Name: Visualisierung der Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und ortspezifisch modifizierte λ-DNA auf der Einzelmolekül-Ebene (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-17T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Erfahren Sie die Visualisierung von DNA-Protein-Interaktionen auf Einzelmolekülebene mit TIRFM und Qdot-markierten Proteinen. Diese Methode ermöglicht präzise Einblicke in molekulare Mechanismen der DNA-Replikation.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir bedanken uns bei Dr. Hasan Yardimci und Dr.Sevim Yardimci des Francis Crick Institute for Art helfen bei der Einzelmolekül-Experimente, Dr. Daniel Duzdevich von Dr. Eric C. Greene-Labor der Universität von Columbia, Dr. Yujie Sun der Peking-Universität und Dr. Chunlai Chen von Tsinghua-Universität für nützliche Diskussion. Diese Studie wurde unterstützt durch die National Natural Science Foundation of China 31371264, 31401059, CAS interdisziplinärer Innovationsteams und die Newton Advanced Fellowship (NA140085) von der Royal Society.

1. Vorbereitung des λ-ARS317 DNA-Substrat
<ol><li>DNA-Substrat Bau und Verpackung<ol>
<li>Native λ-DNA mit Hilfe Xhoverdauen ich Enzym; verstärken 543 bp DNA Fragment Lager ARS317 aus genomischer DNA des angehenden Hefe mit Primer mit 20 bp homologe Sequenzen von vorgelagerten und nachgelagerten Xhoich Enzym Website auf Lambda DNA. Addieren Sie 100 ng der Xhoich verdaut λ-DNA und 10 ng DNA-fragment, zu 10 µL der homologen Rekombination Reaktionssystem, und die Reaktion bei 37 ° C für 30 min inkubieren.</li>
		<li>Um die Rekombination λ-DNA Verpacken, 25 µL der Lambda-Verpackung-Extrakte in der Rekombination Produkt hinzufügen, und die Reaktion bei 30 ° C für 90 min inkubieren. Fügen Sie eine zusätzliche 25 µL der Lambda-Verpackung-Extrakte in das Reaktionsgefäß. Weiterhin die Reaktion bei 30 ° C für 90 min inkubieren.</li>
		<li>500 µL steriler Verdünnungspuffer (10 mM Tris-HCl (pH 8,3), 100 mM NaCl, 10 mM MgCl2) in das Reaktionssystem einfügen und durch Drehen der Röhre Kopf mehrmals vorsichtig mischen. Hinzufügen von 25 µL Chloroform, vorsichtig mischen und Lagerung bei 4 ° C.</li>
		<li>100 µL der verpackten Phagen und 100 µL der Bakterien LE392MP hinzufügen (kultiviert auf 0,8 - 1,0 mit LB-Medium mit 10 mM MgSO4hinzufügen) in einen neuen Schlauch. 15 Minuten bei 37 ° C inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie 200 µL des Phagen-Bakterie Mischung in 4 mL Oftop Agar (LB-Medium + 0,7 % Agar + 10 mM MgSO4, gekühlt bis 48 ° C). Sofort durch Drehen der Röhre Kopf mehrmals mischen und auf einer vorgewärmten (37 ° C) LB-Platte Gießen.</li>
		<li>Über Nacht die Platte bei 37 ° C inkubieren und Bildschirm der λ-ARS317 Plaque mittels PCR und Sequenzierung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>DNA-Substrat Reinigung von flüssigen Lysates11,18<ol>
<li>Wählen Sie eine Plakette in 200 µL steriler DdH2O mit 10 mM MgCl2 und 10 nM CaCl2. Mix mit 200 µL des Bakteriums LE392MP (kultivierten Übernachtung in LB-Medium), und bei 37 ° C für 15 min inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie die Phagen-Bakterium-Mischung in 100 mL NZCYM (10 g/L NZ-Amin, 5 g/L Hefe-Extrakt, 5 g/L NaCl, 1 g/L Casamino Hydrolysat und 2 g/L MgSO4·7H2O) Medium und Kultur für 7 h bei 37 ° C. Fügen Sie 250 µL Chloroform in die Kultur und für weitere 10 Minuten schütteln.</li>
		<li>Übertragen Sie die Kultur in eine 200 mL Flasche. Fügen Sie 5,8 g NaCl (1 M Endkonzentration hinzu), umrühren Sie, von hand lösen und inkubieren Sie für 30 min auf Eis.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie bei 12.000 x g für 10 min bei 4 ° C, die Zelle Ablagerungen zu entfernen. Sammeln des Überstands in ein 200 mL-Flasche und fügen Sie 10 % PEG8000 (m/V). Rühren Sie auflösen durch magnetische rühren Apparat und inkubieren Sie auf Eis für 30 Minuten oder länger.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie bei 12.000 x g für 10 min bei 4 ° C, die Bakteriophagen auszufällen. Den überstand zu entfernen.</li>
		<li>Den Niederschlag in 2 mL Phagen Verdünnungspuffer aufzuwirbeln. In einem 15 mL-Tube übertragen Sie und 10 µL RNase (Endkonzentration ist 20 µg/mL) und 40 µL DNase (Endkonzentration ist 5 µg/mL). Bei 37 ° C für 30 min inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie 2 mL 0,3 M Tris-HCl (pH 9,0), 100 mM EDTA + 1,25 % SDS, 15 µL Proteinase K (Endkonzentration ist 10 µg/mL). Bei 65 ° C für 10 min inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie 2 mL vorgekühlte Kalium Acetat (3 M, pH 4,8) und inkubieren Sie den Schlauch für 10 min auf Eis.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie bei 8.000 x g für 10 min bei 4 ° C, die unlöslichen Materialien zu entfernen.</li>
		<li>Fügen Sie 0,7 X Volumen von Isopropanol in der Überstand. Durch Drehen des Rohres Kopf mehrmals mischen und 2 min bei Raumtemperatur (RT) inkubieren.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie bei 8.000 x g für 10 min bei RT, DNA auszufällen. Den überstand zu entfernen.</li>
		<li>Waschen Sie die DNA, einmal mit 70 % Ethanol durch Zentrifugation bei 8.000 x g für 10 min. Überstands entfernen.</li>
		<li>Eluieren der DNS mit 500 µL TE-Puffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA pH 8.0) sanft, und übertragen Sie die DNA in 1,5 mL-Tube.</li>
		<li>Extrahieren Sie die DNA zweimal mit Phenol: Chloroform durch Zentrifugation bei 8.000 g für 10 Minuten.</li>
		<li>Niederschlag mit 0,7 X Volumen Isopropanol. Durch Drehen der Tube auf den Kopf sanft nach unten und bei 8.000 x g für 10 min zentrifugieren mischen.</li>
		<li>Einmal waschen mit 70 % Ethanol, in 200 µL TE aufzuwirbeln. Die DNA-Konzentration zu messen und bei-20 ° C in 12,5 µg Aliquote speichern.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. λ-ARS317 DNA-Biotinylierungen
<ol><li>Zu phosphorylieren biotinylierte Oligonukleotide (5'-AGGTCGCCGCC-TEG-Biotin-3 ") ergänzen das linke Ende der Native λ DNA, hinzufügen 1 µL (100 µM) von Oligonukleotiden, 7,5 µL DdH2O, 1 µL 10-fach Ligase Puffer und 0,5 µL T4 PNK. Inkubieren Sie die Reaktion bei 37 ° C für 3 h.</li>
	<li>Zu phosphorylieren λ-ARS317, fügen Sie 12,5 µg des λ-ARS317, 3 µL 10-fach Ligase Puffer, 1 µL T4 PNK und DdH2O Gesamtvolumen von 30 µL. brüten die Reaktion bei 37 ° C für 3 h.</li>
	<li>Um Oligonukleotide mit λ-ARS317 glühen, fügen Sie 0,5 µL phosphorylierten Oligonukleotide, 195 µL DdH2O, 25 µL 10 × Ligase Puffer in der phosphorylierten λ-ARS317 Rohr. Mischen Sie vorsichtig, indem Sie das Rohr auf den Kopf drehen und inkubieren Sie bei 65 ° C für 5 min. Drehen Sie den Block Heizung und lassen Sie die Probe auf Abkühlen unter 33 ° C im Block.</li>
	<li>Um Oligonukleotide mit λ-ARS317 verbinden, fügen Sie 1 µL T4 DNA-Ligase und 0,63 µL von ATP (200 mM). Durch das Rohr auf den Kopf drehen vorsichtig mischen und über Nacht bei Raumtemperatur für 2 h oder 4 ° C inkubieren. Lagerung bei 4 ° C für 1 Monat. Hinweis: Um zu vermeiden, die DNA aufbrechen, sollten die Rührschüssel Schritte erfolgen durch sanft das Rohr auf den Kopf drehen, statt der Vermischung mit Pipetten.</li>
</ol>3. Deckglas Reinigung und Funktionalisierung
<ol><li>Deckglas Reinigung<ol>
<li>Platz 20 Deckgläsern in 4 färbeküvetten (5 Deckgläsern/Jar), für 30 Minuten in Ethanol beschallen und Deckgläsern mit hochreinen H2O 3 Mal spülen.</li>
		<li>Für 30 Minuten mit 1 M Kalilauge (KOH) Beschallen Sie, und spülen Sie die Deckgläsern mit hochreinen H2O 3 Mal. Wiederholen Sie Ethanol und KOH Beschallung einmal.</li>
		<li>Beschallen Sie mit Aceton für 30 Minuten und dann gründlich mit hochreinen H2O (mindestens 3 mal). Hinweis: Aceton muss entfernt werden gründlich durch das ausspülen mit hochreinen H2O, weil es eine Explosion verursachen, wenn organische Lösungsmittel (wie Aceton) fälschlicherweise mit der Piranha-Lösung gemischt14.</li>
		<li>Legen Sie die Deckgläsern in Piranha-Lösung (3:1-Mischung aus H2SO4 und 30 % H2O2) und inkubieren Sie bei 95 ° C für 1 h. Hinweis: Piranha Lösung ist sehr energisch und erosive, also mit Vorsicht verwenden. Beim Piranha Lösung vorbereiten, 50 mL von H2O2 zuerst in einen 500-mL-Becherglas hinzufügen, und fügen Sie dann 150 mL H2SO4 langsam in das Becherglas.</li>
		<li>Spülen Sie die Deckgläsern mit hochreinen H2O 5 Mal. Dann waschen Sie jede Deckglas mit hochreinen H2O 3 Becher gefüllt mit hochreinen H2O gründlich mit und trocknen Sie das Deckglas mit Papier vom Rand des Deckglases. Das Deckglas in der Färbung Glas legen und das Deckglas gründlich in einem 110 ° C Ofen für 30 Minuten trocknen.<ol>
<li>Spülen Sie das Deckglas mit Methanol und legen Sie die Färbung Glas in den 110 ° C Backofen wieder auf das Deckglas gründlich trocknen. Hinweis: Das Deckglas gründlich trocknen ist sehr wichtig, weil APTES haben viele möglichen Oberflächenstrukturen, sobald es in Gegenwart von Wasser19ist.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Deckglas Funktionalisierung<ol>
<li>70 mL Silan-Lösung hinzufügen (93 % Methanol, 5 % Essigsäure und 2 % APTES) in jedes Glas, Schrauben Sie die Kappe und lassen das Glas bei Raumtemperatur über Nacht.</li>
		<li>Waschen und Trocknen der Deckgläsern, wie unter Schritt 3.1.5, außer die Deckgläsern gründlich mit Stickstoffgas anstatt sie im Ofen trocknen.</li>
		<li>150 mg mPEG (Methoxy Polyethylenglykol) und 6 mg Biotin-PEG (Biotin-Polyethylenglykol) in 1 mL der 0,1 M frisch gekochten Nahco33 (pH 8,2) gründlich auflösen. Dann Zentrifuge mit 17, 000 X g für 1 min um unlösliche Stöpsel entfernen. Hinweis: Frisch zubereitete Nahco33 ist fertig. Es gibt keine Notwendigkeit, den pH-Wert zu justieren.</li>
		<li>Die silanisiert Deckgläsern in Boxen, legen Sie und zwei kleine Deckgläsern oben auf beiden Enden des silanisiert Deckgläsern. Pipette 100 µL der PEG-Lösung in der Mitte des silanisiert Deckglas, und oben ein weiteres silanisiert deckgläschen auflegen.</li>
		<li>Fügen Sie einige ultrapure H2O im Feld um es feucht zu halten und inkubieren Sie Deckgläsern mit PEG-Lösung für mindestens 3 Stunden im Dunkeln. Eine Inkubation über Nacht kann so gut funktionieren.</li>
		<li>Trennen Sie Deckglas Paare halten Sie die funktionalisierten Oberflächen Gesicht mit, spülen Sie die Deckgläsern mit hochreinen H2O ausführlich und trocknen Sie sie mit Stickstoffgas.</li>
		<li>Markieren Sie die funktionalisierten Seite von Deckgläsern auf eine der Ecken mit einem Filzstift, halten die funktionalisierten Seite aufgedeckt, legen Sie sie in Kisten und speichern die Felder im Vakuum Exsikkator für 1 Monat.</li>
		<li>Um den Deckgläsern für eine längere Zeit zu speichern, legen Sie ein Deckglas in ein 50 mL-Tube gebohrt mit einem Loch auf seine Kappe, dann habe das Rohr in eine Plastiktüte und verschließen der Tasche mit einem Vakuumiergerät. Auf diese Weise können die Deckgläsern bei-20 ° C ca. 3 Monate gespeichert werden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(4) Zelle Fließmontage
<ol><li>Schneiden Sie einen 15 mm × 2 mm Kanal in der Mitte ein Stück doppelseitiges Klebeband (30 mm × 12 mm) mit einem Puncher.</li>
	<li>Die Papierseite des doppelseitigen Klebebandes ziehen Sie ab und fügen Sie ihn auf dem Objektträger mit zwei Löchern. Drücken Sie, um Luftblasen zu entfernen. Basierend auf unserer Erfahrung, ist es einfacher, die Luftblasen zu entfernen, durch die Papierseite als die Kunststoffteile auf der Seite des doppelseitigen Klebebandes abziehen.</li>
	<li>Schneiden Sie ein funktionalisierten Deckglas (60 mm × 24 mm) in vier Stücke (30 mm × 12 mm) mit einem Glas diamantbestückte scribe, und entfernen Sie den Schmutz mit Stickstoffgas. Beachten Sie, dass die funktionalisierten Seite nach oben.</li>
	<li>Die Kunststoffteile auf der Seite des doppelseitigen Klebebandes ziehen Sie ab, und fügen Sie die Folie auf die funktionalisierten Deckglas. Drücken Sie sanft, um Luftblasen zwischen dem Deckglas und das Band zu entfernen. Entfernen von Luftblasen gründlich Schütze die Durchflusszelle Austritt während Puffer gepumpt wurden.</li>
	<li>Legen Sie Einlass und Auslass-Schlauch bzw. in kleine und große Löcher. Befestigen Sie den Schlauch mit Epoxy.</li>
	<li>20 µL Streptavidin (0,2 mg/mL) in die Messzelle mit einer Spritze manuell Pumpen und 10 min bei RT inkubieren. Dann Pumpen Sie blockierende Puffer10 in Durchflusszelle Streptavidin ersetzen, und bei Zimmertemperatur aufbewahren.</li>
</ol>5. Einzelmolekül-Visualisierung
<ol><li>Erhalten Sie die fokale Ausrichtung der rot-dunkelrote mit A5 auf der Fluoreszenz-Mikroskop Test Folie #1 durch gleichzeitige Erregung mit 532 nm Laser und 640 nm Laser. Dual Wellenlänge Bilder mit Aufteilung der Optik (siehe Tabelle der Materialien) zu produzieren.</li>
	<li>Das Mikroskop setzen Sie die Durchflusszelle auf und schließen Sie ihre Auslass-Schlauch an eine längere Schläuche anschließen mit einer 10 mL-Feder auf einer automatischen Aufguss/Rücktritt programmierbaren Pumpe installiert. Hinweis: Pumpen Puffer in der Messzelle unter bedeutet Rückzug Puffer aus den Zulauf-Schlauch der Durchflusszelle an der Spritze erwähnt.</li>
	<li>Pumpen Sie blockierende Puffer mit 500 µL/min in der Durchflusszelle Luft schnell entfernen und sicherstellen, dass der Puffer in der Messzelle entsperrt ist. Dann Pumpen des blockierenden Puffers mit 200 µL/min in der Messzelle und drehen Sie den Ausgang Schlauch um Luftblasen aus den Zulauf-Schlauch und die Durchflusszelle gründlich zu entfernen. Hinweis: Alle Puffer in der Messzelle gepumpt sollte für mindestens 15 Minuten vor dem Gebrauch in einem Vakuum Exsikkator entgast werden.</li>
	<li>Fügen Sie 0,5 µL biotinylierte λ-ARS317 DNA in 80 µL blocking-Puffer, und in der Messzelle mit 25 µL/min 2 min Pumpen. Λ-ARS317 DNA mit 200 µL blocking-Puffer mit einer Rate von 50 µL/min, dann bündig.</li>
	<li>Pump 200 µL Puffer10 zu binden, mit einer Rate von 50 µL/min, den blocking-Puffer in der Messzelle zu entfernen.</li>
	<li>Hinzufügen von 0,2 µL Streptavidin beschichteten Qdot705 (1 µM) und 0,2 µL biotinylierte ORC (1,2 µM) in ein Gefäß und in 5 min bei Raumtemperatur inkubieren. Dann fügen Sie 20 µL Puffer in das Rohr zu binden, und legen Sie ihn auf Eis. Die Endkonzentration von ORC-Qdot705 ist etwa 10 nM.</li>
	<li>Fügen Sie 2 µL der ORC-Qdot705 (10 nM), 1 µL von DVB-t (100 mM), 1 µL von ATP (200 mM) in 96 µL Bindung Puffer. Die Endkonzentration von ORC-Qdot705 ist 0,2 nM.</li>
	<li>Pumpen Sie 20 µL 0,2 nM ORC-Qdot705 mit einer Rate von 10 µL/min in der Messzelle. Der übermäßige ORC-Qdot705 mit 200 µL Puffer Bindung mit einer Rate von 100 µL/min spülen. Dann Pumpen Sie Bindung Puffer mit 30 nM SYTOX Orange in der Messzelle, DNA-Substrate mit einer Rate von 100 µL/min zu beflecken.</li>
	<li>Das ORC-Qdot-705 -Signal begeistern und SYTOX Orange gefärbten DNA-Signal mit einem 405 nm-Laser und 532 nm Laser, beziehungsweise. Beobachten Sie die Signale gleichzeitig mit 100 µL/min-Fluss mit einem Quad-Band-Bandpass-Filter (FF01-446/510/581/703-25) und zeichnen Sie die Bilder vom EM-CCD mit 100 ms pro Frame. Sammeln Sie 20 Bild-Stacks aus verschiedenen Bereichen.</li>
</ol>(6) Datenanalyse
<ol><li>Zuschneiden der Bilder mit dem Fidschi-Software mit einer neuen Plugin, welches von uns geändert wird auf der Image-Plugin (OI_cut_RGBmerge basiert) von Dr. Ron Vale Lab an der University of California, San Francisco entwickelt.<ol>
<li>Schneiden Sie einen Stapel von Bildern (512 × 512 Pixel) in zwei Stapel von Bildern (256 × 256 Pixel). Einer ist ein 532 nm laser-spannendes Ergebnis, und das andere ist ein 405 nm laser-spannenden Ergebnis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verarbeiten Sie 61 aufeinander folgenden Bildern mit Fidschi-Bild-Stapel-Z-Projekt (mittlere Intensität).</li>
	<li>Messen Sie die Länge der DNA (LDNA) und der Abstand von der Website des ORC-Qdot705 (LORC) Bindung an DNA an der DNS angebunden Ende manuell.</li>
	<li>Berechnet das Ergebnis LORC/lDNA mit excel, analysieren Sie die Daten mithilfe der bootstrap-Methode von R, dann das Histogramm zu erstellen und Gaußsche Verteilungen zu passen.</li>
</ol>

<ol><li>Fu, Y. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+Bypass+of+a+Lagging+Strand+Roadblock+by+the+Eukaryotic+Replicative+DNA+Helicase%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Selective Bypass of a Lagging Strand Roadblock by the Eukaryotic Replicative DNA Helicase.</a> Cell. 146 (6), 930-940 (2011).</li>
<li>Qi, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+sequence+alignment+by+microhomology+sampling+during+homologous+recombination%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">DNA sequence alignment by microhomology sampling during homologous recombination.</a> Cell. 160 (5), 856-869 (2015).</li>
<li>Chong, S., Chen, C., Ge, H., Xie, X. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+transcriptional+bursting+in+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Mechanism of transcriptional bursting in bacteria.</a> Cell. 158 (2), 314-326 (2014).</li>
<li>Wegner, K. D., Hildebrandt, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantum+dots%3A+bright+and+versatile+in+vitro+and+in+vivo+fluorescence+imaging+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Society+Reviews%22%5BJournal%5D)">Quantum dots: bright and versatile in vitro and in vivo fluorescence imaging biosensors.</a> Chemical Society Reviews. 44 (14), 4792-4834 (2015).</li>
<li>Gao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+molecular+and+cellular+imaging+with+quantum+dots%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+biotechnology%22%5BJournal%5D)">In vivo molecular and cellular imaging with quantum dots.</a> Current opinion in biotechnology. 16 (1), 63-72 (2005).</li>
<li>Sternberg, S. H., Redding, S., Jinek, M., Greene, E. C., Doudna, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+interrogation+by+the+CRISPR+RNA-guided+endonuclease+Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">DNA interrogation by the CRISPR RNA-guided endonuclease Cas9.</a> Nature. 507 (7490), 62(2014).</li>
<li>Lee, J. Y., Finkelstein, I. J., Arciszewska, L. K., Sherratt, D. J., Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+imaging+of+FtsK+translocation+reveals+mechanistic+features+of+protein-protein+collisions+on+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+cell%22%5BJournal%5D)">Single-molecule imaging of FtsK translocation reveals mechanistic features of protein-protein collisions on DNA.</a> Molecular cell. 54 (5), 832-843 (2014).</li>
<li>Wang, H., Tessmer, I., Croteau, D. L., Erie, D. A., Van Houten, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+characterization+and+atomic+force+microscopy+of+a+DNA+repair+protein+conjugated+to+a+quantum+dot%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+letters%22%5BJournal%5D)">Functional characterization and atomic force microscopy of a DNA repair protein conjugated to a quantum dot.</a> Nano letters. 8 (6), 1631-1637 (2008).</li>
<li>Redding, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+and+processing+of+foreign+DNA+by+the+Escherichia+coli+CRISPR-Cas+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Surveillance and processing of foreign DNA by the Escherichia coli CRISPR-Cas system.</a> Cell. 163 (4), 854-865 (2015).</li>
<li>Xue, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilizing+Biotinylated+Proteins+Expressed+in+Yeast+to+Visualize+DNA-Protein+Interactions+at+the+Single-Molecule+Level%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+microbiology%22%5BJournal%5D)">Utilizing Biotinylated Proteins Expressed in Yeast to Visualize DNA-Protein Interactions at the Single-Molecule Level.</a> Frontiers in microbiology. 8, 2062(2017).</li>
<li>Duzdevich, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamics+of+eukaryotic+replication+initiation%3A+origin+specificity%2C+licensing%2C+and+firing+at+the+single-molecule+level%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+cell%22%5BJournal%5D)">The dynamics of eukaryotic replication initiation: origin specificity, licensing, and firing at the single-molecule level.</a> Molecular cell. 58 (3), 483-494 (2015).</li>
<li>Hughes, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+single-molecule+imaging+reveals+a+direct+interaction+between+UvrC+and+UvrB+on+DNA+tightropes%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+acids+research%22%5BJournal%5D)">Real-time single-molecule imaging reveals a direct interaction between UvrC and UvrB on DNA tightropes.</a> Nucleic acids research. 41 (9), 4901-4912 (2013).</li>
<li>Kad, N. M., Wang, H., Kennedy, G. G., Warshaw, D. M., Van Houten, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collaborative+dynamic+DNA+scanning+by+nucleotide+excision+repair+proteins+investigated+by+single-molecule+imaging+of+quantum-dot-labeled+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+cell%22%5BJournal%5D)">Collaborative dynamic DNA scanning by nucleotide excision repair proteins investigated by single-molecule imaging of quantum-dot-labeled proteins.</a> Molecular cell. 37 (5), 702-713 (2010).</li>
<li>Chandradoss, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+Passivation+for+Single-molecule+Protein+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Jove-Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surface Passivation for Single-molecule Protein Studies.</a> Jove-Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).</li>
<li>Chen, X. Q., Zhao, E. S., Fu, Y. V. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2095927317301020">Using single-molecule approach to visualize the nucleosome assembly in yeast nucleoplasmic extracts.</a> Science Bulletin. 62 (6), 399-404 (2017).</li>
<li>Yardimci, H., Loveland, A. B., van Oijen, A. M., Walter, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+analysis+of+DNA+replication+in+Xenopus+egg+extracts%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Single-molecule analysis of DNA replication in Xenopus egg extracts.</a> Methods. 57 (2), 179-186 (2012).</li>
<li>Tanner, N. A., Loparo, J. J., van Oijen, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+single-molecule+DNA+replication+with+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Visualizing single-molecule DNA replication with fluorescence microscopy.</a> Journal of visualized experiments: JoVE. (32), (2009).</li>
<li>Lockett, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+bacteriophage+%CE%BB+DNA+purification+procedure+suitable+for+the+analysis+of+DNA+from+either+large+or+multiple+small+lysates%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+biochemistry%22%5BJournal%5D)">A bacteriophage λ DNA purification procedure suitable for the analysis of DNA from either large or multiple small lysates.</a> Analytical biochemistry. 185 (2), 230-234 (1990).</li>
<li>Smith, E. A., Chen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+prevent+the+loss+of+surface+functionality+derived+from+aminosilanes%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">How to prevent the loss of surface functionality derived from aminosilanes.</a> Langmuir. 24 (21), 12405-12409 (2008).</li>
<li>Kim, Y., Torre, A., Leal, A. A., Finkelstein, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+modification+of+%CE%BB-DNA+substrates+for+single-molecule+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Efficient modification of λ-DNA substrates for single-molecule studies.</a> Scientific reports. 7 (1), 2071(2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um die Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und die ortspezifisch modifizierte λ-DNA mit Hilfe der TIRFM in einer Durchflusszelle beobachten. Die notwendigen Schritte sind standortspezifische Modifikation der DNA Substrat, DNA biotinylierungen Deckglas Reinigung und Funktionalisierung, Durchflusszelle Vorbereitung und Einzelmolekül-Bildgebung. Es gibt zwei wichtige Punkte, die beachtet werden sollten. Zunächst werden alle Schritte mit λ-DNA sanft manipuliert werden sollten...

Wechselwirkungen zwischen Proteinen und DNA sind entscheidend für viele komplexe biologische Prozesse, wie DNA-Replikation, DNA-Reparatur und Transkription. Obwohl konventionelle Ansätze die Eigenschaften dieser Prozesse beleuchten haben, sind viele wichtige Mechanismen noch unklar. Vor kurzem, wurden einige der Mechanismen, mit den sich rasch entwickelnden Einzelmolekül-Techniken, adressierte1,2,3.
Die Anwendung der Einzelmolekül-Fluoreszenz-Mikroskopie auf DNA-Protein Interaktionen in Echtzeit vor allem Visualisierung hängt von der Entwicklung der Fluoreszenz-Detektion und fluoreszierende Sonden. Für ein einzelnes Molekül-Studie ist es wichtig, mit einer geeigneten fluoreszierende Sonde Proteins des Interesses zu kennzeichnen, da Fluoreszenz-Detection-Systeme meist im Handel erhältlich sind.
Fluoreszierende Proteine werden häufig in der Molekularbiologie verwendet. Jedoch beschränken die niedrige fluoreszierende Helligkeit und Stabilität gegen Immunofluoreszenz ihre Anwendung in vielen Einzelmolekül-Assays. Quantenpunkte (Qdots) sind winzige Leuchtdioden Nanopartikel4. Aufgrund ihrer einzigartigen optischen Eigenschaften Qdots sind 10 - 20 mal heller und mehrere tausend Mal stabiler als die verbreitete organische Farbstoffe5. Darüber hinaus haben Qdots eine große Stokes Shift (die Differenz zwischen der Position der Anregung und Emission Gipfel)5. So kann Qdots verwendet werden, für langjährige Beobachtung (Minuten bis Stunden) und Aufnahme von Bildern mit hohen Signal-Rausch-Verhältnis, während sie in der quantitativen Assays verwendet werden können.
Bisher gibt es zwei Ansätze, ein Zielprotein mit Qdots ortspezifisch zu kennzeichnen: Kennzeichnung mit Hilfe von Qdot konjugiert primäre oder sekundäre Antikörper6,7,8; oder das Zielprotein mit Qdots direkt, die basiert auf der starken Wechselwirkung zwischen Biotin und Streptavidin9,10,11,12,13Kennzeichnung. Streptavidin-beschichteten Qdots sind im Handel erhältlich. In unserer aktuellen Studie ortspezifisch biotinylierte Proteine in der angehenden Hefe mit hohem Wirkungsgrad durch co-Überexpression von BirA und Avi-markierten Proteinen gereinigt wurden in Vivo10. Durch die folgenden und Optimierung der Einzelmolekül-Assays14,15,16,17beobachteten wir die Wechselwirkungen zwischen Qdot-markierten Proteinen und DNA Einzelmolekül Ebene mit TIRFM10.
Hier wählen wir die angehenden Hefe Herkunft Anerkennung Komplex (ORC), die spezifisch erkennen und Binden an die autonom replizierende Sequenz (ARS), als unser Protein des Interesses. Das folgende Protokoll stellt eine schrittweise Anleitung zur Visualisierung der Interaktion des Qdot-Label ORKS mit ARS mit TIRFM. Die Herstellung der ortspezifisch modifizierte DNA Substrat, die DNA-biotinylierungen, Deckglas Reinigung und Funktionalisierung, Durchflusszelle Versammlung und der Einzelmolekül-Bildgebung sind beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Lambda DNA</td><td>New England Biolabs</td><td>N3011</td><td>Store 25 &mu; L aliquotiert bei -20 & ordm;C.</td></tr><tr><td>XhoI Enzym</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>FD0694</td><td></td></tr><tr><td>Schnellfusionsklonierungskit</td><td>Biotool</td><td>B22611</td><td></td></tr><tr><td>MaxPlax Lambda Verpackung Extrakte</td><td>Epicentre</td><td>MP5110</td><td>Bakterienstamm LE392MP ist in diesem Paket enthalten.</td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10013092</td><td>Jede Marke ist akzeptabel.</td></tr><tr><td>Tris</td><td>Amresco</td><td>0497-5KG</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Beijing Chemical Works</td><td>N/A</td><td>Jede Marke ist akzeptabel.</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10012818</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Beijing Chemical Works</td><td>N/A</td><td>Jede Marke ist akzeptabel.</td></tr><tr><td>NZ-Amin</td><td>Amresco</td><td>J853-250G</td><td></td></tr><tr><td>Casaminosäuren</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>22090-500G</td><td></td></tr><tr><td>PEG8000</td><td>Beyotime</td><td>ST483</td><td></td></tr><tr><td>Magnetrührgerät</td><td>IKA</td><td>KMO2 basic</td><td></td></tr><tr><td>15 mL Eppendorf Röhrchen</td><td>Eppendorf</td><td>30122151</td><td>15 mL, steril, los, 500 Stück</td></tr><tr><td>Rnase</td><td>SIGMA</td><td>R4875-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Dnase</td><td>SIGMA</td><td>D5319-500UG</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Amresco</td><td>0706-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Biotinylierte Primer</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>T4 DNA-Ligase, T4 DNA-Ligase, Reaktionspuffer (10x)</td><td>New England Biolabs</td><td>M0202</td><td></td></tr><tr><td>Deckglas</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>22266882</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>10009259</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumhydroxid (KOH)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>306568-100G</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A949-4</td><td></td></tr><tr><td>H2SO4</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>80120891</td><td>Schwefelsäure</td></tr><tr><td>H2O2</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10011218</td><td>30% Wasserstoffperoxid</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>322415-2L</td><td></td></tr><tr><td>Essigsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V900798</td><td></td></tr><tr><td>APTES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3648</td><td></td></tr><tr><td>mPEG (Methoxy-Polyethylenglykol)</td><td>Lysan</td><td>mPEG-SVA-5000</td><td></td></tr><tr><td>Biotin-PEG (Biotin-Polyethylenglykol)</td><td>Lysan</td><td>Biotin-PEG-SVA-5000</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31437-500G</td><td></td></tr><tr><td>Vakuumexsikkator</td><td>Tianjin Branch Billion Lung Experimental Equipment Co., Ltd.</td><td>IPC250-1</td><td></td></tr><tr><td>Vakuumierer</td><td>MAGIC SEAL</td><td>WP300</td><td></td></tr><tr><td>Glasritzer mit Diamantspitze</td><td>ELEKTRONENMIKROSKOPIE SCIENCES</td><td>70036</td><td></td></tr><tr><td>Glasschieber</td><td>Segel Marke</td><td>7101</td><td></td></tr><tr><td>Einlassschlauch</td><td>SCI (Scientific Commodties INC.)</td><td>BB31695-PE/2</td><td>Innendurchmesser 0,38 mm; Außendurchmesser 1,09 mm.</td></tr><tr><td>Auslassschlauch</td><td>SCI (Scientific Commodties INC.)</td><td>BB31695-PE/4</td><td>Innendurchmesser 0,76 mm; Außendurchmesser 1,22 mm.</td></tr><tr><td>Doppelseitiges Klebeband</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>GBL620001-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Epoxidharz</td><td>LEAFTOP</td><td>9005</td><td>fünf Minuten Epoxidharz</td></tr><tr><td>Streptavidin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4762</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop</td><td>Olympus</td><td>IX71</td><td></td></tr><tr><td>Infusion/Entnahme programmierbare Pumpe</td><td>Harvard-Gerät</td><td>70-4504</td><td></td></tr><tr><td>532 nm Laser</td><td>Coherent</td><td>Sapphire-532-50</td><td></td></tr><tr><td>640 nm Laser</td><td>Coherent</td><td>OBIS-640-100</td><td></td></tr><tr><td>EMCCD Kamera</td><td>Andor</td><td>DU-897E-CS0-BV</td><td></td></tr><tr><td>W-View Gemini Imaging Splitting Optics</td><td>Hamamatsu Photonics K.K.</td><td>A12801-01</td><td></td></tr><tr><td>TIRF-Beleuchtungssystem</td><td>Olympus</td><td>IX2-RFAEVA2</td><td></td></tr><tr><td>60-fach; TIRF-Objektiv</td><td>Olympus</td><td>APON60XOTIRF</td><td></td></tr><tr><td>Quad-Edge Laser dichroit Strahlteiler</td><td>Semrock</td><td>Di01-R405/488/ 532/635-25x36</td><td></td></tr><tr><td>Quad-Band-Bandpassfilter</td><td>Semrock</td><td>FF01-446/510/ 581/703-25</td><td></td></tr><tr><td>dichroitischer Strahlteiler</td><td>Semrock</td><td>FF649-Di01-25x36</td><td></td></tr><tr><td>Emissionsfilter</td><td>Chroma Technology Corp</td><td>ET585/65m</td><td></td></tr><tr><td>Emissionsfilter</td><td>Chroma Technology Corp</td><td>ET665lp</td><td></td></tr><tr><td>FocalCheck Fluoreszenz, Mikroskop Test Slide #1</td><td>Thermo Fisher</td><td>Scientific F36909</td><td></td></tr><tr><td>SYTOX Orange</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>S11368</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705 Streptavidin Konjugat</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Q10163MP</td><td>Store um 4 &ordm; C, nicht einfrieren.</td></tr><tr><td>ATP</td><td>Amresco</td><td>0220-25G</td><td>Bereiten Sie 200 mM ATP-Lösung mit ddH2O vor, stellen Sie den pH-Wert auf 7,0 ein und lagern Sie 10 μm; L aliquotiert bei -20 & ordm;C.</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Amresco</td><td>M109-5G</td><td>Bereiten Sie 1 M Lösung mit ddH2O vor und lagern Sie 10 μ; l aliquotiert bei -20 °C.</td></tr></tbody></table>

visualisierung der interaktion zwischen dem qdot-markierten protein und ortspezifisch modifizierte λ-dna auf der einzelmolekül-ebene

Visualizing the Interaction Between the Qdot-labeled Protein and Site-specifically Modified &#955; DNA at the Single Molecule Level

Die Fluoreszenz-Mikroskopie hat große Beiträge geleistet, in die Mechanismen der komplexe biologische Prozesse auf der Ebene des einzelnen Moleküls sezieren. In Einzelmolekül-Assays für die DNA-Protein Interaktionen zu studieren, gibt es zwei wichtige Faktoren für die Prüfung: die DNA-Substrat mit genügend Länge für einfache Beobachtung und Kennzeichnung ein Protein mit einer geeigneten fluoreszierende Sonde. 48,5 kb λ-DNA ist ein guter Kandidat für die DNA-Substrat. Quantenpunkte (Qdots), können als eine Klasse von fluoreszierenden Sonden, langjähriger Beobachtung (Minuten bis Stunden) und qualitativ hochwertige Bilderfassung. In diesem Papier stellen wir ein Protokoll, um DNA-Protein Interaktionen Ebene der Einzelmolekül-Studie umfasst eine ortspezifisch modifizierte λ DNA Vorbereitung und Kennzeichnung ein Zielprotein mit Streptavidin-beschichteten Qdots. Für ein Proof of Concept wir wählen Sie ORC (Herkunft Erkennung komplexer) in angehende Hefe als ein Protein des Interesses und seiner Interaktion mit einer ARS (autonom replizierende Sequenz) mit TIRFM zu visualisieren. Im Vergleich mit anderen fluoreszierenden Sonden, Qdots haben offensichtliche Vorteile in Einzelmolekül-Studien aufgrund seiner hohen Stabilität gegen Immunofluoreszenz, aber es sei darauf hingewiesen, dass diese Eigenschaft die Anwendung in der quantitativen Assays schränkt.

Um die Interaktion zwischen ORC Qdot beschriftet und die ARS zu visualisieren, errichteten wir zuerst das λ-ARS317 DNA-Substrat. Ein DNA-Fragment mit ARS317 wurde integriert in XhoI Seite (33,5 kb) der native λ-DNA durch homologe Rekombination (Abbildung 1A). Die Rekombination Produkt wurde verpackt mit Extrakten und die verpackten Phagen Partikel auf LB-Platten (Abbildung 1 b) kultiviert wurden. Die positive Phagen-Plaq...

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur DNA-Protein Interaktionen durch Totalreflexion Fluoreszenz-Mikroskopie (TIRFM) mit ein ortspezifisch modifizierte λ-DNA-Substrat und einem Quantenpunkt beschriftet Protein zu studieren.

Visualisierung der Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und ortspezifisch modifizierte λ-DNA auf der Einzelmolekül-Ebene

The fluorescence microscopy&#160;has made great contributions in dissecting the mechanisms of complex biological processes at the single molecule level. ...

Diese Methode kann helfen, die Schlüsselfragen auf dem Gebiet der Einzelmolekül-Bildgebung von DNA-Protein-Interaktionen wie DNA-Replikation, Genreparatur und Aufrechterhaltung der Chromosomenstruktur zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass man modifizierte Lambda-DNA mit hohem Kollagengehalt erhalten und dann die markierten Proteine schnell aushärten kann. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da die Montageschritte der Durchflusszellen schwer zu erlernen sind.Um die Deckgläser zu reinigen, legen Sie 20 Deckgläser in vier Färbegläser, gießen Sie Ethanol hinein und beschallen Sie sie 30 Minuten lang in Ethanol. Spülen Sie dann die Deckgläser dreimal mit Reinstwasser ab. Anschließend beschallen Sie die Deckgläser 30 Minuten lang mit einem molaren Kaliumhydroxid und spülen Sie die Deckgläser dreimal mit Reinstwasser ab.Wiederholen Sie dann einmal die Beschallung mit Ethanol und Kaliumhydroxid. Beschallen Sie die Deckgläser 30 Minuten lang mit Aceton und spülen Sie sie dann gründlich mit Reinstwasser ab. Legen Sie nun die Deckgläser in die Piranha-Lösung und inkubieren Sie eine Stunde lang bei 95 Grad Celsius.Spülen Sie die Deckgläser nach der Inkubation fünfmal mit Reinstwasser ab. Waschen Sie dann jedes Deckglas ausgiebig mit Reinstwasser. Trocknen Sie das Deckglas mit Papier an der Kante ab und legen Sie es in ein Fleckenglas.Trocknen Sie das Deckglas gründlich in einem 110 Grad Celsius heißen Ofen. Spülen Sie nun das Deckglas mit Methanol aus und stellen Sie dann das Färbeglas wieder in den 110 Grad Celsius heißen Ofen, um das Deckglas zu trocknen. Um eine Deckglas-Funktionalisierung durchzuführen, geben Sie 70 Milliliter Silanlösung in jedes Glas, schrauben Sie den Deckel auf und lassen Sie das Glas über Nacht bei Raumtemperatur stehen.Waschen Sie die Deckgläser mit drei Bechergläsern, die mit Reinstwasser gefüllt sind. Trocknen Sie die Deckgläser gründlich mit Stickstoffgas. 150 Milligramm Methoxy-PEG und sechs Milligramm Biotin-PEG werden in einem Milliliter frisch zubereitetem 0,1 molaren Natriumbicarbonat gelöst.Eine Minute lang bei 17.000 g zentrifugieren, um unlösliche PEGs zu entfernen. Pipettieren Sie nun 100 Mikroliter PEG-Lösung auf die Mitte des silanisierten Deckglases und legen Sie ein weiteres silanisiertes Deckglas darauf. Inkubieren Sie die Deckgläser mindestens drei Stunden lang im Dunkeln mit PEG-Lösung.Trennen Sie die Deckglaspaare und halten Sie die funktionalisierte Oberfläche nach oben. Spülen Sie die Deckgläser ausgiebig mit Reinstwasser ab und trocknen Sie sie mit Stickstoffgas ab. Markieren Sie nun die funktionalisierte Seite der Deckgläser an einer der Ecken mit einem Filzstift.Legen Sie ein Deckglas in ein 50-Milliliter-Röhrchen, das mit einem Loch an der Kappe gebohrt ist. Legen Sie das Röhrchen in eine Plastiktüte, verschließen Sie den Beutel mit einem Vakuumierer und lagern Sie ihn bei minus 20 Grad Celsius. Um die Durchflusszelle zusammenzubauen, schneiden Sie mit einem Locher einen Kanal in der Mitte eines Stücks doppelseitigem Klebeband ab.Ziehe die Papierseite des doppelseitigen Klebebandes ab und klebe es auf eine Glasseite mit zwei Löchern. Es ist einfacher, Luftblasen durch Abziehen der Papierseite zu entfernen als die Kunststoffseite des doppelseitigen Klebebandes. Drücken Sie auf das Klebeband, um Luftblasen zu entfernen.Schneiden Sie dann ein funktionalisiertes Deckglas mit einem diamantbestückten Glasstift in vier Stücke und entfernen Sie den Schmutz mit Stickstoffgas, wobei Sie die funktionalisierte Seite nach oben halten. Ziehen Sie die Kunststoffseite des doppelseitigen Klebebandes ab und kleben Sie die Folie auf das funktionalisierte Deckglas. Drücken Sie vorsichtig, um Luftblasen zwischen dem Deckglas und dem Klebeband zu entfernen.Durch die gründliche Entfernung von Luftblasen kann die Durchflusszelle vor Undichtigkeiten geschützt werden, während Puffer in die Durchflusszelle gepumpt werden. Führen Sie nun den Zulaufschlauch in das kleine Loch ein und führen Sie den Auslassschlauch in das große Loch ein. Fixieren Sie den Schlauch mit Epoxidharz.Pumpen Sie manuell 20 Mikroliter 0,2 Milligramm Streptavidin pro Milliliter mit einer Spritze in die Durchflusszelle und inkubieren Sie sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur. Pumpen Sie dann den Blockierungspuffer in die Durchflusszelle, um Streptavidin zu ersetzen und bei Raumtemperatur zu halten. Die fokale Ausrichtung von Rot und Fernrot mit A5 auf dem Fluoreszenzmikroskop-Testobjektträger Nummer eins wird durch gleichzeitige Anregung mit einem 532-Nanometer-Laser und einem 640-Nanometer-Laser ermittelt.Erzeugen Sie Bilder mit zwei Wellenlängen mit Splitting-Optik. Platzieren Sie die Durchflusszelle auf dem Mikroskop und verbinden Sie den Auslassschlauch mit einem längeren Schlauch, der mit einer 10-Milliliter-Feder verbunden ist, die an einer programmierbaren Pumpe mit automatischer Infusionsentnahme installiert ist. Entfernen Sie Luftblasen in der Durchflusszelle, indem Sie den Blockierungspuffer einspritzen und den Auslassschlauch umdrehen.Fügen Sie 0,5 Mikroliter biotinylierte Lambda-ARS317-DNA in 80 Mikroliter Blockpuffer hinzu. Pumpen Sie das vorbereitete Gemisch zwei Minuten lang mit 25 Mikrolitern pro Minute in die Durchflusszelle. Spülen Sie dann die Lambda-ARS317-DNA mit 200 Mikrolitern Blockierungspuffer mit einer Geschwindigkeit von 50 Mikrolitern pro Minute.Pumpen Sie nun 200 Mikroliter Bindungspuffer mit einer Geschwindigkeit von 50 Mikrolitern pro Minute, um den blockierenden Puffer in der Durchflusszelle zu entfernen. Als nächstes fügen Sie zwei Mikroliter ORC-Qdot705, einen Mikroliter DTT und einen Mikroliter ATP in 96 Mikroliter Bindungspuffer hinzu. Die Endkonzentration von ORC-Qdot705 beträgt 0,2 Nanomolar.Nach dem Pumpen des Bindungspuffers, wie im Textprotokoll beschrieben, pumpen Sie 20 Mikroliter der vorbereiteten ORC-Qdot705-Lösung mit einer Geschwindigkeit von 10 Mikrolitern pro Minute in die Durchflusszelle. Spülen Sie überschüssiges ORC-Qdot705 mit 200 Mikrolitern Bindungspuffer mit einer Geschwindigkeit von 100 Mikrolitern pro Minute aus. Pumpen Sie dann Bindungspuffer mit 30 nanomolaren SYTOX Orange in die Durchflusszelle, um DNA-Substrate mit einer Geschwindigkeit von 100 Mikrolitern pro Minute zu färben.Stimulieren Sie schließlich das ORC-Qdot705-Signal mit einem 405-Nanometer-Laser und regen Sie das SYTOX Orange-gefärbte DNA-Signal mit einem 532-Nanometer-Laser an. Beobachten Sie die Signale gleichzeitig mit einem Durchfluss von 100 Mikrolitern pro Minute mit einem Quad-Band-Bandpassfilter. Nehmen Sie die Bilder per EMCCD mit 100 Millisekunden pro Frame auf.Die Abbildung des DNA-Substrats lambda-ARS317 ist hier dargestellt. Qdot705-markierter ORC wurde mit einem 405-Nanometer-Laser angeregt. Die mit SYTOX Orange gefärbte DNA wurde mit einem 532-Nanometer-Laser angeregt.Das zusammengeführte Ergebnis deutet darauf hin, dass Qdot705-markiertes ORC an ARS317 bindet. Das Ergebnis der ORC-Bindungsverteilung an lambda-ARS317-DNA zeigt, dass ORC mit einer hohen Häufigkeit an ARS317 bindet. Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie die Einzelmolekül-FRET durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu Protein-Protein-Wechselwirkungen und Proteindynamik zu beantworten.Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Einzelmolekül-Fluoreszenzbildgebung, um DNA-Protein-Wechselwirkungen in rekonstituierten Systemen der DNA-Replikation und DNA-Reparatur in vitro zu untersuchen. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Piranha-Lösung äußerst gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Gesichtsschutzmasken bei der Durchführung dieses Verfahrens immer getroffen werden sollten.

visualizing-interaction-between-qdot-labeled-protein-site

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wir präsentieren ein neuartiges und leistungsfähige Integration der Nanophotonik (QD-FRET) und Mikrofluidik, um die Bildung von Polyelektrolyt Polyplexe, die voraussichtlich zu einer besseren Kontrolle und die Synthese von einheitlichen und anpassbare Polyplexe für zukünftige Nukleinsäure-basierten Therapeutika bieten ist zu untersuchen.

Die Kombination QD-FRET-und Mikrofluidik, um DNA Nanocomplex Self-Assembly in Real-Time Monitor

Dieses Video beschreibt eine Methode, um die Assemblierung von Fusionsprotein-Kondensaten auf DNA-Molekülen an bestimmten Loci mit Hilfe von Einzelmolekül-Bildgebung zu visualisieren. Diese Kondensate werden durch LCD-LCD- und LCD-DBD-Wechselwirkungen gebildet, die die Rekrutierung von RNA-Polymerase II und eine verbesserte Gentranskription ermöglichen.

Einzelmolekül-Bildgebung zur Visualisierung der Ansammlung von Fusionsprotein-Kondensaten auf DNA-Vorhängen

Photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie (PALM), kombiniert mit Einzelmolekül-Tracking ermöglicht die direkte Beobachtung und Quantifizierung von DNA-Protein-Interaktionen in lebenden Escherichia coli-Zellen.

Visualisierung von Protein-DNA-Wechselwirkungen in der lebenden Bakterienzellen Verwendung Photoactivated Einzelmolekül-Tracking

Hier beschreiben wir die Instrumentierung und Verfahren zum Nachweis einzelner fluoreszenzmarkierten Proteinmoleküle in Wechselwirkung mit einem einzelnen DNA-Molekül zwischen den zwei optisch eingeschlossene Mikrokügelchen suspendiert.

Die Kombination von Einzelmolekül-Imaging und Manipulation für das Studium der Protein-DNA-Wechselwirkungen

Wir stellen detaillierte Anweisungen für die Herstellung von monovalenten zielgerichteten Quantenpunkten (mQDs) aus Phosphorthioat-DNA definierter Länge zur Verfügung. Die DNA-Umhüllung erfolgt bei hoher Ausbeute, so dass die Produkte nicht gereinigt werden müssen. Wir demonstrieren die Verwendung des SNAP-Tags, um mQDs für Anwendungen zur Bildgebung lebender Zellen an Rezeptoren auf der Zelloberfläche zu richten.

Produktion und Targeting von Monovalenter Quantenpunkte

Elektronenspektroskopische Bildgebung kann Nukleinsäuren und Proteine mit Nanometerauflösung abbilden und unterscheiden. Es kann mit dem miniSOG-System kombiniert werden, das in der Lage ist, markierte Proteine in Transmissionselektronenmikroskopie-Proben spezifisch zu markieren. Den Einsatz dieser Technologien veranschaulichen wir am Beispiel von Doppelstrangbruch-Reparaturschwerpunkten.

Visualisierung von miniSOG Tagged DNA Reparaturproteine ​​in Kombination mit Electron spektroskopischen Bildgebung (ESI)

Hier wird gezeigt, wie der in situ Proximity Ligation Assay (PLA) verwendet werden kann, um die direkten Protein-Protein-Wechselwirkungen zwischen ATM und p53 in Suspensionszellkulturen, die genotoxischen Stress ausgesetzt sind, zu detektieren und zu visualisieren.

Nachweis und Visualisierung von DNA-schadeninduzierten Proteinkomplexen in Suspensionszellkulturen unter Verwendung des Proximity Ligation Assays

Nach DNA-Schäden aktivieren menschliche Zellen wichtige Reparaturwege, um die Integrität ihres Genoms wiederherzustellen. Hier beschreiben wir die Methode der indirekten Immunfluoreszenz als Mittel, um DNA-Reparaturproteine zu erkennen, ihre räumliche und zeitliche Rekrutierung zu analysieren und die Protein-Protein-Interaktion an den Stellen von DNA-Schäden zu begutachten.

Visualisierung der DNA-Reparaturproteine Interaktion durch Immunfluoreszenz

Mit Hilfe von Quantenpunkt-markierter DNA und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie können wir den Reaktionsmechanismus von Restriktionsendonukleasen untersuchen, während wir unmarkierte Proteine verwenden. Diese Einzelmolekültechnik ermöglicht die massiv gemultiplexte Beobachtung einzelner Protein-DNA-Wechselwirkungen, und Daten können gepoolt werden, um gut bevölkerte Verweilzeitverteilungen zu erzeugen.

Einzelmolekül-Verweilzeitanalyse der Restriktionsendonuklilease-vermittelten DNA-Spaltung

Das vorliegende Protokoll zeigt eine modifizierte Methode zum Nachweis und zur Quantifizierung von DNA-Protein-Crosslinks (DPCs) und deren posttranslationalen Modifikationen (PTMs), einschließlich Ubiquitylierung, SUMOylierung und ADP-Ribosylierung, die durch Topoisomerase-Inhibitoren und Formaldehyd induziert werden, wodurch die Bildung und Reparatur von DPCs und ihren PTMs untersucht werden kann.

Quantitativer Nachweis von DNA-Protein-Vernetzungen und deren posttranslationale Modifikationen

Dieses Protokoll demonstriert die Durchführung eines Einzelmolekül-Assays zur Live-Visualisierung der DNA-Abwicklung durch CMG-Helikase. Sie beschreibt (1) die Herstellung eines DNA-Substrats, (2) die Reinigung der fluoreszenzmarkierten Drosophila melanogaster CMG-Helikase, (3) die Vorbereitung einer mikrofluidischen Durchflusszelle für die Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie (TIRF) und (4) den Einzelmolekül-DNA-Entwindungsassay.

Einzelmolekül-Echtzeit-Visualisierung der DNA-Abwicklung durch CMG-Helikase

Erfahren Sie die Visualisierung von DNA-Protein-Interaktionen auf Einzelmolekülebene mit TIRFM und Qdot-markierten Proteinen. Diese Methode ermöglicht präzise Einblicke in molekulare Mechanismen der DNA-Replikation.

Visualisierung der Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und ortspezifisch modifizierte λ-DNA auf der Einzelmolekül-Ebene (Video) | JoVE Journal

Visualisierung der Interaktion zwischen dem Qdot-markierten Protein und ortspezifisch modifizierte λ-DNA auf der Einzelmolekül-Ebene

Weitere Videos entdecken