Eine Immunfluoreszenz-basierte Methode zur Quantifizierung von Replikationsstress in Krebszellen

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Beginnen wir mit Krebszellen, die IdU tragen, einen synthetischen Ersatz für Thymidin-Nukleotid, der bereits in ihre DNA integriert ist. Wenn diese Zellen auf Replikationsstress stoßen, stoppt ihre DNA-Synthese und IdU wird in exponierten einzelsträngigen DNA-Regionen freigelegt.

Fixieren Sie die Zellen und fügen Sie Detergenzmoleküle hinzu, um die Zellmembran durchlässig zu machen.

Fügen Sie BSA hinzu, um Nicht-Ziel-Antikörper-Bindungsstellen zu blockieren.

Einführung von Anti-IdU-Antikörpern, die mit IdU-markierter einzelsträngiger DNA interagieren.

Fügen Sie mit grünem Fluorophor markierte Sekundärantikörper hinzu, die auf Anti-IdU-Antikörper abzielen. Entfernen Sie die ungebundenen Antikörper.

Legen Sie das Deckglas auf einen Objektträger, der ein Einbettmedium mit einem Fluoreszenzfarbstoff enthält, der die Zellkerne färbt.

Beobachten Sie unter einem Fluoreszenzmikroskop die blauen Kerne.

Die grünen Fluoreszenzherde stellen Antikörper dar, die an die einzelsträngige DNA binden.

Zählen Sie die Anzahl der Herde, um das Ausmaß der Replikationsbelastung zu quantifizieren.

Geben Sie 1 Milliliter Zellsuspension auf Poly-L-Lysin-Deckgläser, die in die Vertiefungen einer 24-Well-Platte gelegt werden, und züchten Sie die Zellen im Kulturmedium unter Standardbedingungen. Nach einer Populationsverdopplung aspirieren Sie das vorhandene Medium von der Platte und pulsieren die Zellen mit 10 mikromolaren IdU für die beiden folgenden Populationsverdopplungen.

Um die Zellen zu ernten, ersetzen Sie das Medium durch eiskaltes 0,5% PBSTx auf Eis für 5 Minuten. Zur Fixierung der Zellen ist PBSTx zu aspirieren und die Zellen 15 Minuten lang mit 3 % Paraformaldehyd bei Raumtemperatur zu inkubieren. Halten Sie die fixierten Zellen nach 3 bis 4 Wäschen mit PBS bis zur weiteren Verwendung bei 4 Grad Celsius.

Nach der Fixierung permeabilisieren Sie die Zellen mit 0,5 % PBSTx auf Eis für 5 Minuten, wobei Sie darauf achten, dass das gesamte Deckglas bedeckt ist. Nachdem Sie die Zellen 3 bis 4 Mal mit 1 Milliliter 0,2 % PBST bei Raumtemperatur gewaschen haben, aspirieren Sie das PBST und blockieren Sie die Proben mit 5 % BSA aus PBS für 30 Minuten bei Raumtemperatur.

Bereiten Sie für die Immunfärbung eine befeuchtete Kammer vor, indem Sie ein feuchtes Papiertuch auf eine Tupperware mit flachem Boden legen. Decken Sie den Deckel der 24-Well-Platte mit Parafilm ab. Legen Sie es in die befeuchtete Kammer und legen Sie die Deckgläser auf den Tellerdeckel. Geben Sie 60 Mikroliter verdünnten Anti-BrdU-Primärantikörper der Maus auf die Oberseite des Deckglases.

Um das Austrocknen des Antikörpers zu verringern und weniger Volumen zu verwenden, geben Sie alternativ einen Tropfen verdünnten Antikörper auf den Parafilm und drehen Sie das Deckglas darauf. Dann 1 Stunde bei 37 Grad Celsius inkubieren. Nach der Inkubation aspirieren Sie den primären Antikörper.

Legen Sie die Deckgläser wieder auf eine 24-Well-Platte und waschen Sie sie 4 Mal mit 0,2 % PBST. Den verdünnten Sekundärantikörper auf das Deckglas geben, wie bereits gezeigt, und eine Stunde lang im Dunkeln bei Raumtemperatur inkubieren. Beschriften Sie einen Objektträger und befestigen Sie das Deckglas mit DAPI-Eindeckmedium auf den Objektträgern. Lagern Sie Objektträger 24 Stunden lang im Dunkeln bei Raumtemperatur, wenn das Eindeckmedium ausgehärtet oder ausgehärtet werden muss.

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Last updated: 4 July 2026