Name: Die Kombination von Einzelmolekül-Imaging und Manipulation für das Studium der Protein-DNA-Wechselwirkungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 43 s
Description: Erfahren Sie, wie die Kombination aus doppelten optischen Pinzetten und Fluoreszenzmikroskopie die Untersuchung von Protein-DNA-Wechselwirkungen auf Einzelmolekülebene ermöglicht.

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Wir danken Gijs wuite, Erwin JG Peterman, und Peter Gross für die Hilfe bei der Mikrofluidik und Alessia Tempestini für die Hilfe bei der Probenvorbereitung. Diese Forschung wurde von der Europäischen Union Siebten Rahmenprogramms (FP7 / 2007-2013) unter Finanzhilfevereinbarung finanziert n ° 284464 und des italienischen Ministeriums für Bildung, Universität und Forschung FIRB 2011 RBAP11X42L006, Futuro in Ricerca 2013 RBFR13V4M2, und im Rahmen der das Vorzeigeprojekt NANOMAX.

1. Optische Pinzetten-Setup mit Nanometer-Stabilität Der Versuchsaufbau muss zwei optische Pinzette mit Richtungsstabilität im Nanometerbereich und Intensitätsschwankungen der Fanglaser unter 1% bieten. Kombination dieser Bedingungen wird Nanometer Stabilität der Hantel unter typischen Spannung versichern (1 pN - einige zehn PN), Trap Steifigkeit (0,1 pN / nm) und Messbandbreite (Bildaufnahmerate 20 s -1). Ein Schema der Versuchsaufbau ist in Abbildung 1 dargestellt. <ol><li> Optische Pinzetten Design und Konstruktion 15,17: <ol><li> Montieren Sie die Versuchsapparatur auf einem optischen Tisch mit aktiven Isolatoren, um mechanische Schwingungen zu reduzieren. Montieren Sie das Mikroskop Struktur auf Elastomerisolatoren, um akustische Störungen und mechanischen Resonanzen des Mikroskops Struktur absorbieren. </li><li> Legen eines optischen Isolators in der Bahn des Fanglaser, in der Nähe der Laserquelle, um Reduce zufällige Amplitudenschwankungen durch optische Rückmeldung. </li><li> Reduzieren Sie die Pfadlänge der Fanglaser so viel wie möglich und legen Sie den gesamten Pfad in einem verschlossenen Kästchen, um Laser-Zeigeschwankungen durch Luftströmungen und Turbulenzen zu reduzieren. </li><li> Doppel erstellen optische Pinzetten, indem ein einzelner Nahinfrarot-Laserquelle (Nd: YAG-Laser, 1064 nm) in zwei Strahlen mit orthogonalen Polarisationen. Verwenden Sie keine Zeit-Shared-Fallen, weil sie dazu führen, Schwingung der Hantel unter Spannung 12. </li><li> Verwenden Sie akustisch-optische Deflektoren (AODs) durch Direct Digital Synthesizer (DDS) angetrieben, feine Bewegungen von (mindestens) eine Falle und präzise Regulierung der DNA-Spannung zu ermöglichen. DDSs ermöglichen eine bessere Stabilität als Falle spannungsgesteuerte Oszillatoren (VCOs). </li><li> Legen Sie zwei Quadrantendetektor Photodioden (QDPs) in der hinteren Brennebene des Kondensators, um die Position der eingefangenen Perlen mit Sub-nm-Genauigkeit zu erfassen. </li></ol></li><li> Überprüfen Sie diese Intensität fluctuations der Fanglaser am Mikroskop Eingang unter 1% unter Verwendung einer Photodiode mit einer Bandbreite größer als die Geschwindigkeit der Bildaufnahme. </li><li> Überprüfen Sie zeigt Stabilität der beiden Fanglaser: <ol><li> Vorbereitung Silicakügelchen in Phosphatpuffer: 20 ul Silicakügelchen (1,54 um, 10% Feststoffe) in 1 ml Aceton 30 s beschallt, kurz vortexen und zentrifugieren 2 min bei 19.000 x g. Resuspendieren in 1 ml Aceton und das Waschen wiederholen. Resuspendieren in 1 ml 50 mM Phosphatpuffer, Wasch 2 Mal und schließlich in 100 ul 50 mM Phosphatpuffer resuspendieren. </li><li> Kalibrieren optische Pinzette mit Silica-Perlen: Vorbereitung einer Durchflusszelle, indem ein Deckglas auf einen Objektträger mit doppelseitigem Klebeband (etwa 60 um dick). Fließen 1 mg / ml BSA und 3 min warten. Fließen Siliciumdioxidperlen verdünnt 1/1000 in Phosphatpuffer und die Flusskammer mit Silikonfett zu versiegeln. Falle eine Perle in jedem Falle und kalibrieren die Fallen mit dem Leistungsspektrum Verfahren 18. </li&gt; <li> Vorbereitung Silicakügelchen in Pentyl und Nitrozellulose: Verdünnen von 20 ul Silicakügelchen (1,54 um, 10% Feststoffe) in 1 ml Aceton 30 s beschallt, kurz vortexen und zentrifugieren 2 min bei 19.000 x g. Resuspendieren in 1 ml Aceton und das Waschen wiederholen. Resuspendieren in 1 ml Pentylacetat und wäscht 2 mal. Schließlich resuspendieren sie in Pentylacetat mit 0,1% Nitrocellulose in Pentylacetat aufgelöst. </li><li> Verbreiten 2 ul von 1,54 um Durchmesser in Pentylacetat + 0,1% Nitrocellulose gelöst, auf der Oberfläche eines Deckglases (24 x 24 mm) Silicakügelchen mit einem zweiten Deckglas (24 x 60 mm). Befestigen des Deckplättchens auf einem Objektträger unter Verwendung von zwei Stücken von doppelseitigem Klebeband auf eine Durchflusszelle zu erstellen. Füllen Sie die Durchflusszelle mit 50 mM Phosphatpuffer und verschließen Sie diese mit Silikonfett. </li><li> Bild einer Kieselsäure Wulst in Hellfeldmikroskopie bei 2,000X Vergrößerung. Das Sichtfeld ist 7 x 5 um bei 768 x 576 Pixel erfasst, so dass der Wulst Bild hat einen Durchmesser von 190 pixels. Kompensieren thermische Driften mit einem Feedback-Software, die, wie in der ref. 17, berechnet xy-Position von der Bildschwerpunkt und Z aus der Beugungsringe und korrigiert Abweichungen Bewegung eines Piezo-Bühne mit nm-Genauigkeit oder besser. </li><li> Überlappen die Mitte links-Falle mit dem Wulst Zentrum (die xy-Signalpegel von der QDP muss gleich bei der Kalibrierung gemessen werden können) und messen die Position Lärm und seine Standardabweichung von der QDP. Wiederholen Sie die Messung für die richtige Falle. </li></ol></li></ol> 2. Single Molecule Lokalisierung mit Nanometer-Genauigkeit <ol><li> Fluoreszenzmikroskopie Design und Konstruktion 15,19 <ol><li> Verwenden Sie eine hohe Quanteneffizienz und elektronen multipliziert CCD, um die hohen Signal-zu-Rausch-Verhältnisse für Nanometer-Lokalisierungsgenauigkeit erforderlich zu erreichen. </li><li> Wählen Optik ein Bild Pixelgröße ~ 80 nm erhalten (beispielsweise eine Bildvergrßerung ~ 200X mit einem Kamerapixelgröße von 16 um). Dies ist ausreihinreichend kleine bis Lokalisationsfehler aufgrund Pixelation 8 vernachlässigt, aber groß genug, um eine erhebliche Anzahl von Photonen pro Pixel zu sammeln. </li><li> Als Anregungsquelle, Laserlicht, das unpolarisiert ist (indem sie durch eine nicht-polarisationserhaltende optische Faser) oder zirkular polarisiert (Durchleiten durch eine λ / 4 Verzögerungsplatte) der Anregung der einzelnen Chromophore zu maximieren, und zwar unabhängig von ihrer Ausrichtung. </li><li> Wählen Emissionsbandpassfiltern, die effizient abgeschnitten beide Anregung und Trapping Laser-Licht. Hinweis: In unseren Experimenten haben wir unsere Protein markiert mit Atto532 Farbstoff und verwendet ein Bandpassemissionsfilter bei 600 nm mit 100 nm Bandbreite zentriert. </li></ol></li></ol> 3. Mikrofluidik Um eine genaue Kontrolle der Pufferaustausch und &quot;Hantel&quot; Montage, dh die Verankerung eines einzigen DNA-Molekül zwischen zwei optisch gefangenen Mikrosphären, ein custom-built laminaren Mehrkanalströmung zu erreichenSystem entwickelt werden. Dies wird durch eine Durchflusskammer, einem Druckbehälter und einem Druckregelsystem (Figur 2) zusammengesetzt ist. <ol><li> Durchflusszelle Vorbereitung HINWEIS: Die Flusskammer für Einzelmolekül-Experimente an Protein-DNA-Interaktion verwendet wird, hat vorzugsweise 4 Eingänge und 1 Steckdose, bis zu 4 parallel Pufferströme ermöglichen bis, jeder mit einem der verschiedenen Komponenten für das Experiment benötigt: Perlen, DNA, fluoreszenzmarkierte Protein und Abbildungspuffer. Trennung der Komponenten in den Strömungskanälen ermöglicht eine effiziente Montage der Hantel. Außerdem ist die Bilderzeugungskanal nützlich, den Hintergrund zu diffundieren Proteine ​​zu vermeiden und erreichen das hohe Signal-Rausch-Verhältnis für die Lokalisierung des DNA-bindenden Proteins mit einer Genauigkeit in der Größenordnung von einigen Nanometern erforderlich. <ol><li> Bohrer 1 mm Durchmesser Löcher in der Mikroskop-Objektträger (76 x 76 x 1 mm) mit einer Diamantspitze, um 4 Eingängen und einem Ausgang zu erzeugen. </li><li> Sauber thE Objektträger mit Ethanol und zentrieren den Hafen mit dem O-Ring eingelegt und die Haftring in der Rutsche rund um die Zugangslöcher. Es ist von grundlegender Bedeutung für Handschuhe bei diesem Schritt tragen, um Fingerabdrücke, die den Prozess stören würde Verkleben zu vermeiden. </li><li> Klemmen Sie die Nanoports auf den Schlitten, und legen Sie sie in den Ofen bei 180 ° C für 1 Stunde vorgeheizt, um eine vollständige Befestigung ermöglichen. </li><li> Die Kontur Muster der Strömungszelle auf einem Stück Papier. Die Kanäle sollten ~ 3 mm breit sein und passen Sie die Löcher Position auf dem Objektträger. </li><li> Legen Sie die Zeichnung auf der Oberseite zwei Stücke von Parafilm und mit einem Skalpell scharf machen und kontinuierliche Schnitte entlang der gezeichneten Kontur. Entfernen Sie alle Ausstülpung gebildet. Entsorgen Sie die untere Schicht Parafilm, der nur verwendet wird, um eine saubere Unterstützung zu garantieren. </li><li> Legen Sie die Objektträger mit den beigefügten Nanoports auf den Kopf in den metallischen Träger. </li><li> Sorgfältig ausrichten Parafilm Kammer Umriss mit den Löchern, um sicherzustellen, than der Parafilm nicht drängen die Einlässe und Auslass der Kammer. </li><li> Abdeckung mit einem gereinigten Objektdeckglas (62 x 56 x 0,15 mm) und entfernen Sie vorsichtig überschüssiges Parafilm die Kammer umgebenden. </li><li> Platzieren zwei Wärmeblöcke, die zuvor bei 120 ° C erhitzt, auf der Durchflusszelle auf einen konstanten Druck auf sie anzuwenden. Lassen Sie die Parafilm Schmelze für ca. 25 min. </li></ol></li><li> Druckspeicher und Pufferbehälter Der Druckbehälter sollte aus Plexiglas (oder ähnlich) gemacht werden und erlauben Unterbringung von sechs Pufferbehälter. Die Möglichkeit, mit wenigstens zwei zusätzlichen Pufferbehälter erhöht die Flexibilität des Instrumentes. Beachten Sie, dass transparente Behälter und Rohre im Durchflusssystem Handhabung erheblich unterstützen und Fehlerbehebung von eingeschlossenen Luftblasen. Sterile Einweg-Luer-Lock-Spitze Spritzen (2,5 ml), von dem die Kolben zuvor entfernt worden ist, sind gute Pufferbehälter und ermöglichen eine einfache Verbindung mit dem Einlassrohr. Stellen Sie sicher, dassdas Gesamtfluidvolumen klein verglichen mit dem Luftvolumen in dem Druckspeicher, eine wesentliche Voraussetzung für reibungslose und stabile Strömung zu erhalten. <ol><li> Verbinden Absperrventile am Ausgang der Pufferbehälter zum Drehen des Pufferfluss oder während der Experimente. </li><li> Montieren Sie die Durchflusszelle auf dem Mikroskoptisch. Verbinden die Absperrventile in die Strömungskammer Einlässe mit Polyetheretherketon-Schlauch (Innendurchmesser ~ 150 um) und flanschlose Armaturen. Als Verbindung zwischen dem Rohr und der NanoPort Anordnungen der Strömungszelle hinzuzufügen ~ 3 cm von fluorierten Ethylen-Propylen-Schlauch (Innendurchmesser ca. 500 um). Dieser Schritt ist wichtig, um die Pufferströmung an dem Kammereingang zu reduzieren, um ein Brechen des Strömungszelle oder NanoPort Ablösen von Glas zu vermeiden. Die Verwendung von großen Rohrdurchmesser Innen allein andererseits große Mengen von biologischen Proben erfordern. </li><li> Verbinden der Flusskammer in einen offenen Auslaß-Falcon-Röhrchen bei Atmosphärendruck. DiesRohr dient als Entsorgungs für den Puffer aus dem Flusskammer fließt. </li></ol></li><li> Druck-Kontrollsystem <ol><li> Aufbau eines Drucksteuersystems in der Lage, eine Feineinstellung des Luftdrucks in dem Druckbehälter. Dies kann durch zwei computergesteuerte Magnetventile, eine an einer +0,5 atm Druckquelle (Kompressor) und die zweite zum Atmosphärendruck durchgeführt werden. Magnetventile werden wiederholt für ungefähr 7 ms zu erhöhen oder zu verringern, den Druck in der Leitung, bis der gewünschte Wert erreicht wird geöffnet. HINWEIS: Dieser Ansatz wurde von Carlos Bustamante 20 angepasst und es ergibt sich ein glatter Durchfluss als mit einem Schrittmotor Spritzenpumpe 21. </li><li> Fügen Sie einen Druckwandler mit einem individuell geschriebenen Software gesteuert, um die wirksame Druck auf den Druckbehälter ausgeübt überwachen. Typische Arbeitsdrücke liegen im Bereich von 20 mbar für Hantelanordnung und 200 mbar zum Waschen der Strömungssystemkomponenten. </li></ol></li&gt; </ol> 4. DNA-Tailing mit biotinyliertem Desoxycytidintriphosphat (Biotin-dCTP) Das DNA-Molekül sein sollte mehr als 1 um seine Erweiterung unter Fluss und die Verankerung der eingefangenen Perlen zu erleichtern. Darüber hinaus wird eine lange DNA die IR Einfangen von Licht von den Beleuchtungs DNA-Bindungsprotein zu vermeiden. Dies ist von besonderer Relevanz, da die Absorption von IR-Licht aus einem angeregten Chromophor führt zu einer erhöhten Photobleaching. HINWEIS: In der vorliegenden Studie wurde die DNA-Molekül 3,7 um lang. Das Molekül enthalten drei Kopien des Primär Betreiber O1 und eine Kopie von jedem der beiden Hilfsbetreiber, O2 und O3. Diese Sequenzen sind in der Mitte des Moleküls eingeführt worden ist, wodurch ungefähr gleich weit von den Kügelchen eingefangen und IR-Laserstrahlen. <ol><li> Mix 1 pmol von linearen DNA-3&#39;-Ende mit 60 pmol Biotin-14-dCTP, 4 ul 5x Desoxyribonukleotidyltransferase (TdT)-Puffer (1 M Kalium CAcodylate, 125 mM Tris, 0,05% (v / v) Triton X-100, 5 mM CoCl 2 (pH 7,2 bei 25 ° C)) und 1,5 ul TdT und ddH 2 O auf ein Gesamtvolumen von 20 ul. Inkubieren der Mischung bei 37 ° C für 15 min. Dies wird in der Zugabe von bis zu 60 Nukleotiden pro DNA Extremität führen. Beachten Sie, dass DNA-3&#39;-Überhänge sind mit einem höheren Wirkungsgrad als Einbau oder stumpfen Enden tailed. </li><li> Reinigen tailed DNA mit Spin-Säulen oder Phenol / Chloroform-Extraktion und anschließender Ethanol-Fällung zu CoCl 2 von der TdT Reaktionspuffer zu entfernen. </li><li> Nach der Reinigung kann die DNA bei 4 ° C für mehrere Wochen bei -20 ° C für längere Zeiträume gelagert werden, aber vermeiden maliges Auftauen und Wiedereinfrieren. </li></ol> 5. Markierungsprotein Thiolgruppen mit Atto532 Kennzeichnung durch Modifikation von Cysteinresten darf die Proteinaktivität zu verändern. Um dieses Problem zu überwinden, verwendeten wir eine LacI Mutante LacIQ231C, which trägt nur ein Cystein pro Monomer an Position 231. Diese Mutante erhält die gleichen Eigenschaften des Wildtyp-und chemische Modifikationen an Position 231 wurde gezeigt, dass nicht mit Proteinstabilität 22 stören. HINWEIS: Wir markierten das Protein mit ATTO532 Maleimid. <ol><li> Sicherzustellen, dass das Protein in einem Puffer mit einem pH im Bereich von 7,0 bis 7,5 und mit einer Konzentration im Bereich von 2 bis 10 mg / ml gelöst. HINWEIS: Bei diesen Versuchen wurde LacI in Kaliumphosphat 0,3 M, 5% Glucose, pH 7,5 (Puffer A) gelöst. </li><li> Auflösen Tris (2-carboxyethyl) phosphin-Hydrochlorid (TCEP) zu einer Endkonzentration von 100 mg / ml in H 2 O. TCEP-Lösung muss vor Gebrauch frisch hergestellt werden. </li><li> Mischen 100 ul des Proteins mit 3 ul TCEP und Wirbel sorgfältig. </li><li> Löse den Farbstoff in N, N-Dimethylformamid (DMF) zu einer Endkonzentration von 10 mg / ml Arbeits bei schlechten Lichtverhältnissen. Vortex, bis vollständig gelöst ist. </li><li> Reaktion mix: Fügen Sie 33 ul Farbstoff an das Protein + TCEP und Wirbel sorgfältig. Fast Spin soviel Lösung wie möglich zu sammeln. </li><li> Inkubieren Sie die Reaktionsmischung für 2 Stunden in einem Shaker (8.000 rpm) bei 20 ° C (oder bei 4 ° CO / N), vor Licht geschützt. </li><li> Auflösen L-Glutathion reduziert (GSH) in einer Endkonzentration von 100 mg / ml in H 2 O. Werden 3 ul der Reaktionsmischung und Inkubieren auf dem Schüttler bei 8.000 Upm für 15 min. GSH wird die Reaktion durch die Blockierung der Reaktivität von Thiolgruppen zu stoppen. </li><li> Reinigen das markierte Protein mit Standard Gelfiltrations-, Dialyse oder Spin-Konzentratoren. HINWEIS: In diesen Versuchen wurde markiert LacI mit 10 kDa Cutoff Spin Konzentratoren gereinigt. <ol><li> Verdünne das Reaktionsgemisch mit bis zu 12 ml Puffer A, anwenden, um die Konzentrationsvorrichtung, und es Zentrifuge bei 8000 × g, 1 h, 4 ° C beträgt. Das markierte LacI wird somit auf ein Endvolumen von etwa 500 ul konzentriert und das überschüssige Farbstoff die Membran passiert im flow-durch. Entsorgen Sie die Durchfluss und wiederholen Sie Schritt 5.8.1 mindestens drei Mal. </li></ol></li><li> Teilen Sie die markierten Protein in kleine Teilmengen und bei -80 ° C. Vermeiden Sie wiederholtes Einfrieren und Auftauen. </li></ol> 6. Kombinierte optische Fallen und Einzelmolekül-Fluoreszenz-Imaging Experimente <ol><li> 1 ml Puffer A zu den Pufferbehälter und 200 mbar Druck anzuwenden, um die Verbindungsrohre und die Durchflusszelle zu waschen. Diffusion des Bindungsproteins an DNA, hier und in den folgenden Schritten zu maximieren, Puffer A mit einem Puffer niedriger Ionenstärke ersetzt. HINWEIS: In diesen Experimenten verwendeten wir 0.5x TBE. </li><li> Überprüfen die Anwesenheit von Luftblasen, welche die Strömung stören könnte Glätte. Ein sanfter Film auf dem Auslaufrohr wird dazu beitragen, um alle verbleibenden Luftblasen zu entfernen. </li><li> Verringern den Druck auf 20 mbar und sicherstellen, dass alle Kanäle und Rohre sind aus Luftblasen klar und die Puffer fließt mit ähnlichen Geschwindigkeiten in allen Kanälen. </li><li>Vorbereitung der Proben auf ein Endvolumen von 300 ul: Streptavidin-beschichtete Polystyrolkügelchen 1,87 um; 20 pM von linearen DNA an beiden Extremitäten nach § 4 biotinyliert; 300 pM LacI Tetramer mit Atto532 nach § 5 gekennzeichnet. </li><li> Fügen jeder Probe mit einem der Spritzenbehälter in der folgenden Reihenfolge: Perlen in den ersten Kanal, DNA in der zweiten, dritten Kanal mit der Bildpuffer nur (Puffer A + Sauerstoff-Scavenger-System) und des markierten Proteins in dem vierten Kanal. </li><li> Schalten Sie den Flusses auf 200 mbar für 3 Minuten, damit sich die Proben innerhalb des Strömungskanals gelangen. Dann reduzieren Sie den Druck auf 20 mbar. </li><li> Während die Abbildung des ersten Kanals unter Hellfeldbeleuchtung, wechseln auf den beiden optischen Pinzette und fangen eine Polystyrol-Kügelchen in jedem Falle. </li><li> Bewegen sich schnell auf den zweiten Kanal, um zu vermeiden, dass andere Perlen in die Fallen. Beachten Sie, dass die Ankunft der DNA Kanal wird durch das Ende des Wulstes Strömungs leicht erkennbar. </li><li> Verwendung von one AOD, verschieben Sie eine Falle (Perle) in der Nähe des anderen Wulst hin und her, um die Befestigung des Fluss verlängert DNA zwischen den beiden optischen Pinzette Perlen ermöglichen. Wenn ein DNA-Hantel ausgebildet ist, beginnt die statische Wulst gemäß der Bewegung der Raupe, die aktiv von der Falle hin und her bewegt wird. </li><li> Bewegen sich schnell auf den Puffer Kanal und schalten Sie den Pufferfluss. Führen eines Kraftdehnungskurve Analyse 4,23-25 ​​um die Anwesenheit eines einzelnen DNA-Moleküls zu überprüfen. Wenn mehr als ein Molekül vorhanden ist (dh die Enthalpie, die Erhöhung Phase des Kraft-Dehnungs-Kurve tritt bei einer Länge kürzer als die DNA-Konturlänge), entsorgen Sie die Hantel und beginnen erneut bei Schritt 6.7. </li><li> Sobald ein einzelnes DNA-Hantel erhalten wird, schalten Sie den Durchfluss wieder und bewegen Sie die Hantel auf die Protein-Kanal. Wechseln Sie zu weites Feld der Fluoreszenzmikroskopie, um die Interaktion des markierten-LacI mit DNA überwachen. Schalten Sie den Strom ein und starten Akquisition. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

In den letzten zehn Jahren haben Einzelmolekülmanipulation und bildgebenden Verfahren große Fortschritte in Bezug auf die räumliche und zeitliche Auflösung zu sehen. Die Kombination der Manipulation und bildgebenden Verfahren ist an der Basis wirksame Instrumente, die nun die Steuerung der mechanischen Bedingungen einer einzelnen biologischen Polymeren wie DNA, RNA oder Zytoskelett-Filamente zu ermöglichen, und der gleichzeitigen Lokalisierung von einzelnen Proteinen in Wechselwirkung mit dem gleichen Polymer . Steuerun...

Einzelmolekül (SM)-Techniken haben sich in den letzten dreißig Jahren entwickelt, um auf die Notwendigkeit der Überwindung einiger der Grenzen der traditionellen, Groß Lösung Messungen 1-3 reagieren. Die Manipulation von einzelnen biologischen Molekülen hat die Möglichkeit, die mechanischen Eigenschaften von Biopolymeren 4 messen und steuern die mechanischen Parameter der Protein-Protein-und Protein-5-DNA-Wechselwirkungen 6,7 erstellt. SM Fluoreszenz-Detektion auf der anderen Seite stellt ein extrem vielseitiges Werkzeug für die Untersuchung der Proteinaktivität in vitro und in vivo, was zu der Möglichkeit der Lokalisierung und Verfolgung einzelner Moleküle mit Nanometer-Präzision. Durch Einpassen des Instruments Point-Spread-Funktion auf die SM Bild in der Tat kann man die Lokalisierung mit einer Genauigkeit hauptsächlich in Abhängigkeit von Signal-zu-Rausch-Verhältnis (SNR) und dem Erreichen einer Grenze von etwa einem Nanometer 8,9 zu erreichen. Diese Methoden finden leistungsstarkenAnwendungen in der Untersuchung der Dynamik von Motorproteinen, sowie der Zielsuche in der DNA-bindenden Proteinen zugrunde liegenden Diffusionsprozesse. Die Fähigkeit zur Bestimmung Diffusionskonstanten als Funktion der DNA-Sequenz, die Verweilzeit auf dem Ziel und genauen Messen der DNA-Länge während der eindimensionalen Diffusions Ereignisse erforscht sind, ein leistungsfähiges Werkzeug für die Untersuchung von Protein-DNA-Interaktion Dynamik und zur Untersuchung der Mechanismen der spezifischen Zielsuche. Vor kurzem hat die Kombination dieser beiden Techniken eine neue Generation von experimentellen Aufbauten 10-14 ermöglicht die gleichzeitige Manipulation einer biologischen Substrats (zum Beispiel eine Aktin-Filament oder ein DNA-Molekül) und Detektion / Lokalisierung eines interagierenden Partner-Enzym (beispielsweise hergestellt Myosin oder ein DNA-bindendes Protein). Die Vorteile dieser Technik liegen vor allem auf die Möglichkeit der Ausübung mechanischer Kontrolle über die eingefangene Polymer, wodurch ENAbling das Studium der Wechselwirkung Dynamik gegenüber Kräfte oder Drehmomente. Auch ermöglicht die Methodologie Messen biochemischer Reaktionen weit von der Oberfläche, die Vermeidung eines der wichtigsten Einschränkungen der klassischen SM Methoden, also die Notwendigkeit einer Immobilisierung der untersuchten Moleküle auf einer Oberfläche (Glasobjektträger oder Mikrokügelchen). Die Kombination von zwei einzelnen Molekülen Techniken erfordert Überwindung mehrere technische Schwierigkeiten, vor allem die aus den Anforderungen der mechanischen Stabilität und angemessene SNR 15 (vor allem, wenn die Lokalisierung mit nm Präzision erfordern). Insbesondere dann, wenn die Kopplung SM Fluoreszenzdetektion mit optischen Pinzetten, die Reduzierung von Lärm und die Photobleichung von den Fang Infrarot-Laser 16 und der Kontrolle der biochemischen Puffer für die Montage der biologischen Komplexen und die Leistung der experimentellen Messungen 11 sind von größter Bedeutung. Hier beschreiben wir die Verfahren für erfolgreicheMessungen in einem Dual-Trapping / SM Fluoreszenz-Lokalisierung-Setup. Die Methode ist mit dem Beispiel der Lactose-Repressor-Protein (LacI) fluoreszierend (bei ​​Atto532) markiert und nachgewiesen, wie es ein DNA-Molekül (zwischen zwei optischen Pinzette bewegt) bindet LacI mit spezifischen Bindungssequenzen (dh Betreiber) dargestellt. Wir zeigen die Wirksamkeit des Verfahrens bei der Detektion der Bindung an DNA und LacI Diffusion entlang ihrer Kontur in der Zielsuchvorgang. Das Verfahren ist auf jede Kombination von DNA-Sequenz und DNA-bindendes Protein als auch an andere Systeme (Mikrotubuli oder Aktinfilamente und der Motor-Proteine ​​interagieren mit ihnen).

<table><tbody><tr><td>Elastomer-Isolatoren</td><td>Newport</td><td>Newdamp</td><td>Wählen Sie das passende Newdamp-Elastomer je nach Mikroskopgewicht und Resonanzfrequenzen</td></tr><tr><td>Optischer Isolator</td><td>Optik für die Forschung</td><td>IO-3-YAG-VHP</td><td></td></tr><tr><td>Nd:YAG-Laser, Wellenlänge 1.064 nm</td><td>Spectra-Physics</td><td>Millennia IR</td><td></td></tr><tr><td>Akusto-optische Deflektoren (AODs)</td><td>A& A optoelektronische</td><td>DTS-XY 250</td><td></td></tr><tr><td>Direct Digital Synthesizer</td><td>Analog Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Quadrantendetektor Fotodioden</td><td>OSI Optoelektronik</td><td>SPOT-15-YAG</td><td></td></tr><tr><td>DIO und FPGA Board</td><td>National Instruments</td><td>NI-PCI-7830R</td><td></td></tr><tr><td>Halogenlampe</td><td>Schott</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>Kondensator</td><td>Olympus</td><td>U-AAC 1.4NA Aplanat Apchromat</td><td></td></tr><tr><td>Objektiv</td><td>Nikon</td><td>CFI Plan Apochromat 60x 1,2NA Wasserimmersion</td><td></td></tr><tr><td>532 nm Laser</td><td>Coherent</td><td>Sapphire</td><td></td></tr><tr><td>CCD 200X und 2000X</td><td>Hamamatsu&nbsp;</td><td>XC-ST70 CE</td><td></td></tr><tr><td>Elektronenvermehrter CCD</td><td>Hamamatsu&nbsp;</td><td>C9100-13</td><td></td></tr><tr><td>Piezotisch mit nm-Genauigkeit</td><td>Physik Instrumente</td><td>P-527.2CL&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Emissionsfilter</td><td>Chroma Technologies</td><td>600/100m</td><td></td></tr><tr><td>Kieselsäurekügelchen (1,54 mm)</td><td>Bangs Laboratories</td><td>SS04N/5303</td><td></td></tr><tr><td>Albumin aus Rinderserum (BSA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B4287</td><td></td></tr><tr><td>Pentylacetat&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>46022</td><td>Flüssigkeit und Dampf entzündbar (Nr. 1272/2008)</td></tr><tr><td>Nitrocellulose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>N8267-5EA</td><td>Entzündbarer Feststoff (Nr. 1272/2008)</td></tr><tr><td>Heizblock</td><td>MPM Instruments Srl</td><td>M502-HBD</td><td>mit 2 herausnehmbaren Blöcken; vorgewärmt auf 120°; C</td></tr><tr><td>NanoPort-Baugruppen</td><td>Upchurch Scientific Inc.</td><td>N-333</td><td></td></tr><tr><td>Polyetheretherketon-Schläuche&nbsp;</td><td>Upchurch Scientific Inc.</td><td>1535</td><td></td></tr><tr><td>Hausgemachter Metallhalter für die Montage des Durchflusskammer-Druckbehälters aus Plexiglas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lock-Tip-Spritzen 2,5 ml</td><td>Terumo</td><td>SS 02LZ1</td><td></td></tr><tr><td>Absperrventile&nbsp;</td><td>Upchurch Scientific, Inc.</td><td>P-732</td><td></td></tr><tr><td>Flanschlose Verschraubungen&nbsp;</td><td>Upchurch Scientific, Inc.</td><td>LT-111</td><td></td></tr><tr><td>Schläuche aus fluoriertem Ethylen-Propylen</td><td>Upchurch Scientific, Inc.</td><td>1549</td><td></td></tr><tr><td>Zwei computergesteuerte Magnetventile</td><td>Clippard, Cincinnati, USA</td><td>ET-2-H-M5</td><td></td></tr><tr><td>Druckmessumformer</td><td>Druck LTD</td><td>PTX 1400</td><td></td></tr><tr><td>biotin-14-dCTP&nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>19518-018</td><td></td></tr><tr><td>Endständige Desoxynukleotidyltransferase (TdT)</td><td>Thermowissenschaftliches</td><td>EP0161</td><td></td></tr><tr><td>ATTO532 Maleimid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>68499</td><td></td></tr><tr><td>N,N-Dimethylformamid (DMF)&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>227056</td><td>brennbare Flüssigkeit, schädlich durch Hautabsorption. Reizend, teratogen. Nr. H226; Nr. H303; Nr. H312; Nr. H316; Nr. H319; Nr. H331; Nr. H360; P201; Seite 261; Seite 280; Nr. P305; Nr. P351; Seite 338; P311</td></tr><tr><td>Tris-(2-carboxyethyl)phosphinhydrochlorid (TCEP)&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C4706</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutathion reduziert (GSH)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G4251</td><td>Akute Toxizität, oral (Kategorie 5), H303</td></tr><tr><td>Amicon Ultra-15, PLQK Ultracel-PL Membran, 10&nbsp; kDa Cutoff-Spin-Konzentratoren</td><td>Merck Millipore</td><td>UFC901024</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin-beschichtete Polystyrolkügelchen 1,87 &micro; m</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>SVP-15-5</td><td></td></tr></tbody></table>

die kombination von einzelmolekül-imaging und manipulation für das studium der protein-dna-wechselwirkungen

Combining Single-molecule Manipulation and Imaging for the Study of Protein-DNA Interactions

Die Arbeit beschreibt die Kombination von optischer Pinzette und Einzelmolekül-Fluoreszenzdetektion zur Untersuchung der Protein-DNA-Interaktion. Die Methode bietet die Möglichkeit, Wechselwirkungen in Lösung zu untersuchen (wodurch Probleme durch nahe gelegene Oberflächen wie bei anderen Einzelmolekülmethoden vermieden werden), die DNA-Ausdehnung zu kontrollieren und die Interaktionsdynamik in Abhängigkeit sowohl von mechanischen Parametern als auch von der DNA-Sequenz zu verfolgen. Die Methoden zur Etablierung eines erfolgreichen optischen Trappings und einer Nanometer-Lokalisierung einzelner Moleküle werden veranschaulicht. Wir veranschaulichen die experimentellen Bedingungen, die es ermöglichen, die Interaktion des mit Atto532 markierten Laktoserepressors (lacI) mit einem DNA-Molekül zu untersuchen, das spezifische Zielsequenzen (Operatoren) für die LacI-Bindung enthält. Die Methode ermöglicht die Beobachtung spezifischer Wechselwirkungen an den Operatoren sowie die eindimensionale Diffusion des Proteins während des Prozesses der Zielsuche. Die Methode ist breit anwendbar für die Untersuchung von Protein-DNA-Wechselwirkungen, aber auch für molekulare Motoren, bei denen eine Kontrolle der auf das Partnerbahnpolymer (z. B. Aktin oder Mikrotubuli) ausgeübten Spannung wünschenswert ist.

In einem erfolgreichen Versuch, eine (oder mehrere) markierte Proteine ​​unterziehen Bindung / freibleibend und / oder eindimensionalen Diffusion entlang des DNA-Moleküls (Abbildung 3A). Lokalisierung von Proteinen entlang des DNA-Moleküls ermöglicht die Quantifizierung der kinetischen Parameter als Funktion der DNA-Sequenz. Wenn Pufferbedingungen verursacht 1D Diffusion angewendet werden, ist es möglich, Protein-Trajektorien zu folgen, und zu bestimmen, beispielsweise der Diffusionskoeffizient D 1...

Hier beschreiben wir die Instrumentierung und Verfahren zum Nachweis einzelner fluoreszenzmarkierten Proteinmoleküle in Wechselwirkung mit einem einzelnen DNA-Molekül zwischen den zwei optisch eingeschlossene Mikrokügelchen suspendiert.

Die Kombination von Einzelmolekül-Imaging und Manipulation für das Studium der Protein-DNA-Wechselwirkungen

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die dynamische Wechselwirkung zwischen einem einzelnen DNA-bindenden Protein und einem DNA-Molekül zu beobachten. Dies wird erreicht, indem in einem speziell konstruierten Mikroskop zwei Einzelmolekül-Techniken kombiniert werden: doppelte optische Pinzetten und Fluoreszenzmikroskopie. Diese Anordnung ist außerdem mit Hellfeldbeleuchtung zur Visualisierung sowie zur nanometergenauen Stabilisierung der Probe ausgestattet.Als zweiter Schritt wird eine Multikanal-Flusszelle, die in ein Mikro-Flusssystem integriert ist, aufgebaut, um bis zu vier laminare Strömungen zu ermöglichen, die effizient alle für das Experiment benötigten Komponenten rekrutieren und zusammenfügen. Anschließend wird der Einzelmolekül-Konstrukt zur Durchführung der Experimente aufgebaut. Zunächst werden zwei mit Titin beschichtete Mikrokügelchen mittels dualer optischer Pinzetten im ersten Kanal eingefangen.Die beiden eingefangenen Kügelchen werden anschließend in den zweiten Kanal bewegt, um die Bindung der DNA-Vorlage, die an beiden Enden mit Biotin markiert ist, zu ermöglichen. Das Vorhandensein eines einzelnen DNA-Moleküls wird im dritten Kanal mittels einer DNA-Kraft-Ausdehnungsanalyse überprüft. Schließlich wird das als DNA-Hantel bezeichnete Kügelchen-DNA-Kügelchen-Konstrukt in den Protein-Kanal bewegt, in dem das fluoreszenzmarkierte Lactose-Repressorprotein vorhanden ist.Es werden Ergebnisse erzielt, die Diffusion und spezifische Bindung einzelner LAC-Auge-Moleküle an einem einzelnen gestreckten DNA-Molekül zeigen sowie die Quantifizierung der kinetischen Parameter der Bewegung von LAC-Auge ermöglichen. Die Hauptvorteile dieser Technik gegenüber bestehenden Einzelmolekülmethoden liegen in der Möglichkeit, die auf das DNA-Molekül ausgeübte Spannung zu kontrollieren, in der präzisen Verfolgung der Bewegungen der bindenden Proteine über einen nanometerstabilen Bereich sowie in der Fähigkeit, weit entfernt von der Deckglasoberfläche zu arbeiten. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen zu Protein-DNA-Wechselwirkungen zu beantworten, insbesondere bezüglich der Mechanik der Genexpressionsregulation sowie der Dynamik der Proteindiffusion entlang der DNA bei der Zielortsuche.Diese Demonstration dieser Methode ist sehr nützlich, um die praktischen Aspekte des Aufbaus der Durchflusszelle, der Probenaufgabe und der Montage des DNA-Perlen-Konstrukts zu veranschaulichen. In diesem Video wird zunächst gezeigt, wie man die Richtstabilität der beiden Fanglaser mithilfe von Mikroperlen, die auf der Oberfläche eines Deckgläschens befestigt sind, als Referenz überprüft. Weitere Einzelheiten zum Design und Aufbau der optischen Pinzette finden sich im begleitenden Protokolltext.Verwenden Sie einen 24 mal 60 Millimeter großen Deckel zum Verteilen von zwei Mikrolitern Silikabeads auf der Oberfläche eines 24 mal 32 Millimeter großen Deckels. Befestigen Sie mithilfe zweier Stücke doppelseitigen Klebebands den 24 mal 32 Millimeter großen Deckel auf einem Objektträger, um eine Durchflusszelle herzustellen.Füllen Sie die Durchflusszelle mit 50 Millimolar Phosphatpuffer und verschließen Sie sie mit Silikonfett. Ein Silikabead in der Hellfeldmikroskopie bei etwa 2000facher Vergrößerung. Das Sichtfeld sollte ungefähr sieben mal fünf Mikrometer betragen und mit 768 mal 576 Pixeln aufgenommen werden, sodass das Bead-Bild einen Durchmesser von etwa 190 Pixeln hat. Kompensieren Sie thermische Drifts mit einer Feedback-Software, die die XY-Position aus dem Bildzentrum und die Z-Position aus den Beugungsringen berechnet und Drifts korrigiert.Bewegen Sie einen Piezotisch mit Nanometergenauigkeit oder besser, um den Mittelpunkt der linken Falle mit dem Mittelpunkt der Perle zu überlagern, und messen Sie das Positionsrauschen sowie dessen Standardabweichung vom Fotodioden-Quadrantendetektor oder QDP. Wiederholen Sie die Messung für die rechte Falle. Die Standardabweichung des Positionsrauschens sollte innerhalb weniger Nanometer liegen, um eine präzise Lokalisierung von DNA-Bindeproteinen zur Herstellung der Durchflusszelle zu ermöglichen.Zunächst wird eine Diamantspitze verwendet, um Löcher mit einem Durchmesser von einem Millimeter in eine 76 mal 76 mal ein Millimeter große Mikroskopplatte zu bohren. Dadurch entstehen vier Einlässe und ein Auslass. Dies ermöglicht bis zu vier parallele Pufferströme.Jeweils mit einer der verschiedenen für das Experiment erforderlichen Komponenten: Perlen, DNA, fluoreszenzmarkiertes Protein und Imaging-Puffer. Reinigen Sie den Objektträger mit Ethanol und zentrieren Sie die Kammer mit dem eingesetzten O-Ring sowie dem Klebering auf dem Objektträger, sodass die Zugangsöffnungen umgeben sind. Es ist unbedingt erforderlich, während dieses Schritts Handschuhe zu tragen, um Fingerabdrücke zu vermeiden, die den Verklebungsprozess stören könnten.Mit Hilfe einer zweiten Halterung werden die Nanoanschlüsse am Objektträger befestigt und dieser für eine Stunde in einen auf 180 Grad Celsius vorgeheizten Ofen gegeben, um eine vollständige Anheftung zu ermöglichen. In der Zwischenzeit wird der Umriss des Durchflusskäfigs auf ein Stück Papier gezeichnet. Der Kanal sollte etwa drei Millimeter breit sein und mit den Positionen auf dem Objektträger übereinstimmen.Legen Sie die Zeichnung auf zwei Stücke Perfil und schneiden Sie mit einem Skalpell scharfe und kontinuierliche Schnitte entlang der eingezeichneten Kontur. Entfernen Sie alle entstandenen Vorsprünge, verwerfen Sie die untere Parfumschicht, die lediglich dazu dient, eine saubere Unterlage zu gewährleisten. Stellen Sie danach den Objektträger mit den angebrachten Nanoports umgedreht in die metallische Halterung.Richten Sie die Umrisse der Paraform-Kammer sorgfältig an den Löchern aus und stellen Sie sicher, dass das Param die Einlass- und Auslassöffnungen der Kammerabdeckung nicht übersteigt. Bedecken Sie die Kammer mit einer gereinigten Mikroskop-Abdeckungsscheibe und entfernen Sie vorsichtig überschüssiges Param um die Kammer herum. Platzieren Sie zwei zuvor auf 120 Grad Celsius erwärmte Wärmblöcke auf der Durchflusszelle, um gleichmäßigen Druck auszuüben. Lassen Sie den Para-Film etwa 25 Minuten lang schmelzen.Der nächste Schritt besteht darin, das Druckreservoir und die Pufferbehälter vorzubereiten. Das Druckreservoir besteht aus Plexiglas und ermöglicht die Aufnahme von bis zu sechs Pufferbehältern. Schließen Sie zunächst die Absperrventile am Ausgang der Pufferbehälter an, um den Pufferfluss einzuschalten, wobei sich der Ventilhebel in vertikaler Position befindet, oder auszuschalten, wobei sich der Hebel in einer im Uhrzeigersinn gedrehten Position befindet.Während der Experimente montieren Sie die Durchflusszelle auf dem Mikroskopständer. Anschließend verbinden Sie die Absperrventile über Polyetheretherketon- oder PEEK-Rohre sowie die flanschlosen Drehstutzen mit den Einlässen der Durchflusskammer. Das PEEK-Rohr weist einen Innendurchmesser von etwa 150 µm auf; als Verbindung zwischen dem PEEK-Rohr und den Nanoport-Systemen der Durchflusszelle werden etwa drei Zentimeter Fluorethylenpropylen-Rohr mit einem Innendurchmesser von etwa 500 µm verwendet.Dies ist wichtig, um den Pufferfluss am Kammereingang zu reduzieren und so ein Zerreißen der Durchflusszelle oder ein Lösen des Nano-Anschlusses vom Glas zu vermeiden. Die Verwendung von Schläuchen mit großem Innendurchmesser allein würde hingegen große Mengen biologischer Proben erfordern. Schließen Sie den Auslass der Durchflusskammer an ein offenes Falcon-Röhrchen unter atmosphärischem Druck an.Dieses Rohr dient der Entsorgung der Pufferlösung, die aus der Durchflusskammer austritt. Um diesen Vorgang zu beginnen, geben Sie ein Milliliter Puffer A in jeden der Pufferbehälter und leiten Sie einen Druck von 200 Millibar an, um die Verbindungsrohre und die Durchflusszelle zu spülen. Ein Druckregelsystem ist hierfür geeignet.Schließlich die Luftdruckeinstellung im Druckreservoir vornehmen. Überprüfen Sie das Vorhandensein von Luftblasen, die den gleichmäßigen Fluss stören könnten. Ein sanftes Klopfen auf das Auslassrohr hilft, verbleibende Blasen zu entfernen; verringern Sie anschließend den Druck auf 20 Millibar und vergewissern Sie sich, dass alle Kanäle und Schläuche frei von Luftblasen sind und dass das Pufferlösung mit ähnlichen Geschwindigkeiten in allen Kanälen fließt.Stellen Sie die Proben auf ein Endvolumen von 300 Mikrolitern ein. Dieses Experiment verwendet mit Streptavidin beschichtete Polystyrol-Kügelchen, lineare DNA, die an beiden Enden biotinyliert ist und spezifische Zielsequenzen für die Bindung des Lactose-Repressors enthält, sowie fluoreszenzmarkiertes Lactose-Repressor-Protein. Geben Sie jede Probe in einen der Spritzenbehälter in der folgenden Reihenfolge: Kügelchen in den ersten Kanal, DNA in den zweiten, den Imaging-Puffer in den dritten und das markierte Protein in den vierten Kanal.Schalten Sie den Durchfluss bei 20 Millibar ein und öffnen Sie die Absperrventile, um die Proben in den Durchflusskanal gelangen zu lassen. Dies ist leicht im Perlenkanal erkennbar. Während Sie den ersten Kanal unter Hellfeldbeleuchtung abbilden, schalten Sie die beiden optischen Fallen ein und fangen jeweils eine Polystyrolperle in jeder Falle ein.Bewegen Sie sich schnell zum zweiten Kanal, um zu verhindern, dass andere Perlen in die Fallen gelangen. Beachten Sie, dass das Eintreffen im DNA-Kanal am Ende des Perlenstroms leicht erkennbar ist. Verwenden Sie einen AO-Optikdeflektor oder eine OD-Bewegung, um eine Fallenperle hin und her in der Nähe der anderen Perle zu bewegen, um die Anheftung der durch den Fluss gestreckten DNA zwischen den beiden optisch gefangenen Perlen zu ermöglichen.Wenn ein DNA-Dumbbell gebildet wird, folgt die statische Perle der Bewegung der Perle, die aktiv durch die Falle hin und her bewegt wird. Wechseln Sie schnell zum Pufferkanal und schalten Sie den Pufferfluss ab. Führen Sie eine Kraft-Dehnungs-Kurven-Analyse durch, um das Vorhandensein eines einzelnen DNA-Moleküls zu überprüfen.Dies wird erreicht, indem die beiden Perlen unter gleichzeitiger Messung der DNA-Spannung voneinander getrennt werden. Sobald ein einzelner DNA-Dumbbell vorliegt, schalten Sie die Strömung erneut ein und bewegen den Dumbbell in den Protein-Kanal. Wechseln Sie zur Weitfeld-Fluoreszenzmikroskopie, um die Wechselwirkung des markierten Lactose-Repressorproteins mit der DNA zu überwachen, schalten Sie die Strömung aus und beginnen Sie mit der Aufnahme.Diese Methode ermöglicht die Detektion einzelner Lactose-Repressor- oder Lac-Auge-Moleküle, die mit einem gestreckten DNA-Molekül interagieren. In diesem repräsentativen CH-Diagramm diffundiert ein einzelnes Lac-Auge-Molekül entlang unspezifischer DNA-Sequenzen, während ein anderes Lac-Auge-Molekül spezifisch an einen Operator im Zentrum des DNA-Moleküls gebunden ist. Diese Darstellung zeigt die Position der beiden Lac-Auge-Moleküle entlang der Richtung, die die Zentren der beiden Fallen verbindet.In Abhängigkeit von der Zeit wurden die Positionen der Moleküle mittels des hier gezeigten Algorithmus des radialen Symmetriezentrums bestimmt. Es folgt eine Darstellung der mittleren quadratischen Verschiebung oder MSD in Abhängigkeit von der Zeit für ein einzelnes LacI-Molekül, das entlang eines gestreckten DNA-Moleküls diffundiert. Der Diffusionskoeffizient des Proteins kann leicht aus der linearen Regression der Daten ermittelt werden. Die Kombination von Manipulations- und Abbildungstechniken stellt eine leistungsstarke Methode dar, die mechanische Kontrolle über ein einzelnes biologisches Polymer wie DNA, RNA oder ein zytoskelettales Filament sowie die gleichzeitige Lokalisierung einzelner Proteinmoleküle, die mit dem Polymer interagieren, ermöglicht.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, dass die Kombination von Einzelmolekül-Manipulations- und Abbildungstechniken eine sorgfältige Gestaltung des experimentellen Aufbaus erfordert, um eine Stabilität des suspendierten Polymers auf Nanometer-Ebene sicherzustellen. Andererseits ist eine geeignete Konstruktion der biologischen Sonde erforderlich, um eine ausreichende räumliche Trennung zwischen dem Fang-Laser (G-Laser) und der fluoreszierenden Sonde zu gewährleisten. Weitere Einzelheiten finden Sie im begleitenden Protokolltext.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man das DNA-Molekül zwischen den beiden optischen Schnellimpulsen zusammensetzt, mit denen dieser Konstrukt aufgebaut wird. Dieser Aufbau gelingt besser mit der Mehrkanal-Flusszelle, für die wir eine detaillierte Beschreibung bereitgestellt haben. Außerdem haben wir erläutert, wie man den Pufferfluss optimiert und Luftblasen entfernt, die andernfalls Ihre Experimente beeinträchtigen könnten.Im kombinierten Textprotokoll finden Sie die Protokolle zur Markierung der DNA mit bioTE, die für die Assemblierung mit den mit Streptavidin beschichteten Kügelchen erforderlich ist, sowie die Protokolle zur Markierung des Proteins. Abschließend erläutern wir Schritt für Schritt die Vorgehensweise zur Quantifizierung der Bindung und der Diffusion eines einzelnen lactosehemmenden Proteins an einem gestreckten DNA-Molekül.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

A-Tapping-Modus Rasterkraftmikroskop (AFM)-Methode zur Visualisierung von Plasmid-DNA, cytoplasmatische Proteine ​​und DNA-Protein-Komplexen beschrieben. Das Verfahren umfasst das alternative Ansätze zur Vorbereitung der Proben für AFM folgenden biochemischen Manipulation. DNA mit spezifischen Protein interagiert Regionen sind in der Nähe-physiologischen Puffer Bedingungen beobachtet.

Visualisierung von rekombinanten DNA-und Protein-Komplexe mit Atomic Force Microscopy

Dieses Video beschreibt eine Methode, um die Assemblierung von Fusionsprotein-Kondensaten auf DNA-Molekülen an bestimmten Loci mit Hilfe von Einzelmolekül-Bildgebung zu visualisieren. Diese Kondensate werden durch LCD-LCD- und LCD-DBD-Wechselwirkungen gebildet, die die Rekrutierung von RNA-Polymerase II und eine verbesserte Gentranskription ermöglichen.

Einzelmolekül-Bildgebung zur Visualisierung der Ansammlung von Fusionsprotein-Kondensaten auf DNA-Vorhängen

Photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie (PALM), kombiniert mit Einzelmolekül-Tracking ermöglicht die direkte Beobachtung und Quantifizierung von DNA-Protein-Interaktionen in lebenden Escherichia coli-Zellen.

Visualisierung von Protein-DNA-Wechselwirkungen in der lebenden Bakterienzellen Verwendung Photoactivated Einzelmolekül-Tracking

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur DNA-Protein Interaktionen durch Totalreflexion Fluoreszenz-Mikroskopie (TIRFM) mit ein ortspezifisch modifizierte λ-DNA-Substrat und einem Quantenpunkt beschriftet Protein zu studieren.

Visualisierung der Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und ortspezifisch modifizierte λ-DNA auf der Einzelmolekül-Ebene

Mit Hilfe von Quantenpunkt-markierter DNA und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie können wir den Reaktionsmechanismus von Restriktionsendonukleasen untersuchen, während wir unmarkierte Proteine verwenden. Diese Einzelmolekültechnik ermöglicht die massiv gemultiplexte Beobachtung einzelner Protein-DNA-Wechselwirkungen, und Daten können gepoolt werden, um gut bevölkerte Verweilzeitverteilungen zu erzeugen.

Einzelmolekül-Verweilzeitanalyse der Restriktionsendonuklilease-vermittelten DNA-Spaltung

Hier beschreiben wir die Verwendung der Einzelmolekül-Bildgebungsmethode DNA Curtains, um den biophysikalischen Mechanismus von EWS-FLI1-Kondensaten zu untersuchen, die sich auf DNA ansammeln.

Einzelmolekül-Bildgebung von EWS-FLI1-Kondensaten auf DNA

DNA-Vorhang, ein Hochdurchsatz-Einzelmolekül-Bildgebungsverfahren, bietet eine Plattform für die Echtzeit-Visualisierung verschiedener Protein-DNA-Interaktionen. Das vorliegende Protokoll verwendet die DNA-Vorhangtechnik, um die biologische Rolle und den molekularen Mechanismus von Abo1 zu untersuchen, einer Schizosaccharomyces pombe Bromodomänen-haltigen AAA+ ATPase.

Entschlüsselung des molekularen Mechanismus der Histonassemblierung mittels DNA-Vorhangtechnik

Die visuelle Einzelmolekülbiochemie, die durch mikrofluidische Kammern untersucht wird, wird durch Glaszylinder, gasdichte Spritzen, stabile Verbindungen von Schläuchen zu Durchflusszellen und Beseitigung von Blasen durch Platzierung von Schaltventilen zwischen Spritzen und Schläuchen erheblich erleichtert. Das Protokoll beschreibt duale optische Fallen, die die Visualisierung von DNA-Transaktionen und intermolekularen Interaktionen ermöglichen.

Verwendung von zwei optischen Pinzetten und Mikrofluidik für Einzelmolekülstudien

Es wurde gezeigt, dass viele intrinsisch ungeordnete Proteine an der Bildung hochdynamischer biomolekularer Kondensate beteiligt sind, ein Verhalten, das für zahlreiche zelluläre Prozesse wichtig ist. Hier stellen wir eine auf Einzelmolekül-Bildgebung basierende Methode zur Quantifizierung der Dynamik vor, mit der Proteine in biomolekularen Kondensaten in lebenden Zellen miteinander interagieren.

Einzelmolekülmessung der Proteininteraktionsdynamik in biomolekularen Kondensaten

Wir berichten über einen hybriden Ensemble- und Einzelmolekül-Assay zur direkten Abbildung und Quantifizierung der Bewegung von fluoreszenzmarkierten, vollständig rekonstituierten Cdc45/Mcm2-7/GINS (CMG) Helikase auf linearen DNA-Molekülen, die in einer optischen Falle an Ort und Stelle gehalten werden.

Hybrid-Ensemble und Einzelmolekül-Assay zur Abbildung der Bewegung von vollständig rekonstituiertem CMG

Dieses Protokoll beschreibt das Verfahren zur Durchführung der tiefen, ganzzelligen Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie (SMLM) mit einem rotierenden Scheibenkonfokalmikroskop mit optischer Photonenzuordnung, wodurch DNA-PAINT-Bildgebung ohne individuelle Optik oder komplexe Beleuchtung erforderlich ist.

Ganzzell-Superauflösungsbildgebung mittels DNA-PAINT auf einer rotierenden Scheibe konfokal mit optischer Photonenumzuweisung

Erfahren Sie, wie die Kombination aus doppelten optischen Pinzetten und Fluoreszenzmikroskopie die Untersuchung von Protein-DNA-Wechselwirkungen auf Einzelmolekülebene ermöglicht.

Die Kombination von Einzelmolekül-Imaging und Manipulation für das Studium der Protein-DNA-Wechselwirkungen

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