcher Stelle innerhalb der Blase sich die Zellen einnisten werden.Die visuelle Demonstration des Musculus li ist entscheidend, da die Injektionstechnik schwer zu erlernen ist. Die Kenntnis des korrekten Winkels und der Einstichstelle der Nadel in die Harnblase ist für den Erfolg der Technik unerlässlich. Wählen Sie Alter, Geschlecht und Stamm der Mäuse gemäß den Anforderungen des Experiments aus.Mäuse im Alter von acht bis zwölf Wochen werden verwendet, um die Oberfläche des Operationstisches mit Seife und Wasser zu reinigen. Anschließend wird die Oberfläche des Operationstisches mit Tüchern oder antiseptischen Wischtüchern abgewischt. Chirurgische Instrumente sollten vor der Operation in einem Autoklaven sterilisiert werden.Wischen Sie die Instrumente kurz vor der Anwendung mit 70 % Ethanol ab und sterilisieren Sie sie zwischen einzelnen Eingriffen mit einem heißen Perlensterilisator erneut. Reinigen Sie eine mit einer 30-Gauge-Nadel verbundene 100-Mikroliter-Hamilton-Spritze durch mehrfaches Ansaugen von absolutem Alkohol, gefolgt von sterilisierter, phosphatgepufferter Kochsalzlösung. Legen Sie ein anästhesiertes Tier in Rückenlage auf eine warme Unterlage, um die Aufrechterhaltung der normalen Körpertemperatur zu unterstützen.Halten Sie eine ausreichende Anästhesietiefe aufrecht, indem Sie die Schnauze des Tieres in eine Düse mit verdampftem Isofluran platzieren. Anschließend entfernen Sie die Haare von der Bauchhaut mit einer Schermaschine. Verwenden Sie ein steriles Einweg-Operationsfeld, um den Anus abzudecken, um eine fäkale Kontamination während der Operation zu verhindern.Legen Sie ein zweites chirurgisches Tuch über den Unterbauch und legen Sie ein chirurgisches Fenster frei. Desinfizieren Sie die Operationsstelle durch mehrfache Anwendung von Betadine und Alkohol unter Verwendung eines Operationsmikroskops zur Vergrößerung. Führen Sie einen medianen Bauchschnitt im Unterbauch mit einer Schere durch.Üben Sie sanften Druck auf den Bauch aus, um die Harnblase freizulegen. Da die Harnblase in der Regel teilweise oder vollständig gefüllt ist, wird der Druck auf den Bauch bevorzugt andere Organe verdrängen und es der Harnblase ermöglichen, durch den Schnitt hervorzutreten. Falls die Harnblase voll ist, wenden Sie sanften Druck nach unten am Blasendom an, um sie teilweise zu entleeren.Füllen Sie die sterile Hamilton-Spritze mit 50 Mikrolitern der Probenlösung. Führen Sie die Nadelspitze mit der Schräge nach oben in die Blasenwand ein und injizieren Sie die Probenlösung. Ein erfolgreicher Injektionsvorgang zeichnet sich durch einen gut lokalisierten Bläschenbildung aus, der keine Flüssigkeit austritt und eine stabile Größe beibehält.Nach der Injektion schließen Sie die Inzision mit Wundclips. Lassen Sie das Tier auf einer Wärmematte ausreichend aus der Narkose aufwachen. Diese Technik kann in 10 bis 15 Minuten durchgeführt werden, wenn sie korrekt ausgeführt wird.Der Erfolg kann durch histologische Analyse der Blase zu seriellen Zeitpunkten nach der Injektion bestätigt werden.

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Forschung

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Medizin

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